W niniejszym opracowaniu szczegółowo opisano metodologię szybkiej izolacji komórek dendrytycznych (DCs) oraz makrofagów z jelit myszy. Charakterystyka fenotypowa jelitowych komórek dendrytycznych i makrofagów jest przeprowadzana za pomocą wielokolorowej analizy cytometrycznej, natomiast wzbogacanie za pomocą kulek magnetycznych z następującym po nim sortowaniem komórek jest stosowane w celu uzyskania populacji o wysokiej czystości do badań funkcjonalnych.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Izolacja i charakterystyka komórek dendrytycznych oraz makrofagów z jelit myszy
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
W jelitach znajdują się unikalne populacje wrodzonych i adaptacyjnych komórek odpornościowych, które biorą udział w promowaniu tolerancji wobec flory komensalnej i antygenów pokarmowych, pozostając jednocześnie w gotowości do wywołania odpowiedzi zapalnej przeciwko patogenom inwazyjnym1,2. Komórki prezentujące antygen, w szczególności komórki dendrytyczne (DCs) i makrofagi, odgrywają kluczową rolę w utrzymywaniu homeostazy immunologicznej jelit dzięki zdolności do wykrywania mikrobioty i odpowiedniego reagowania na nią3-14. Efektywna izolacja jelitowych komórek dendrytycznych i makrofagów jest krytycznym krokiem w charakteryzowaniu fenotypu i funkcji tych komórek. Choć opisano wiele skutecznych metod izolacji odpornościowych komórek jelitowych, w tym komórek dendrytycznych i makrofagów6,10,15-24, wiele z nich opiera się na długim czasie trawienia, co może negatywnie wpływać na ekspresję antygenów powierzchniowych, żywotność i/lub wydajność komórkową. W niniejszej pracy szczegółowo opisujemy metodologię szybkiej izolacji dużych liczb żywotnych komórek dendrytycznych i makrofagów jelitowych. Charakteryzacja fenotypowa jelitowych komórek dendrytycznych i makrofagów jest przeprowadzana poprzez bezpośrednie barwienie izolowanych komórek jelitowych specyficznymi przeciwciałami monoklonalnymi znakowanymi fluorescencyjnie do wielokolorowej analizy cytometrycznej. Ponadto, do badań funkcjonalnych izolowane są wysokiej czystości populacje komórek dendrytycznych i makrofagów z wykorzystaniem magnetycznego sortowania komórek przy użyciu kulek CD11c i CD11b, a następnie za pomocą sortowania komórkowego.
Protokół
1. Disekcja i dysocjacja komórek nabłonka jelitowego
Przygotowanie odczynników i sprzętu:
- Podgrzej PBS pozbawiony Ca2+/Mg2+ (CMF PBS) do temperatury pokojowej.
- Podgrzej HBSS pozbawiony Ca2+/Mg2+ z 5% FBS (CMF HBSS/FBS) i 2mM EDTA do temperatury pokojowej.
- Podgrzej wytrząsarkę orbitalną do 37 °C.
Uwaga: Kroki od 1.1 do 1.7 należy wykonać tak szybko, jak to możliwe, aby zminimalizować stopień śmierci komórek i uzyskać maksymalną wydajność komórek.
- Uśmierć myszy w komorze z CO2 i spryskaj brzuch oraz klatkę piersiową 70% etanolem.
- Za pomocą nożyczek wykonaj niewielkie poziome nacięcie na środku brzucha i odchyl skórę, aby odsłonić otrzewną.
- Oddziel żołądek od górnego odcinka jelita cienkiego, przecinając zwieracz odgrodowy. Za pomocą pincety odsuń krezkę i przetnij ponownie w miejscu zastawki krętnowo-kątniczej, aby oddzielić całe jelito cienkie od jelita grubego. Wykonaj cięcie w obrębie brzegu odbytu i ponownie rozdziel krezkę, aż jelito grube zostanie uwolnione.
- Rozetnij okrężnicę wzdłużno nożyczkami i wypłucz zawartość kałową oraz śluz z światła jelita w CMF PBS w temperaturze pokojowej.
- Używając nożyczek i pincety, makroskopowo wypreparuj kępki Peyera wzdłuż powierzchni antykrezkowej jelita cienkiego, a następnie rozetnij jelito cienkie wzdłuż.
- Wypłucz zawartość kałową i śluz ze światła jelita cienkiego w CMF PBS w temperaturze pokojowej.
- Pokrój osobno jelito cienkie i grube na kawałki o długości około 1,5 cm i umieść je w oddzielnych probówkach stożkowych 50 ml zawierających 30 ml podgrzanego CMF HBSS/FBS i 2mM EDTA. Nie umieszczaj więcej niż jednego jelita w probówce stożkowej 50 ml.
- Umieść każdą probówkę stożkową 50 ml poziomo w wytrząsaczce orbitalnej i inkubuj przy 250 rpm przez 20 min w temperaturze 37 °C.
- Umieść pojedyncze sito z drucianej siatki nad naczyniem na odpady i przelej zawartość każdej probówki stożkowej 50 ml, aby odzyskać 1,5 cm kawałki jelita, a następnie umieść je w oddzielnych probówkach stożkowych 50 ml zawierających 30 ml podgrzanego CHBSS/FBS z 2 mM EDTA.
- Powtórz krok 1.8.
2. Trawienie tkanek i izolacja komórek jelitowych
Przygotowanie odczynników i sprzętu:
- Roztwór kolagenazy: 1.5 mg/ml kolagenazy typu VIII rozpuszczonej w uprzednio ogrzanym CMF HBSS/FBS z dodatkiem 40 μg/ml DNazy I.
- Uprzednio ogrzane CMF HBSS/FBS oraz 2mM EDTA.
- Uprzednio ogrzany inkubator z wytrząsarką orbitalną w temperaturze 37 °C.
- Lodowate CMF HBSS/FBS.
- Po drugim cyklu wstrząsania przelać zawartość każdej probówki stożkowej 50 ml przez sitko i przenieść 1,5 cm fragmenty jelita do małej plastikowej łódki wagowej, po uprzednim osuszeniu nadmiaru pożywki ręcznikiem papierowym.
- Szybko posiekać 1,5 cm fragmenty jelita nożyczkami bezpośrednio w łódce wagowej i dodać posiekane jelito do 20 ml roztworu kolagenazy. Umieścić każdą probówkę stożkową 50 ml w pozycji poziomej w wytrząsarce orbitalnej i inkubować w celu trawienia przy 200 rpm przez 10-20 min w temperaturze 37 °C. Prosimy zapoznać się z poniższą dyskusją dotyczącą optymalizacji.
- Krótko wymieszać na wirówce typu vortex, aby zapewnić całkowitą dysocjację pozostałej tkanki jelitowej, a następnie przefiltrować przez sitko komórkowe 100 μm bezpośrednio do probówki stożkowej 50 ml.
- Uzupełnić każdą probówkę stożkową 50 ml do pełna CMF HBSS/FBS i odwirować przy 1500 rpm przez 5 min w temperaturze 4 °C. Jeśli po odwirowaniu próbek okrężnicy nie zaobserwowano stałego osadu, próbki należy odwirować ponownie przez 3,5 min. Powtórzyć ten etap płukania jeszcze raz.
- Odlać supernatant, resuspender osad komórkowy w lodowatym CMF HBSS/FBS i umieścić próbki na lodzie.
- Przejść do sekcji 3 w celu akwizycji/analizy FACS lub do sekcji 4 w celu wzbogacania za pomocą kulek magnetycznych do szybkich sortowań komórek.
3. Barwienie przeciwciałami do wielokolorowej analizy cytometrycznej komórek dendrytycznych i makrofagów
Przygotowanie odczynników i sprzętu:
- Schłodzony w lodzie bufor CMF PBS.
- Schłodzony w lodzie bufor do barwienia (CMF PBS + 5% FBS).
- Przygotować barwnik do martwych komórek w schłodzonym w lodzie buforze CMF PBS w rozcieńczeniu 1:1000, używając zestawu LIVE/DEAD Fixable Aqua Dead Cell Stain Kit.
- Przygotować koktajl przeciwciał do barwienia, dodając następujące znakowane fluorescencyjnie przeciwciała monoklonalne (mAbs) do schłodzonego w lodzie buforu do barwienia: CD45-PerCP, CD103-PE, CD11c-APC, MHC-II (I-Ab)-Alexa Fluor 700, CD11b-eFluor 450, F4/80-PE-Cy7.
- Przenieś komórki do polistyrenowej probówki o okrągłym dnie (FACS) o pojemności 5 ml.
- Przemyj komórki dwukrotnie w schłodzonym do temperatury lodu CMF PBS.
- Inkubuj próbki z barwnikiem do martwych komórek przez 15 min na lodzie w ciemności.
- Przemyj komórki dwukrotnie w schłodzonym do temperatury lodu CMF PBS.
- Zablokuj komórki przeciwciałem 2.4G2 anti-FcγRIII/II w schłodzonym do temperatury lodu buforze do barwienia przez 10 min na lodzie.
- Przemyj komórki w schłodzonym do temperatury lodu buforze do barwienia.
- Inkubuj próbki z koktajlem przeciwciał barwiących przez 20 min na lodzie w ciemności.
- Przemyj komórki dwukrotnie schłodzonym do temperatury lodu buforem do barwienia, resuspenduj próbki w 400 μl schłodzonego do temperatury lodu buforu do barwienia i przefiltruj przez nakrętkę z filtrem 40 μm na probówkach FACS.
- Przeprowadź pomiar próbek na cytometrze LSR II (BD) zgodnie ze strategią bramkowania opisaną w sekcji 5 oraz na Rysunku 1.
4. Wzbogacanie frakcji komórek dendrytycznych i makrofagów z jelita
Przygotowanie odczynników i sprzętu:
- Lodowaty bufor barwiący (CMF PBS + 5% FBS).
- Inkubować zawiesinę pojedynczych komórek otrzymaną w kroku 2.5 z kuleczkami MACS CD11b i CD11c zgodnie z instrukcją producenta.
- Przemyć komórki lodowatym buforem do barwienia, a następnie odwirować.
- Odlać supernatant i resuspendować osad komórkowy w 1 mL lodowatego buforu do barwienia, a następnie przepuścić przez sitko komórkowe 100 μm, a następnie przez sitko komórkowe 40 μm.
- Wzbogacić frakcję komórek związanych z kuleczkami magnetycznymi poprzez selekcję pozytywną przy użyciu kolumny magnetycznej MACS LS.
- Powtórzyć krok 4.2 i odlać supernatant.
- Inkubować komórki z przeciwciałami monoklonalnymi (mAbs) przeciwko markerom powierzchniowym, zgodnie z opisem w kroku 3.7.
- Dwukrotnie przemyć komórki wzbogacone kuleczkami magnetycznymi lodowatym buforem do barwienia. Resuspendować osady komórkowe w 500 μL lodowatego buforu do barwienia bez azotku sodu i przepuścić przez sitko komórkowe 40 μm do probówki do FACS.
- Przeprowadzić sortowanie FACS za pomocą sortera komórek BD ARIA II w celu wyizolowania interesujących podgrup jelitowych komórek dendrytycznych (DC) i/lub makrofagów.
5. Strategia bramkowania dla APC z płata wątrobowego
Uwaga: Należy pamiętać, że niebarwione komórki jelitowe mogą zostać wykorzystane jako kontrola negatywna, aby pomóc w prawidłowym ustawieniu bram rozdzielających populacje pozytywne i negatywne.
- Zgodnie z Rysunkiem 1, należy utworzyć wykres kropkowy i wykluczyć komórki wykazujące pozytywny wynik barwienia na martwe komórki (Rys. 1A), a następnie wykluczyć zdarzenia będące dubletami (Rys. 1B i C). Następnie należy wyznaczyć bramkę dla interesujących nas komórek na podstawie rozpraszania światła w przód (FSC) i pod kątem (SSC), upewniając się, że wykluczono debris (Rys. 1D).
- Należy utworzyć kolejny wykres kropkowy i dodatkowo wyznaczyć bramkę dla komórek CD45+ oraz I-Ab+, co pozwala na fenotypową charakterystykę APC (Rys. 1E).
- Na osobnym wykresie kropkowym należy przeanalizować ekspresję CD11b i CD11c w celu odróżnienia specyficznych podzbiorów DC i makrofagów (R1, R2 i R3; Rys. 1F). Komórki w obszarze R1 to komórki CD11c+ CD11bdull/-. Obszar R2 został wyznaczony tak, aby komórki te posiadały poziom ekspresji powierzchniowej CD11c podobny do komórek w R1, ale komórki z R2 wykazują również ekspresję CD11b. Następnie obszar R3 został wyznaczony dla komórek, które są CD11b+ oraz CD11cdull/-.
- Obszary R1, R2 i R3 należy poddać dalszej analizie pod kątem ekspresji F4/80 i CD103, aby odpowiednio zróżnicować populacje makrofagów i DC. Komórki CD11c+ CD11bdull/- z R1 wykazują wysoką ekspresję integryny αE (CD103) oraz niską ekspresję F4/80 (Rys. 1G). Komórki CD11b+CD11c+ z R2 składają się zarówno z DC, jak i makrofagów, co wynika z ich dychotomicznej ekspresji CD103 i F4/80 (Rys. 1H). Na koniec, komórki CD11b+CD11cdull/- z R3 stanowią makrofagi, bazując na profilu fenotypowym F4/80+ i CD103- (Rys. 1I)16.
6. Reprezentatywne wyniki
Rycina 1. Strategia bramkowania dla komórek dendrytycznych i makrofagów jelitowych. W pierwszej kolejności z analizy wykluczono komórki martwe (A) oraz dublety (B i C), a następnie komórki jelita cienkiego bramkowano odpowiednio według rozproszenia światła przedniego i bocznego (D); komórki APC zdefiniowano jako CD45+I-Ab+(E). Makrofagi i komórki dendrytyczne zidentyfikowano na podstawie ekspresji CD11b i CD11c (F). Przeanalizowano ekspresję CD103 i F4/80 dla komórek uprzednio bramkowanych na populacje R1 (G), R2 (H) i R3 (I).
Rycina 2. Wydajność uzyskiwania komórek i jakość barwienia przeciwciał zależą od czasu trawienia. Wzór barwienia CD11b i CD11c oraz całkowita wydajność komórek w przypadku tkanki jelitowej niedostatecznie (A, D), optymalnie (B, E) lub nadmiernie strawionej (C, F).
Komórki jelitowe wyizolowano z jelita cienkiego myszy C57BL/6, a komórki DC i makrofagi analizowano metodą FACS przy użyciu BD LSR II. Napięcie i kompensację ustawiono z wykorzystaniem niebarwionych oraz barwionych pojedynczym fluorochromem splenocytów. Z analizy w pierwszej kolejności wykluczono martwe komórki (Ryc. 1A) oraz dublety (Ryc. 1B i C). Następnie analizowano komórki zainteresowania pod kątem rozpraszania światła w przód i pod kątem (Ryc. 1D), a następnie wyznaczono bramkę dla komórek CD45+ i I-Ab+ (Ryc. 1E). Następnie oceniono ekspresję CD11b i CD11c wśród komórek CD45+I-Ab+, aby wyznaczyć trzy regiony (R1, R2 i R3; Ryc. 1F). W trzech regionach oceniono ekspresję CD103 i F4/80, aby odpowiednio odróżnić komórki DC od makrofagów. Komórki CD11c+ CD11bdull/- z regionu R1 wykazywały wysoką ekspresję integryny αE, CD103 oraz niską ekspresję F4/80 (Ryc. 1G). Komórki CD11b+CD11c+ z regionu R2 składały się zarówno z komórek DC, jak i makrofagów, co oparto na dychotomicznej ekspresji CD103 i F4/80 (Ryc. 1H), podczas gdy komórki CD11b+CD11cdull/- z regionu R3 stanowią makrofagi na podstawie profilu fenotypowego F4/80+ i CD103- (Ryc. 1I)16. Makrofagi w bramce R2 oraz makrofagi w bramce R3 mają podobne właściwości rozpraszania światła w przód i pod kątem i są rozróżnialne na podstawie ekspresji CD11c. Funkcjonalna dychotomia tych subpopulacji pozostaje nie do końca poznana.
Zależność między czasem trawienia tkanki a całkowitą liczbą uzyskanych komórek oraz ekspresją CD11b i CD11c przedstawiono na Rysunku 2. Tkanka jelitowa trawiona przez 3 min (niedostateczne trawienie) dała niską całkowitą liczbę komórek (Rys. 2D), a w konsekwencji niewielką liczbę komórek dendrytycznych (DCs) i makrofagów dostępnych do charakterystyki (Rys. 2A). Trawienie tkanki przez 11 min pozwoliło uzyskać wysoką wydajność żywych komórek (Rys. 2E), przy czym populacje DCs i makrofagów wykazywały wysoką ekspresję CD11b i CD11c oraz były od siebie wyraźnie odróżnialne fenotypowo (Rys. 2C). W przeciwieństwie do tego, trawienie przez 50 min (nadmierne trawienie) doprowadziło do uzyskania podobnej liczby komórek w porównaniu z trawieniem zoptymalizowanym (Rys. 2E i F), jednak rozróżnienie poszczególnych populacji komórek przy użyciu CD11b i CD11c stało się mniej wyraźne, ponieważ ekspresja CD11c zmalała (Rys. 2C), a liczba martwych komórek wzrosła (dane nie zostały przedstawione).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Rycina 3. Czynniki istotne dla optymalizacji uzysku komórek i ekspresji antygenów powierzchniowych. Uzysk komórek oraz ekspresja antygenów powierzchniowych zależą bezpośrednio od czasu trwania trawienia tkanki, specyficznych właściwości kolagenazy, stopnia rozdrobnienia tkanki oraz obec...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Nie zgłoszono żadnych konfliktów interesów.
Podziękowania
Dziękujemy Aaronowi Rae (Katedra Pediatrii Uniwersytetu Emory oraz Flow Core w Children's Healthcare of Atlanta) za sortowanie komórek. Praca ta była wspierana przez grant NIH AA01787001, nagrodę Career Development Award przyznaną przez Crohn's and Colitis Foundation of America oraz grant zalążkowy Emory-Egleston Children's Research Center przyznany T.L.D.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| 1X PBS, Ca2+2+- i Mg2+-wolny | |||
| Zrównoważony roztwór soli Hanksa (HBSS) z czerwienią fenolową | Fisher Scientific | SH3001603 | |
| Wodorowęglan sodu | Sigma-Aldrich | S6014 | |
| 1M HEPES w 0,85% NaCl | Lonza Inc. | 17-737E | |
| płodowa surowica bydlęca (FBS) | Atlanta Biologicals | S11150H | Inaktywowany termicznie |
| 0,5 M EDTA (pH 8,0) | Cellgro | 46-034-CI | |
| Kolagenaza typu VIII | Sigma-Aldrich | C2139 | |
| DNaza I | Grupa Roche | 14785000 | Roztwór zapasu: 100 mg/ml |
| Zestaw do barwienia martwych komórek LIVE/DEAD Fixable Aqua do wzbudzenia 405 nm | Invitrogen | L34957 | Stosować w rozcieńczeniu 1:1000 |
| przeciwciało monoklonalne CD45-PerCP (30F11) | BD Biosciences | 557235 | Stosować w rozcieńczeniu 1:100 |
| przeciwciało monoklonalne CD103-PE (M290) | BD Biosciences | 557495 | Stosować w rozcieńczeniu 1:100 |
| Fcγprzeciwciało monoklonalne RIII/II (2.4G2) | BD Biosciences | 553141 | Stosować w rozcieńczeniu 1:200 |
| przeciwciało monoklonalne CD11c-APC (N418) | eBioscience | 17-0114-82 | Stosować w rozcieńczeniu 1:100 |
| przeciwciało monoklonalne przeciwko MHC-II (I-Ab) znakowane Alexa Fluor 700 | eBioscience | 56-5321-82 | Stosować w rozcieńczeniu 1:100 |
| przeciwciało monoklonalne CD11b-eFluor 450 (M1/70) | eBioscience | 48-0112-82 | Stosować w rozcieńczeniu 1:200 |
| przeciwciało monoklonalne F4/80-PE-Cy7 (BM8) | eBioscience | 25-4801-82 | |
| mikrokule CD11b | Miltenyi Biotec | 130-049-601 | |
| mikrokule CD11c | Miltenyi Biotec | 130-052-001 | |
| probówki stożkowate 50 ml | BD Biosciences | 352098 | |
| Sito z pojedynczą siatką drucianą | Chefmate | ||
| Mała łódeczka ważeniowa | Fisher Scientific | 08-732-116 | |
| 100 μsito do komórek o oczkach m | BD Biosciences | 352360 | |
| 40 μsito do komórek m | BD Biosciences | 352340 | |
| probówki polistyrenowe z okrągłym dnem o pojemności 5 ml | BD Biosciences | 352235 | Stosować w rozcieńczeniu 1:100 |
| stołowy wytrząsarka orbitalna MaxQ 4450 | Thermo Fisher Scientific, Inc. | ||
| kolumna LS MACS | Miltenyi Biotec | 130-042-401 | |
| LSR II | BD Biosciences | ||
| FACSAria II | BD Biosciences |
Bibliografia
- Maloy, K. J., Powrie, F. Intestinal homeostasis and its breakdown in inflammatory bowel disease. Nature. 474, 298-306 (2011).
- Nagler-Anderson, C., Terhoust, C., Bhan, A. K., Podolsky, D. K. Mucosal antigen presentation and the control of tolerance and immunity. Trends Immunol. 22, 120-122 (2001).
- Abraham, C., Medzhitov, R. Interactions between the host innate immune system and microbes in inflammatory bowel disease. Gastroenterology. 140, 1729-1737 (2011).
- Macdonald, T. T., Monteleone, I., Fantini, M. C., Monteleone, G. Regula tine. Gastroenterology. 140, 1768-1775 (2011).
- Rescigno, M. Intestinal dendritic cells. Adv. Immunol. 107, 109-138 (2010).
- Platt, A. M., Bain, C. C., Bordon, Y., Sester, D. P., Mowat, A. M. An independent subset of TLR expressing CCR2-dependent macrophages promotes colonic inflammation. J. Immunol. 184, 6843-6854 (2010).
- Coombes, J. L., Powrie, F. Dendritic cells in intestinal immune regulation. Nat. Rev. Immunol. 8, 435-446 (2008).
- Kelsall, B. Recent progress in understanding the phenotype and function of intestinal dendritic cells and macrophages. Mucosal Immunol. 1, 460-469 (2008).
- Pulendran, B., Tang, H., Denning, T. L. Division of labor, plasticity, and crosstalk between dendritic cell subsets. Curr. Opin. Immunol. 20, 61-67 (2008).
- Denning, T. L., Wang, Y. C., Patel, S. R., Williams, I. R., Pulendran, B. Lamina propria macrophages and dendritic cells differentially induce regulatory and interleukin 17-producing T cell responses. Nat. Immunol. 8, 1086-1094 (2007).
- Niess, J. H. CX3CR1-mediated dendritic cell access to the intestinal lumen and bacterial clearance. Science. 307, 254-258 (2005).
- Milling, S. W., Cousins, L., MacPherson, G. G. How do DCs interact with intestinal antigens. Trends Immunol. 26, 349-352 (2005).
- Bilsborough, J., Viney, J. L. Gastrointestinal dendritic cells play a role in immunity, tolerance, and disease. Gastroenterology. 127, 300-309 (2004).
- Stagg, A. J., Hart, A. L., Knight, S. C., Kamm, M. A. The dendritic cell: its role in intestinal inflammation and relationship with gut bacteria. Gut. 52, 1522-1529 (2003).
- Medina-Contreras, O. CX3CR1 regulates intestinal macrophage homeostasis, bacterial translocation, and colitogenic Th17 responses in mice. J. Clin. Invest. 121, 4787-4795 (2011).
- Denning, T. L. Functional Specializations of Intestinal Dendritic Cell and Macrophage Subsets That Control Th17 and Regulatory T Cell Responses Are Dependent on the T Cell/APC Ratio, Source of Mouse Strain, and Regional Localization. J. Immunol. , 187-733 (2011).
- Kim, Y. G. The Nod2 sensor promotes intestinal pathogen eradication via the chemokine CCL2-dependent recruitment of inflammatory monocytes. Immunity. 34, 769-780 (2011).
- Schulz, O. Intestinal CD103+, but not CX3CR1+, antigen sampling cells migrate in lymph and serve classical dendritic cell functions. J. Exp. Med. 206, 3101-3114 (2009).
- Jaensson, E. Small intestinal CD103+ dendritic cells display unique functional properties that are conserved between mice and humans. J. Exp. Med. 205, 2139-2149 (2008).
- Uematsu, S. Regulation of humoral and cellular gut immunity by lamina propria dendritic cells expressing Toll-like receptor 5. Nat. Immunol. 9, 769-776 (2008).
- Schenk, M., Bouchon, A., Seibold, F., Mueller, C. TREM-1--expressing intestinal macrophages crucially amplify chronic inflammation in experimental colitis and inflammatory bowel diseases. J. Clin. Invest. 117, 3097-3106 (2007).
- Sun, C. M. Small intestine lamina propria dendritic cells promote de novo generation of Foxp3 T reg cells via retinoic acid. J. Exp. Med. 204, 1775-1785 (2007).
- Kamada, N. Abnormally differentiated subsets of intestinal macrophage play a key role in Th1-dominant chronic colitis through excess production of IL-12 and IL-23 in response to bacteria. J. Immunol. 175, 6900-6908 (2005).
- Denning, T. L. CD4+ Th cells resembling regulatory T cells that inhibit chronic colitis differentiate in the absence of interactions between CD4 and class II MHC. J. Immunol. 171, 2279-2286 (2003).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
