Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Pomiary ciśnienia skurczowego prawej komory w połączeniu z pobieraniem próbek płuc i tkanek immunologicznych u myszy

25.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/50023

⸱

16 stycznia 2013

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Environmental Medicine, New York University School of Medicine, Tuxedo, 2Division of Allergy, Pulmonary, & Critical Care Medicine, Department of Medicine, Vanderbilt University Medical Center, 3Division of Pulmonary Medicine, New York University School of Medicine

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Specyficzny i szybki protokół do jednoczesnego badania funkcji prawego serca, zapalenia płuc i odpowiedzi immunologicznej jest opisany jako narzędzie do nauki. Filmy i rysunki opisują fizjologię i techniki mikrodysekcji w zorganizowanym podejściu zespołowym, które można dostosować do stosowania w małych i dużych badaniach.

Streszczenie

Funkcją prawego serca jest pompowanie krwi przez płuca, łącząc w ten sposób fizjologię prawego serca z fizjologią naczyń płucnych. Stan zapalny jest częstym modyfikatorem funkcji serca i płuc, poprzez opracowanie infiltracji komórkowej, produkcję cytokin i czynników wzrostu oraz zainicjowanie procesów przebudowy 1.

W porównaniu do lewej komory, prawa komora jest pompą niskociśnieniową, która działa w stosunkowo wąskiej strefie zmian ciśnienia. Zwiększone ciśnienie w tętnicy płucnej wiąże się ze zwiększonym ciśnieniem w łożysku naczyniowym płuc i nadciśnieniem płucnym 2. Nadciśnienie płucne jest często związane z chorobami zapalnymi płuc, na przykład przewlekłą obturacyjną chorobą płuc lub chorobami autoimmunologicznymi 3. Ponieważ nadciśnienie płucne wiąże się ze złymi rokowaniami dotyczącymi jakości życia i oczekiwanej długości życia, wiele badań jest ukierunkowanych na zrozumienie mechanizmów, które mogą być celem interwencji farmaceutycznej 4. Głównym wyzwaniem dla opracowania skutecznych narzędzi leczenia nadciśnienia płucnego pozostaje złożoność jednoczesnego zrozumienia zmian molekularnych i komórkowych w prawym sercu, płucach i układzie odpornościowym.

Tutaj prezentujemy proceduralny proces szybkiego i precyzyjnego pomiaru zmian ciśnienia w prawym sercu myszy oraz jednoczesnego pobierania próbek z serca, płuc i tkanek odpornościowych. Metoda opiera się na bezpośrednim cewnikowaniu prawej komory przez żyłę szyjną u myszy z krótką piersiową, po raz pierwszy opracowanym pod koniec lat 90. jako zastępczy pomiar ciśnienia w tętnicy płucnej5-13. Zorganizowane podejście zespołowe ułatwia bardzo szybką technikę cewnikowania prawego serca. Dzięki temu możliwe jest przeprowadzenie pomiarów u myszy, które spontanicznie oddychają powietrzem w pomieszczeniu. Organizacja przepływu pracy w odrębnych obszarach roboczych zmniejsza opóźnienia czasowe i otwiera możliwość jednoczesnego przeprowadzania eksperymentów fizjologicznych i pobierania tkanek immunologicznych, serca i płuc.

Opisany tutaj przepływ pracy proceduralnej może być dostosowany do szerokiej gamy warunków laboratoryjnych i projektów badań, od małych, ukierunkowanych eksperymentów, po duże testy przesiewowe leków. Jednoczesne pozyskiwanie danych z zakresu fizjologii serca, które mogą być rozszerzone o echokardiografię5,14-17 oraz pobieranie tkanek serca, płuc i układu odpornościowego, zmniejsza liczbę zwierząt potrzebnych do uzyskania danych, które naprzód podstawy wiedzy naukowej. Przedstawiony tutaj przebieg procedur stanowi również idealną podstawę do zdobycia wiedzy na temat sieci łączących funkcje układu odpornościowego, płuc i serca. Te same zasady, które zostały tutaj przedstawione, można w razie potrzeby zaadaptować do badania innych lub dodatkowych narządów.

Protokół

1. Przygotowanie

  1. Przygotować następujące roztwory i probówki (tabela 1) w następujący sposób:
    1. Roztwór Hanksa, bez wapnia, magnezu lub wskaźnika z penicyliną (100 U/ml) / streptomycyną (100 mg/ml).
    2. Sól fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS), 1x, bez wapnia, bez magnezu.
    3. Etanol, 70%, zrobić 500 ml.
    4. Buforowany formaldehyd, 7-10 % z PBS, zrobić 500 ml.
    5. Roztwory anestezjologiczne:
      1. Avertin. Ostrożnie dodać 5 ml 2-metylo-2-butanolu do 5 g 2,2,2-tribromoetanolu. Po rozpuszczeniu roztwór podstawowy należy przechowywać w ciemności w temperaturze pokojowej. Pobrać 0,25 ml roztworu podstawowego i rozcieńczyć go 10 ml 1xPBS w butelce ze szklanym dnem. Owinąć butelkę folią aluminiową, umieścić w temperaturze 37 °C do rozpuszczenia, a następnie rozlać do 5 ml probówek polipropylenowych i przechowywać w lodówce. Ogrzej jedną porcję rano w dniu eksperymentu.
      2. barbituran. Rozcieńczyć roztwór podstawowy PBS, aby uzyskać 2,6% roztwór barbituranów. Umieścić 3-4 ml podwielokrotności w probówkach polipropylenowych.
  2. Zorganizuj trzy obszary robocze (Rysunek 1).
    1. Obszar A: Ułóż następujące elementy: formularz badania do zapisania numeru identyfikacyjnego badania, daty, masy ciała, masy prawego serca, lewego serca i przegrody; precyzyjna waga (0-50 g z dokładnością do 0,01 g) do określenia masy ciała; mikrowaga do określenia masy serca z dokładnością do 0,001 g; łodzie do ważenia; roztwory anestezjologiczne (wyraźnie oznaczone); mały dewar z ciekłym azotem; izolowany pojemnik z lodem; probówki i 24-dołkowa płytka do pobierania próbek krwi i tkanek (Tabela 1); narzędzia chirurgiczne (Tabela 2, Rysunek 2); i roztwory do czyszczenia narzędzi (Tabela 1).
    2. Obszar B: Ułóż następujące elementy: mikroskop preparacyjny; cewnik prawego serca podłączony do jednostki sterującej ciśnieniem, która jest podłączona do amplifier i laptop. Cewnik umieszcza się w zlewce zawierającej wodę. Ułóż narzędzia chirurgiczne (Tabela 2), kawałki szwu przycięte na optymalną długość i umieść w łodzi do ważenia; taśma (optymalna jest taśma autoklawowa) przycięta na optymalną długość i szerokość i ustawiona w linii na mikroskopie lub stole laboratoryjnym dla łatwego dostępu; waciki bawełniane i roztwór do usuwania włosów. Skalibruj cewnik na początku badania.
    3. Obszar C: Ułóż następujące elementy: soczewka powiększająca; kaniula tchawicy; strzykawki o pojemności 1 ml; szew przycięty na optymalną długość i umieszczony w łodzi wagowej; mały dewar z ciekłym azotem; izolowany pojemnik z lodem; probówki i 24-dołkowa płytka do pobrania próbek BAL i tkanek (Tabela 1); narzędzia chirurgiczne (Tabela 2); roztwory do wykonania BAL oraz do oczyszczenia kaniuli tchawicy i narzędzi (Tabela 1).

2. Cewnikowanie prawego serca

  1. Zważ mysz za pomocą precyzyjnej wagi, delikatnie umieszczając mysz w łodzi do ważenia. Upewnij się, że obchodzisz się ze zwierzęciem delikatnie i cicho. Rekordowa waga. Opisany protokół działa najlepiej w przypadku myszy o wadze 20 g lub większej, ponieważ średnica żyły szyjnej musi pomieścić cewnik ciśnieniowy; Możliwe jest cewnikowanie mniejszych myszy (17 g lub więcej), o ile żyła jest wystarczająco duża.
  2. Znieczulić mysz przez wstrzyknięcie Avertin w zależności od masy ciała (10 μl/g), np. dla 20 g podać 200 μl, dla 25 g dać 250 μl, dla 30 g dać 300 μl. Dokładną objętość wstrzyknięcia należy dostosować w zależności od szczepu myszy. Upewnij się, że obchodzisz się ze zwierzęciem delikatnie i cicho, ponieważ stres może zmienić reakcję na środek znieczulający.
  3. Gdy mysz zostanie uspokojona, umieść ją na podwójnie plisowanej bibułce. Zanotuj numer identyfikacyjny na papierze. Delikatnie wetrzyj balsam do depilacji w brzuszną część szyi, aby oczyścić pole operacyjne. Umieść mysz z powrotem na papierze i odczekaj 1-2 minuty.
  4. Usuń włosy z brzusznej części szyi, delikatnie głaszcząc włosy w kierunku przeciwnym do kierunku wzrostu włosów za pomocą wacików.
  5. Dokładnie określ wystarczającą głębokość znieczulenia, sprawdzając, czy nie ma odruchu u palca: mysz nie reaguje na szczypanie palców u stóp.
  6. Pracując szybko i zrelaksowany, pozostała część cewnikowania prawego serca nie powinna trwać dłużej niż 10 minut, optymalnie 3-6 minut. Ważne jest, aby tkanka nie wysychała, ponieważ cewnik musi wsunąć się do żyły i przemieszczać się wewnątrz żyły na warstwie wilgoci. Spójny czas procedury jest ważny dla generowania danych, które są porównywalne między grupami.
  7. Umieść mysz z powrotem na bibułce i przenieś bibułą na płytę styropianową. Zamocuj łapy i głowę na miejscu za pomocą taśmy autoklawu.
  8. Wykonaj nacięcie skóry od żuchwy do mostka (mostka).
  9. Ostrożnie wypreparuj tarczycę wielką w górę w kierunku żuchwy, aby odsłonić prawą żyłę szyjną i tchawicę.
  10. Umieść styropianową tablicę trzymającą mysz pod mikroskopem preparacyjnym z płaszczyzną ostrości już na miejscu i obiektywem w powiększeniu około 0.8x (całkowite powiększenie [soczewka x okular] wynosi około 8x.
  11. Ostrożnie przeprowadź mikrosekcję prawej żyły szyjnej, usuwając otaczającą tkankę łączną za pomocą kleszczy chirurgicznych.
  12. Umieść dwa kawałki szwu na prawej żyle szyjnej. Zawiąż szew najbliżej żuchwy, aby zamknąć przepływ krwi w żyle do maleńkiej strużki, umieść szew, który jest najbliżej mostka / mostka w luźnym węźle wokół żyły. Można użyć maleńkiej strużki krwi, aby później znaleźć dziurę w żyle, jeśli zajdzie taka potrzeba.
  13. Oddychaj i rozluźnij się (rozluźnij mięśnie szyi i szczęki), aby utrzymać wzrok na żyle przez okular. Dzięki temu Twoje dłonie i palce będą poruszać się bezpiecznie, płynnie i zrelaksowane. Trzymając żyłę kleszczami po stronie najbliżej żuchwy, wytnij otwór w żyle między dwoma szwami za pomocą mikronożyczek obsługiwanych drugą ręką. Odłóż mikronożyczki i trzymając rękę rozluźnioną, poczuj cewnik. Delikatnie wyjmij cewnik, trzymając go między kciukiem a pierwszym palcem (Rysunek 3). Włóż cewnik do otworu żyły.
  14. Delikatnie wsunąć cewnik do prawego serca (ryc. 3). Obserwuj oznaczenia na cewniku, które dają przybliżony wskaźnik tego, jak daleko należy wprowadzić cewnik i obserwuj monitor. Po wyświetleniu krzywych ciśnienia delikatnie zaciśnij dolny szew wokół cewnika. Ponieważ cewnik ma wytrzymałość na rozciąganie, która nadaje mu cewkę, a także dlatego, że oddech i bicie serca myszy dodają ruchu, dodatkowo przymocuj cewnik za pomocą taśmy.
  15. Rejestruj pomiary ciśnienia przez 2 minuty w celu późniejszej analizy (rysunek 4).
  16. Otwórz szew przytrzymujący cewnik, a następnie delikatnie wyjmij cewnik. Wytrzyj część za przetwornikiem ciśnienia, umieść z powrotem w zlewce z wodą. Nie dotykaj przetwornika ciśnienia.
  17. Przenieś mysz na wierzchu bibuły do obszaru A w celu eutanazji, pobrania krwi i tkanki śledziony. Czyste narzędzia chirurgiczne.
  18. Rozpocznij procedurę od następnego zwierzęcia. Gdy czas na to pozwala, wstrzyknąć środek znieczulający, czekając na zarejestrowanie krzywej ciśnienia (2.15).

3. Pobieranie próbek krwi i śledziony

  1. Wstrzyknąć roztwór barbituranów w ilości 400 μl na mysz i odczekać 1-2 minuty. Jest to rutynowo wykonywane w naszym laboratorium, aby uniknąć możliwości, że myszy przypadkowo dojdą do siebie po znieczuleniu avertinowym podczas krwawienia. Odpowiednią standaryzację eksperymentu osiąga się poprzez wstrzyknięcie tej samej dawki roztworu barbituranów na mysz i odczekanie tej samej ilości czasu przed pobraniem krwi. Jeśli zezwoli na to Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt i o ile zwierzęta są dokładnie monitorowane pod kątem głębokości znieczulenia przed wykrwawieniem, krok ten można pominąć.
  2. Wykonaj nacięcie w jamie brzusznej. Otwórz żyłę ogonową (żyłę główną) i pobierz krew za pomocą pipety transferowej.
  3. Wyjmij śledzionę lub kawałek śledziony do probówki Eppendorfa i zatrzaskowo zamroź w ciekłym azocie lub do płytki 24-dołkowej do studzienki zawierającej bufor Hanksa w celu późniejszego przygotowania pojedynczych komórek.
  4. Przenieś mysz na bibułę do obszaru roboczego C w celu pobrania BAL, węzłów chłonnych drenujących płuca, płuc i tkanek serca. Czyste narzędzia chirurgiczne.

4. Pobieranie próbek płuc i serca

  1. Wypreparuj tchawicę z mięśni i tkanki łącznej. Umieszczając kleszcze pod tchawicą, przeciągnij szew. Delikatnie wygeneruj wystarczającą rozciągliwość, aby wyciąć otwór. Utrzymując delikatne rozciąganie, włóż kaniulę tchawicy lekko obracając się i zszyj kaniulę na miejsce. W celu wprowadzenia kaniuli tchawicy upewnij się, że tchawica jest wilgotna, w razie potrzeby dodaj kroplę roztworu Hanksa. Podczas zabiegu oddychaj, rozluźniaj mięśnie szyi i szczęki, aby ruchy dłoni były bezpieczne i płynne.
  2. Rozetnij klatkę piersiową, ostrożnie usuwając mostek, zaczynając od końca brzusznego. Nie naruszaj zawartości klatki piersiowej, ponieważ bardzo utrudni to znalezienie węzła chłonnego.
  3. Wykonać płukanie oskrzelowo-pęcherzykowe (BAL) delikatnie wkładając 1 ml buforu Hanksa, delikatnie obrócić strzykawkę i pobrać płyn BAL. Powtórz 3 razy, zamknij rurkę i umieść na lodzie. Przez cały czas trwania zabiegu należy zwracać uwagę na koniec kaniuli tchawicy, która łączy się ze strzykawką. Spójrz na klatkę piersiową, aby zaobserwować napompowanie i opróżnienie płuc.
  4. Zbierz węzeł chłonny płuc, przytrzymując ścianę klatki piersiowej jednym zestawem kleszczy, znajdując i pobierając węzeł chłonny za pomocą innych kleszczy. Umieść węzeł chłonny w płytce 24-dołkowej. Ważne jest, aby wiedzieć, gdzie szukać: zaczynając od szyi, znajdź wejście do klatki piersiowej po prawej stronie myszy i spójrz powyżej kręgosłupa (ryc. 5).
  5. Zbierz serce i ułóż na bibułce. Odizoluj prawe serce, ostrożnie przeprowadzając sekcję wzdłuż przegrody. Przenieś do obszaru roboczego A w celu zważenia, zanotuj masę i umieść w probówkach eppendorfa w celu natychmiastowego zamrożenia w ciekłym azocie.
  6. Umieść szew wokół lewego płata płuca, aby zamknąć oskrzela główne. Wyciąć lewy płat płuca bez zanieczyszczeń, umieścić w probówce Eppendorfa i zatrzaskowo zamrozić w ciekłym azocie lub umieścić w studzience z 24-dołkową płytką zawierającą roztwór Hanksa w celu późniejszej izolacji zawiesin pojedynczych komórek.
  7. Wprowadzić ok. 0,5 ml buforowanego roztworu formaldehydu przez kaniulę tchawicy do pozostałych płatów płuc. Po napompowaniu wyciąć płaty płuc z klatki piersiowej i umieścić w 50 ml probówce zawierającej roztwór formaldehydu. W przypadku alternatywnego projektu badania, płuca można napompować optymalnym środkiem tnącym (OCT, rozcieńczony 1:4 PBS) i zamrożony w formie zawierającej nierozcieńczony OCT w celu późniejszego przygotowania zamrożonych skrawków. Inny projekt badania może wymagać uzyskania natychmiast zamrożonej tkanki płucnej i zawiesin pojedynczych komórek z płuc. W takim przypadku nie jest konieczne napompowanie: wypreparuj pozostałe płaty płuc; Wyjmij je z klatki piersiowej i umieść w 24-dołkowej płytce w studzience zawierającej bufor Hanksa.
  8. Usuń kaniulę tchawicy, oczyść przez spłukanie buforem Hanksa, wyczyść narzędzia chirurgiczne.

5. Analiza krzywych ciśnienia generowanych przez prawy cewnik serca

Zarejestrowane dane dotyczące ciśnienia w prawej komorze są analizowane za pomocą oprogramowania LabChart 7 bez wiedzy o tożsamości grupowej każdego zapisu. Losowo wybieranych jest ponad 20 krzywych, a różnica między maksymalnym i minimalnym ciśnieniem komorowym dla każdej krzywej jest mierzona (ΔP). Średni ΔP oblicza się, aby uzyskać ciśnienie skurczowe prawej komory.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Głównym celem w celu uzyskania krzywych ciśnienia w prawej części serca jest prawidłowe rozmieszczenie cewnika w prawym sercu. Kształt krzywych ciśnienia w funkcji czasu ma krytyczne znaczenie, ponieważ prawidłowe umieszczenie cewnika wewnątrz prawej komory skutkuje plateau ciśnienia (Ryc. 4). Natomiast krzywe z gwałtownymi skokami wskazują na cewnik, który pod wpływem oddechu lub skurczów serca przemieszcza się i uderza o ścianę prawej komory. Aby wykryć potencjalne problemy z przeżywalnością zwierząt, ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Opisany tutaj przepływ eksperymentalny pozwala na szybki i jednoczesny pomiar ciśnienia skurczowego prawej komory i pobieranie próbek do analizy odpowiedzi w płucach, sercu i układzie odpornościowym u myszy. Procedura łączy pomiary fizjologii serca, mikropreparację i późniejsze pobranie tkanek do badań żywych komórek, analizy histologicznej lub analizy omicznej tkanek. Cała procedura zajmuje mniej niż 20 minut na mysz. Ze względu na przepływ pracy zorganizowany w obszarze roboczym, 2-3 zwierzęta mogą być badane jednocześ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Nie stwierdzono konfliktu interesów.

Podziękowania

Ta praca została sfinansowana przez National Institutes of Health 1R21HL092370-01 (GG), 1R01 HL095764-01 (GG); R01HL082694 (ŚJ); American Heart Association, założyciele stowarzyszony (0855943D, GG); Stony Will - Herbert Fund, Nowy Jork (SHP).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Reodczynniki
2-Methyl-2-butanol Sigma-Aldrich152463
2,2,2-Tribrom– tanol Sigma-AldrichT48402
(Coverage Spray TB plus Steris)Fisher Scientific1629-08
Alkohol etylowy, 200 Proof, absolutny, bezwodny klasy ACS/USP PHARMCO-APER111000200Rozcieńczyć do 70 % wodą destylowaną
Roztwór formaldehydu Sigma-AldrichF1635-500MLRozcieńczyć do 7-10 % stężenia formaldehydu przy stężeniu PBS 1x przy użyciu roztworu podstawowego PBS i wodnego
roztworu Hanksa, bez wapnia, magnezu Fisher Scientific21-022-CV
O.C.TTissue-Tek4583
Penicylina (10 000 U/ml) / Streptomycyna (10 000 mg / ml) roztwórThermo ScientificSV30010
Sól fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS), bez wapnia, bez magnezu, roztwory 1x i 10x Fisher Scientific
Pentobarbital sodu 26% Fort Dodge Zdrowie zwierzątNDC 0856-0471-01
Labware
Płytki 12, 24, 96 dołków Pipet
Fisher Scientific13-711-9BM
Probówka z powłoką EDTA Sarstedt2013-08
Probówki 0,65 ml i 1,7 ml mikrowirówki VWR
Probówki 12 x 75 mm polipropylen Fisher Scientific14-956-1D
Probówki, różne rozmiary, polipropylenFisher Scientific
Instruments
Kleszcze, Dumon #5 FineFine Science Tools11254-20
Kleszcze, bardzo drobne końcówki -0,5 mm zakrzywioneFine Science Tools11152-10
Kleszcze, bardzo cienkie końcówki -0,5 mm prosteFine Science Tools11150-10
Kaniula 18 ga, 19 gaBDPrecyzyjne igły ślizgowePrzycięte na optymalną długość, stępione i zewnętrznie tarte, aby stworzyć szorstką powierzchnię zewnętrzną.
Nożyczki, Nożyczki do dyparacji-cienkie ostrza 9 cmFine Science Tools14081-09
Szew do BAL, pleciony szew jedwabny, 4-0 Fine Science ToolsSP116
Szew do cewnikowania prawego serca, jedwabny szew pleciony, 6-0Teleflex medical18020-60
Strzykawka, 1 mlBD309659
Equipment
Wzmacniacz, PowerLab 4/30ADInstrumentModel ML866
Cewnik, ciśnienie F1.4Millar Instruments, Inc840-6719
Mikroskop preparacyjnyKleszcze variskopowe
, nożyczki sprężynowe Vannas - ostrza 2 mm Fine Science Tools15000-00
Podświetlana halogenowo lupa biurkowaFisher Scientific11-990-56
LaptopAsusNumer modelu procesora A52F i5; 15-calowe
źródło światła AmscopeHL-250-A
Jednostka kontroli ciśnienia Millar Instruments, IncPCU-2000
, Labchart-Pro V.7AD Instruments
Mydło dezynfekujące transferowy Falcon Oprogramowanie

Bibliografia

  1. Price, L. C., et al. Inflammation in pulmonary arterial hypertension. Chest. 141, 210-221 (2012).
  2. Olschewski, H., et al. Cellular pathophysiology and therapy of pulmonary hypertension. J. Lab. Clin. Med. 138, 367-377 (2001).
  3. Hassoun, P. M., et al. Inflammation, growth factors, and pulmonary vascular remodeling. J. Am. Coll. Cardiol. 54, S10-S19 (2009).
  4. Rabinovitch, M. Molecular pathogenesis of pulmonary arterial hypertension. J. Clin. Invest. 118, 2372-2379 (2008).
  5. Steudel, W., et al. Sustained pulmonary hypertension and right ventricular hypertrophy after chronic hypoxia in mice with congenital deficiency of nitric oxide synthase 3. J. Clin. Invest. 101, 2468-2477 (1998).
  6. Zaidi, S. H., You, X. M., Ciura, S., Husain, M., Rabinovitch, M. Overexpression of the serine elastase inhibitor elafin protects transgenic mice from hypoxic pulmonary hypertension. Circulation. 105, 516-521 (2002).
  7. Guignabert, C., et al. Tie2-mediated loss of peroxisome proliferator-activated receptor-gamma in mice causes PDGF receptor-beta-dependent pulmonary arterial muscularization. Am. J. Physiol. Lung Cell Mol. Physiol. 297, L1082-L1090 (2009).
  8. West, J., et al. Pulmonary hypertension in transgenic mice expressing a dominant-negative BMPRII gene in smooth muscle. Circ. Res. 94, 1109-1114 (2004).
  9. Cook, S., et al. Increased eNO and pulmonary iNOS expression in eNOS null mice. Eur. Respir. J. 21, 770-773 (2003).
  10. West, J., et al. Mice expressing BMPR2R899X transgene in smooth muscle develop pulmonary vascular lesions. Am. J. Physiol. Lung Cell Mol. Physiol. 295, L744-L755 (2008).
  11. Tu, L., et al. Autocrine fibroblast growth factor-2 signaling contributes to altered endothelial phenotype in pulmonary hypertension. Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 45, 311-322 (2011).
  12. Daley, E., et al. Pulmonary arterial remodeling induced by a Th2 immune response. J. Exp. Med. 205, 361-372 (2008).
  13. Song, Y., et al. Inflammation, endothelial injury, and persistent pulmonary hypertension in heterozygous BMPR2-mutant mice. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 295, 677-690 (2008).
  14. Thibault, H. B., et al. Noninvasive assessment of murine pulmonary arterial pressure: validation and application to models of pulmonary hypertension. Circulation. Cardiovascular imaging. 3, 157-163 (2010).
  15. Otto, C., et al. Pulmonary hypertension and right heart failure in pituitary adenylate cyclase-activating polypeptide type I receptor-deficient mice. Circulation. 110, 3245-3251 (2004).
  16. Burton, V. J., et al. Attenuation of leukocyte recruitment via CXCR1/2 inhibition stops the progression of PAH in mice with genetic ablation of endothelial BMPR-II. Blood. 118, 4750-4758 (2011).
  17. Fujita, M., et al. Pulmonary hypertension in TNF-alpha-overexpressing mice is associated with decreased VEGF gene expression. J. Appl. Physiol. 93, 2162-2170 (2002).
  18. Motley, H. L., Cournand, A., Werko, L., Himmelstein, A., Dresdale, D. The Influence of Short Periods of Induced Acute Anoxia Upon Pulmonary Artery Pressures in Man. Am. J. Physiol. 150, 315-320 (1947).
  19. Liljestrand, G. Regulation of Pulmonary Arterial Blood Pressure. Arch. Intern. Med. 81, 162-172 (1948).
  20. Euler, U. S. V., Liljestrand, G. Observations on the pulmonary arterial blood pressure in the cat. Acta Physiol. Scand. 12, 301-320 (1946).
  21. Van den Broeck, W., Derore, A., Simoens, P. Anatomy and nomenclature of murine lymph nodes: Descriptive study and nomenclatory standardization in BALB/cAnNCrl mice. Journal of immunological. 312, 12-19 (2006).
  22. Rabinovitch, M., et al. Angiotensin II prevents hypoxic pulmonary hypertension and vascular changes in rat. Am. J. Physiol. 254, 500-508 (1988).
  23. Rabinovitch, M., Gamble, W., Nadas, A. S., Miettinen, O. S., Reid, L. Rat pulmonary circulation after chronic hypoxia: hemodynamic and structural features. Am. J. Physiol. 236, 818-827 (1979).
  24. Rabinovitch, M., et al. Changes in pulmonary blood flow affect vascular response to chronic hypoxia in rats. Circ. Res. 52, 432-441 (1983).
  25. Kugathasan, L., et al. The angiopietin-1-Tie2 pathway prevents rather than promotes pulmonary arterial hypertension in transgenic mice. J. Exp. Med. 206, 2221-2234 (2009).
  26. Bearer, C., Emerson, R. K., ORiordan, M. A., Roitman, E., Shackleton, C. Maternal tobacco smoke exposure and persistent pulmonary hypertension of the newborn. Environ. Health Persp. , 105-202 (1997).
  27. Graham, B. B., et al. Schistosomiasis-induced experimental pulmonary hypertension: role of interleukin-13 signaling. Am. J. Pathol. 177, 1549-1561 (2010).
  28. Butrous, G., Ghofrani, H. A., Grimminger, F. Pulmonary vascular disease in the developing world. Circulation. 118, 1758-1766 (2008).
  29. Crosby, A., et al. Praziquantel reverses pulmonary hypertension and vascular remodeling in murine schistosomiasis. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 184, 467-473 (2011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

ci nienie w prawej komorzecewnikowanie prawej strony sercaci nienie w t tnicy p ucnejpobieranie tkanki p ucnejpobieranie pr bek tkanki odporno ciowejmodel mysicewnikowanie y y szyjnejpomiar fizjologii sercaschemat pozyskiwania tkanekbadania nad nadci nieniem p ucnym
Pomiary ciśnienia skurczowego prawej komory w połączeniu z pobieraniem próbek płuc i tkanek immunologicznych u myszy
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.