Śmierć płodowa i okołoporodowa jest częstym zjawiskiem podczas badania zmian genetycznych wpływających na rozwój serca. Obrazowanie za pomocą ultradźwięków o wysokiej częstotliwości poprawiło rozdzielczość 2-D i może dostarczyć doskonałych informacji na temat wczesnego rozwoju serca, stanowiąc idealną metodę wykrywania wpływu na strukturę i funkcję serca przed śmiercią.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Echokardiografia płodowa myszy
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Myszy transgeniczne wykazujące nieprawidłowości w rozwoju i funkcji serca stanowią potężne narzędzie do zrozumienia molekularnych mechanizmów leżących zarówno u podstaw prawidłowej funkcji układu sercowo-naczyniowego, jak i patofizjologicznych podstaw ludzkich chorób układu krążenia. Śmierć płodu oraz śmierć w okresie okołoporodowym są częstymi zjawiskami podczas badania zmian genetycznych wpływających na rozwój serca 1-3. Aby zbadać rolę zmian genetycznych lub farmakologicznych we wczesnym rozwoju funkcji serca, obrazowanie ultradźwiękowe żywego płodu stało się ważnym narzędziem wczesnego rozpoznawania nieprawidłowości i prowadzenia obserwacji podłużnych. Nieinwazyjne obrazowanie ultradźwiękowe jest idealną metodą wykrywania i badania wad wrodzonych oraz ich wpływu na funkcję serca przed śmiercią 4. Pozwala ono na wczesne rozpoznanie nieprawidłowości u żywego płodu, a postęp choroby można śledzić wewnątrzmacicznie w ramach badań podłużnych 5,6. Do niedawna obrazowanie serc płodów myszy często wiązało się z metodami inwazyjnymi. Płód musiał zostać uśmiercony w celu wykonania mikroskopii rezonansu magnetycznego i mikroskopii elektronowej lub wyjęty chirurgicznie do mikroskopii prześwietleniowej. Wykazano, że zastosowanie sond wysokiej częstotliwości z konwencjonalnym obrazowaniem 2-D i dopplerowskim w trybie impulsowym pozwala na pomiary skurczu serca i częstotliwości akcji serca podczas rozwoju embrionalnego, a obecnie dostępne są bazy danych dotyczących prawidłowych zmian rozwojowych 6-10. Obrazowanie w trybie M dostarcza dodatkowo ważnych danych funkcjonalnych, choć odpowiednie płaszczyzny obrazowania są często trudne do uzyskania. Wysokoczęstotliwościowe obrazowanie ultradźwiękowe płodu poprawiło rozdzielczość 2-D i może dostarczyć doskonałych informacji o wczesnym rozwoju struktur serca 11.
Protokół
1. Przygotowanie myszy do obrazowania
- Przed badaniem obrazowym zanurzyć samicę w narkozie (2-3% izofluranu) w komorze indukcyjnej. Wyjąć zwierzę z komory indukcyjnej i natychmiast umieścić nos w masce nosowej podłączonej do systemu anestezji. Usunąć sierść od poziomu środka klatki piersiowej do kończyn dolnych (patrz Rysunek 1) za pomocą trymera. Pozostałą sierść na ciele usunąć kremem do depilacji. Krem do depilacji można stosować również bez użycia trymera; należy go dokładnie spłukać ze skóry po zastosowaniu, aby zapobiec podrażnieniom.
- Umieścić znieczuloną mysz w pozycji na plecach na podgrzewaczu z wbudowanymi odprowadzeniami EKG w celu utrzymania temperatury ciała (Rysunek 1). Nałożyć żel przewodzący na cztery łapy i przymocować je taśmą do elektrod EKG.
- Utrzymać stały poziom sedacji przez cały czas trwania procedury (1,0% do 1,5% izofluranu wymieszanego ze 100% O2). Poziom znieczulenia można regulować, aby utrzymać docelową częstotliwość akcji serca na poziomie 450 ± 50 uderzeń na minutę (bpm). Należy zwrócić szczególną uwagę na minimalizację dawki izofluranu oraz ograniczenie czasu sedacji do mniej niż jednej godziny.
- Ostrożnie wprowadzić sondę rektalną (po uprzednim nasmarowaniu), aby monitorować temperaturę ciała za pomocą podgrzewacza. Ważne jest utrzymanie temperatury ciała w wąskim zakresie (37,0 °C ± 0,5 °C). Kontrolowana anestezja i stała temperatura ciała są niezbędne dla stabilności hemodynamicznej matki oraz płodów.
Uwagi techniczne
Pozyskiwanie echokardiogramów płodowych może być wymagające. Dane uzyskane z tych badań mogą być obarczone błędem ze względu na reakcję na stres zarówno matki, jak i płodu. Idealnie temperatura zwierzęcia powinna być utrzymywana za pomocą podgrzewanej platformy obrazowej, krążącej maty grzewczej, lamp grzewczych lub autoregulowanych koców grzewczych. Ponadto zaleca się rutynowe stosowanie podgrzewanego żelu akustycznego. Chociaż główną kwestią w zakresie kontroli temperatury ciała jest zapobieganie hipotermii, równie istotne powinno być zapobieganie hipertermii. Nie monitorowane urządzenie grzewcze, takie jak zwykła mata grzewcza, lub bliskość oświetlenia halogenowego mogą doprowadzić do szybkiego i niebezpiecznego wzrostu temperatury ciała. Ponieważ znaczne wahania temperatury ciała w obu kierunkach narażają zwierzę na ryzyko, należy dołożyć wszelkich starań, aby utrzymać prawidłową temperaturę ciała.
Soniograf wykonujący obrazowanie musi unikać wywierania nadmiernego nacisku na jamę za pomocą przetwornika, ponieważ sama waga przetwornika może doprowadzić do zmiany funkcji serca. Czas akwizycji obrazów musi być również ograniczony do minimum (idealnie poniżej jednej godziny), aby zredukować fizjologiczne i hemodynamiczne zmiany wynikające z przedłużonej sedacji. Ponadto czas trwania i ekspozycja na isofluran podczas każdego badania muszą być ograniczone do minimum ze względu na potencjalne działanie teratogenne isofluranu 12.
2. Identyfikacja embrionów
- Obrazowanie rozpoczyna się, wykorzystując pęcherz matki jako punkt orientacyjny, przy czym płody w lewym i prawym rogu macicy są oznaczane jako L1, 2, 3, et cetera (strona lewa) oraz R1, 2, 3, et cetera (strona prawa) (patrz: Rycina 1C). Notowanie lokalizacji płodów jest pomocne przy odzyskiwaniu próbek po obrazowaniu.
- Próbki znajdujące się zbyt głęboko w jamie brzusznej są skanowane w celu udokumentowania ich obecności, lecz zostają wykluczone z analizy danych ze względu na niską rozdzielczość. Możliwość skanowania sąsiednich embrionów może pomóc w śledzeniu płodów (Rycina 2A).
- Płaszczyzny skanowania są modyfikowane poprzez zmianę orientacji myszy względem płaszczyzny skanu. Obrazy są pozyskiwane w dwóch płaszczyznach ortogonalnych dla każdego płodu (Rycina 2). Podejmowane są próby uzyskania widoków przybliżonych do płaszczyzn poprzecznej, czołowej lub strzałkowej, jednak ze względu na położenie macicy w jamie brzusznej czasami ogranicza się to do płaszczyzn skośnych. Obrót głowicy skanującej pozwala również na modyfikację orientacji bez konieczności przemieszczania samicy.
Kwestie techniczne
Chociaż ręczne prowadzenie głowicy jest możliwe podczas echokardiografii u dorosłych myszy, nie jest ono zalecane w przypadku obrazowania płodów. Identyfikacja płodów jest utrudniona ze względu na zmienną lokalizację w macicy, jej krętość oraz ruchomość. Aby zminimalizować trudności z lokalizacją płodów, niezbędne jest stosowanie stacjonarnego przetwornika (Rysunek 1) z minimalnym ruchem poza płaszczyzną poziomą matki.
3. Ocena struktury i funkcji
- Obrazy w trybie B są wykorzystywane do identyfikacji podstawowych struktur serca, takich jak przedsionki, przegroda międzykomorowa, komory oraz lewy i prawy trakt odpływu (Rysunek 2).
- Obrazy w trybie M są pozyskiwane z widoku w osi krótkiej i służą do pomiaru grubości ścian komór oraz wymiarów jam serca (Rysunek 3). Jeśli ze względu na ułożenie płodu nie można uzyskać prawidłowego ustawienia, do wyznaczenia procentowego skrócenia frakcyjnego (FS) można wykorzystać pomiary z obrazów w trybie B. Zmiany czasowe między końcowym wymiarem skurczowym lewej komory (LVESD) a końcowym wymiarem rozkurczowym lewej komory (LVEDD) w całym cyklu serca są wykorzystywane do obliczenia frakcji skrócenia (FS) według następującego wzoru:
%FS = [(LVEDD - LVESD) / LVEDD] x 100 - Lewą i prawą komorę identyfikuje się, skanując od głowy do ogona. Należy oznaczyć stronę lewą i prawą. Widoczne strumienie przepływu generowane przez echogeniczną krew płodu ułatwiają dokładne umieszczenie próbki objętości Dopplera w obrębie otworu mitralnego. Prędkość napływu do lewej komory jest mierzona w obrębie zastawek mitralnych w widoku czterojamowym koniuszkowym oraz w widoku długiej osi LV (Rysunek 4,C). Pomiary odpływu z aorty mogą służyć do pomiaru czasu wyrzutu skurczowego (Rysunek 4,D). Częstość akcji serca można obliczyć na podstawie pomiaru od jednego cyklu przepływu do kolejnego cyklu przepływu (Rysunek 4, C i D). Należy zadbać o wyrównanie kierunku przepływu krwi i wiązki Dopplera, aby zminimalizować kąt Dopplera. Wartości pomierzone powyżej kąta 60 stopni są niedokładne i należy ich unikać.
- Obrazy w trybie B są wykorzystywane do identyfikacji częstych strukturalnych wad wrodzonych, takich jak ubytki w przegrodzie międzykomorowej (Rysunek 5). Próbka objętości Dopplera w obrębie komór może posłużyć do zidentyfikowania przepływu przez przegrodę międzykomorową. Dodatkowe parametry, które można łatwo monitorować, obejmują wielkość płodu, częstość akcji serca, prędkości przepływu, wysięki w worku osierdziowym oraz obrzęk płodu. Ostateczna diagnoza konkretnych wad serca wymaga dodatkowej oceny podczas nekropsji i badania histopatologicznego.
Kwestie techniczne
Identyfikacja lewej i prawej komory w obrazowaniu serca płodu może być trudna ze względu na podobne wymiary jam komór podczas rozwoju. Jedną ze strategii jest ustalenie orientacji prawej i lewej strony płodu w czasie rzeczywistym poprzez przemieszczanie platformy obrazującej w płaszczyźnie poziomej. Identyfikacja pyszczka, pączków kończyn i kręgosłupa pomoże określić orientację lewo/prawo płodu. Jeśli to możliwe, śledzenie drogi odpływu do łuku lub wizualizacja głównej bifurkacji tętnicy płucnej pozwoli odpowiednio na identyfikację drogi odpływu z lewej komory lub drogi odpływu prawej. W przypadku każdego badanego płodu ważne jest odnotowanie ustalonej orientacji lewo-prawo na zapisanych obrazach.
Monitorowanie i opieka nad zwierzętami po obrazowaniu
Po zakończeniu obrazowania samica zostaje przeniesiona z powrotem do odpowiedniego lokum i monitorowana zgodnie ze standardowym instytucjonalnym protokołem pozabiegowym. Po tym zabiegu obrazowania nie jest wymagane podawanie leków przeciwbólowych. Przewiduje się pełny powrót do normalnej aktywności w ciągu pięciu minut.
4. Reprezentatywne wyniki echokardiografii płodowej
Opracowanie sond wysokoczęstotliwościowych (powyżej 8 MHz) pozwoliło komercyjnym urządzeniom echokardiograficznym osiągnąć rozdzielczość osiową wynoszącą około 0,2 mm oraz rozdzielczość boczna 0,3 mm przy powiększeniu obrazu i obrazowaniu na głębokości 1 cm. Większość niedawno opracowanych przetworników ma charakter liniowy, co pozwala uniknąć artefaktów pola bliskiego. Ostatnio opracowano mechaniczne sondy wysokoczęstotliwościowe (30-50 MHz), które są odpowiednie dla klatki piersiowej i częstotliwościtętna myszy, zapewniając rozdzielczość osiową około 50 μm na głębokości 5-12 mm. W ostatnim czasie sondy mechaniczne o wysokiej częstotliwości zostały wyposażone w funkcję kolorowego Dopplera, co umożliwia pełną ocenę funkcji komór i zastawek oraz identyfikację wad przeciekowych w sercu płodowym. Metody opisane w niniejszym opracowaniu są wykonywane na systemie VisualSonics Vevo 770 i mogą być stosowane w niemal wszystkich równoważnych systemach. Obecnie dostępne komercyjnie systemy ultradźwiękowe o ultra-wysokiej częstotliwości mogą pracować z częstotliwością 40 Hz przy maksymalnej głębokości obrazowania od 7 do 14 mm, z rozdzielczością boczną do 60 mm i osiową od 50 do 100 mm (Vevo770, VisualSonics, Inc.). Dla porównania kliniczny system ultradźwiękowy Acuson Sequoia pracuje z częstotliwością 60 Hz przy głębokości obrazowania 20 mm, z rozdzielczością osiową od 50 do 100 mm i boczną od 200 do 500 mm.
Ze względu na niewielki rozmiar serca płodu myszy, badania echokardiograficzne płodów myszy są technicznie wymagające. W przeciwieństwie do echokardiografii u dorosłych myszy, sonograf musi stosować niekonwencjonalne płaszczyzny obrazowania ultradźwiękowego, zdefiniowane przez osie ciała płodu. Krętość macicy również wpływa na orientację płodu i musi być wzięta pod uwagę. Ponadto naturalne ograniczenie głębokości penetracji ultradźwięków o bardzo wysokiej częstotliwości może utrudniać obrazowanie wszystkich osobników w ciążach z dużą liczbą płodów.
Strategia obrazowania ultradźwiękowego umożliwia wysokoprzepustowy screening wrodzonych wad serca oraz wad pozasercowych 7. Poza badaniem zmian genetycznych, technika ta może być wykorzystywana do wykrywania wad w badaniach farmakologicznych i toksykologicznych. Metodologia ta może również służyć jako narzędzie naprowadzające podczas procedur interwencyjnych, takich jak iniekcje lub pomiary ciśnienia w komorach 13.
Nieinwazyjny charakter超 fetalnego badania ultrasonograficznego jest korzystny nie tylko dlatego, że pozwala na ocenę funkcji sercowo-naczyniowej w warunkach fizjologicznych, ale także dlatego, że dostarcza kluczowych informacji fenotypowych w czasie rzeczywistym. Podłużne badanie serc embrionalnych, choć technicznie możliwe, pozostaje trudne z kilku powodów. Seryjne badanie tego samego płodu oraz jego identyfikacja podczas każdego badania jest utrudnione w przypadku braku ewidentnej wady strukturalnej. Ruchy macicy i płodu mogą całkowicie zmienić orientację badanego obiektu, co utrudnia śledzenie podłużne i pomiary kontrolne 14.
Choć echokardiografia jest potężną techniką identyfikacji nieprawidłowości serca, konkretna diagnoza strukturalnych wad serca wymaga dalszego szczegółowego fenotypowania poprzez nekropsję i histopatologię 15. Korelacja genotypu z konkretnym płodem wymaga pobrania płodów poprzez hysterotomię, najlepiej bezpośrednio po badaniu echo i podczas gdy matka jest nadal pod wpływem znieczulenia, aby zminimalizować zmiany w orientacji i położeniu embrionu.
W literaturze opisano normatywne wartości wymiarów i funkcji jam serca dla myszy w okresie embrionalnym; użytkownikom tej techniki zaleca się zapoznanie z cytowanymi referencjami w celu weryfikacji tych wartości 6-10. Ocena morfologii zastawek jest ograniczona przez rozdzielczość obrazu, jednak pomiary wymiarów pierścienia oraz pomiary prędkości przepływu w głównych naczyniach są możliwe już w dniu embrionalnym ED 9.5. Należy zadbać o odpowiednie ustawienie przetwornika względem kierunku przepływu krwi 10, 16.
Należy podkreślić, że wymiary serca różnią się w zależności od szczepu myszy, płci i wieku, a także szybko zmieniają się w różnych punktach czasowych rozwoju embrionalnego i przy różnych częstotliwościach akcji serca. Ważne jest, aby zweryfikować, czy grupy myszy są wyrównane pod względem tych parametrów. Obrazowanie płodów również różni się w zależności od szczepu myszy. Na przykład ciężarna samica CD-1 rutynowo posiada więcej embrionów w porównaniu do szczepu C57/BL6, co może utrudniać wizualizację wszystkich osobników. Z tych reasons w każdym eksperymencie zamiast wartości referencyjnych należy stosować grupy kontrolne dopasowane pod względem wieku i szczepu. Ponadto pomiary poszczególnych parametrów, takich jak koniecrozkurczowy wymiar lewej komory oraz grubość ściany tylnej, mogą różnić się u zdrowych myszy o nawet 25% 8.
Rysunek 1. Przegląd układu z wykorzystaniem systemu VisualSonics Vevo 770. (A) Zintegrowany system szynowy VisualSonics z jednostką monitorowania fizjologicznego. (B) Mysz jest ustawiona i odpowiednio unieruchomiona na podgrzewanej platformie. Kończyny są przytwierdzone taśmą do elektrod EKG. (C) Schemat ciążnej myszy i rozmieszczenie embrionów. Liczba embrionów w każdym rogu macicy może się znacznie różnić, podobnie jak orientacja płodu. (D) Ustawiona samica na platformie obrazującej ze strzałkami wskazującymi płaszczyzny manipulacji (oś X i oś Y) służące do przemieszczania samicy podczas obrazowania. Oś Z odnosi się do ruchu przetwornika w górę i w dół (zgodnie ze strzałką w panelu B). B, pęcherz moczowy; L, lewo; R, prawo.
Rysunek 2. Reprezentatywne obrazy w trybie B. Na tym rysunku przedstawiono reprezentatywne obrazy w trybie B płodu w 14,5 dniu embrionalnym. (A) Wizualizacja dwóch sąsiadujących płodów. Ramki wskazują lokalizację serca płodu. (B) Punkty orientacyjne w anatomii płodu służące do wyznaczenia orientacji. Serce w 14,5 dniu embrionalnym w widoku czterojamowym (C), widok w osi krótkiej lewej i prawej komory (D), odpływ z prawej komory i tętnica płucna (PA) (E) oraz droga odpływu z lewej komory (LVOT) i aorta (F).
Rycina 3. Reprezentatywna ocena funkcji komór. Rycina ta zawiera reprezentatywne obrazy dwuwymiarowej echokardiografii w widoku osi długiej serca w 14,5 dniu embrionalnym (A) oraz widoku czterojamowym (B). (C) Zapis w trybie M z liniami wskazującymi wewnętrzną średnicę prawej i lewej komory w rozkurczu (R/LVIDd) i skurczu (R/LVIDs) z płaszczyzny obrazu czterojamowego. Widoczna jest również przegroda międzykomorowa (IVS).
Rycina 4. Reprezentatywna ocena dopplerowska. Rycina zawiera reprezentatywne obrazy dwuwymiarowej echokardiografii serca w 14,5 dniu embrionalnym w widoku czterojamowym koniuszkowym (A). Obrysowano lewy przedsionek i jamę lewej komory. (B) Reprezentatywne rozmieszczenie objętości próbkowania Dopplera impulsowego do zapisu przepływu przez zastawkę mitralną. (C) Wzorce Dopplera dla przepływu mitralnego, z których można zmierzyć prędkości wczesnego rozkurczowego wypełnienia (oznaczone jako „E”) oraz skurczu przedsionka (oznaczone jako „A”). (D) Reprezentatywny przebieg fali Dopplera w aorcie. Jet Dopplera w aorcie może być wykorzystany do pomiaru czasu wyrzutu (ET). Częstotliwość akcji serca (HR) można obliczyć na podstawie pomiaru od jednego cyklu przepływu do następnego cyklu przepływu. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną rycinię.
Rycina 5. Reprezentatywna detekcja ubytku w przegrodzie międzykomorowej. Ta rycina zawiera reprezentatywne obrazy w trybie B serca w 14,5 dniu embrionalnym w widoku czterojamowym z wierzchołkiem (A), z zaznaczonymi jamami prawej i lewej komory w (B). Zwróć uwagę na obecność przegrody międzykomorowej. (C) Przekrój poprzeczny obrazowanego serca barwiony hematoksyliną i eozyną. (D) Obraz w trybie B serca w 14,5 dniu embrionalnym z ubytkiem w przegrodzie międzykomorowej (VSD) wskazanym strzałką. (E) Jamy prawej i lewej komory są zaznaczone z nałożonym obszarem próbkowania Dopplera impulsowego w celu zapisu przepływu przez przegrodę międzykomorową. (F) Przekrój poprzeczny obrazowanego serca barwiony hematoksyliną i eozyną po pobraniu preparatu. (G) Nałożone rozmieszczenie obszaru próbkowania Dopplera impulsowego do zapisu przepływu przez przegrodę międzykomorową. (H) Reprezentatywny zapis Dopplera z (G) wykazujący przepływ z lewej do prawej komory. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną rycinę.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Zdolność do wykonywania pomiarów seryjnych oraz wykrywania płodów zmutowanych z wadami serca podkreśla użyteczność echokardiografii w badaniu prawidłowego i nieprawidłowego rozwoju układu sercowo-naczyniowego. Analiza struktury i funkcji serca in vivo stała się integralną częścią opisu genetycznych i niegenetycznych modyfikacji prawidłowego rozwoju płodu. Dostępność Dopplera sterowanego obrazem 2D umożliwia monitorowanie częstotliwości akcji serca i wzorców przepływu krwi przy jednoczesnym uzyskiwaniu obrazów w ...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Brak zadeklarowanych konfliktów interesów.
Podziękowania
GHK jest wspierany przez NIH/NHLBI K08-HL098565 oraz Instytut Badań nad Układem Sercowo-Naczyniowym Uniwersytetu w Chicago. Wszystkie opisane metody eksperymentalne zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Korzystania ze Zwierząt na Uniwersytecie w Chicago.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| System obrazowania Vevo 770 (Toronto, Kanada) | VisualSonics | ||
| Przetwornik MHz | RMV707B15-45 | ||
| Waporyzator izofluranu | Tec 3 | ||
| Izofluran | 2-chloro-2-(difluoromethoxy)-1,1,1-trifluoro-ethane |
Bibliografia
- Wessels, A., Sedmera, D. Developmental anatomy of the heart: a tale of mice and man. Physiol. Genomics. 15, 165(2003).
- Snider, P., Conway, S. J. Probing human cardiovascular congenital disease using transgenic mouse models. Prog. Mol. Biol. Transl. Sci. 100, 83(2011).
- Clark, K. L., Yutzey, K. E., Benson, D. W. Transcription factors and congenital heart defects. Annu. Rev. Physiol. 68, 97(2006).
- Leatherbury, L., Yu, Q., Lo, C. W. Noninvasive phenotypic analysis of cardiovascular structure and function in fetal mice using ultrasound. Birth Defects Res C Embryo Today. 69, 83(2003).
- Spurney, C. F., Lo, C. W., Leatherbury, L. Fetal mouse imaging using echocardiography: a review of current technology. Echocardiography. 23, 891(2006).
- Spurney, C. F., Leatherbury, L., Lo, C. W. High-frequency ultrasound database profiling growth, development, and cardiovascular function in C57BL/6J mouse fetuses. J. Am. Soc. Echocardiogr. 17, 893(2004).
- Shen, Y., et al. Cardiovascular phenotyping of fetal mice by noninvasive high-frequency ultrasound facilitates recovery of ENU-induced mutations causing congenital cardiac and extracardiac defects. Physiol. Genomics. 24, 23(2005).
- Yu, Q., Leatherbury, L., Tian, X., Lo, C. W. Cardiovascular assessment of fetal mice by in utero echocardiography. Ultrasound Med. Biol. 34, 741(2008).
- Linask, K. K., Huhta, J. C. Use of Doppler echocardiography to monitor embryonic mouse heart function. Methods Mol. Biol. 135, 245(2000).
- Hinton, R. B., et al. Mouse heart valve structure and function: echocardiographic and morphometric analyses from the fetus through the aged adult. Am. J. Physiol Heart Circ. Physiol. 294, H2480(2008).
- Gui, Y. H., Linask, K. K., Khowsathit, P., Huhta, J. C. Doppler echocardiography of normal and abnormal embryonic mouse heart. Pediatr. Res. 40, 633(1996).
- Purssell, E., et al. Noninvasive high-resolution ultrasound reveals structural and functional deficits in dimethadione-exposed fetal rat hearts in utero. Birth Defects Res. B Dev. Reprod. Toxicol. , (2011).
- Le, V. P., Kovacs, A., Wagenseil, J. E. Measuring Left Ventricular Pressure in Late Embryonic and Neonatal Mice. J. Vis. Exp. (60), e3756(2012).
- Ji, R. P., Phoon, C. K. Noninvasive localization of nuclear factor of activated T cells c1-/- mouse embryos by ultrasound biomicroscopy-Doppler allows genotype-phenotype correlation. J. Am. Soc. Echocardiogr. 18, 1415(2005).
- Kim, G. H., Samant, S. A., Earley, J. U., Svensson, E. C. Translational control of FOG-2 expression in cardiomyocytes by microRNA-130a. PLoS One. 4, e6161(2009).
- Momoi, N., et al. Modest maternal caffeine exposure affects developing embryonic cardiovascular function and growth. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 294, H2248(2008).
- Tobita, K., Liu, X., Lo, C. W. Imaging modalities to assess structural birth defects in mutant mouse models. Birth Defects Res. C Embryo Today. 90, 176(2010).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
