Artykuł metodologiczny

Ex utero Elektroporacja i eksplantaty całej półkuli: prosta metoda eksperymentalna do badań nad wczesnym rozwojem kory mózgowej

12.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/50271

⸱

3 kwietnia 2013

 ,  ,  , 
1Department of Neuroscience and Physiology, SUNY Upstate Medical University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół opisuje ulepszoną procedurę eksplantacji, która obejmuje elektroporację ex utero, sekcję i hodowlę całych półkul mózgowych od embrionalnej myszy. Preparat ułatwia badania farmakologiczne i testy funkcji genów we wczesnym okresie rozwoju kory mózgowej.

Streszczenie

Rozwój kory obejmuje złożone interakcje między neuronami a elementami nieneuronalnymi, w tym komórkami prekursorowymi, naczyniami krwionośnymi, oponami mózgowymi i powiązaną macierzą zewnątrzkomórkową. Ponieważ zapewniają odpowiednie środowisko organotypowe, eksplantaty z plastrów korowych są często używane do badania tych interakcji, które kontrolują różnicowanie i rozwój neuronów. Chociaż jest to korzystne, model eksplantacji plastrów może mieć wady, w tym nieprawidłową laminację komórkową i migrację. Tutaj przedstawiamy cały system eksplantatów półkuli mózgowej do badań nad wczesnym rozwojem kory mózgowej, który jest łatwiejszy do przygotowania niż plastry korowe i wykazuje spójną organotypową migrację i laminację. W tym systemie modelowym wczesne wzorce laminacji i migracji przebiegają normalnie przez okres dwóch dni in vitro, w tym okres wstępnego podziału płytki, podczas którego tworzy się prospektywna warstwa korowa szósta. Następnie opracowaliśmy metodę elektroporacji ex utero (EUEP), która osiąga ~80% sukces w kierowaniu ekspresji GFP na neurony rozwijające się w grzbietowej korze przyśrodkowej.

Model eksplantacji całej półkuli umożliwia wczesny rozwój kory mózgowej dla elektroporacji, interwencji farmakologicznej i metod obrazowania na żywo. Metoda ta pozwala uniknąć operacji przetrwania wymaganej w przypadku metod elektroporacji in utero (IUEP), jednocześnie poprawiając zarówno transfekcję, jak i spójność celowania powierzchniowego. Metoda ta ułatwi eksperymentalne badania proliferacji, migracji i różnicowania neuronów.

Wprowadzenie

Kora mózgowa ssaków powstaje poprzez skoordynowaną proliferację, migrację i różnicowanie kolejno generowanych neuronów. Każdy neuron rodzi się w strefie komorowej (VZ) i migruje z VZ do strefy pośredniej (IZ), tworząc płytkę korową (CP) 1. Przechodząc przez różne domeny korowe, migrujące neurony wykazują wiele trybów migracji 2,3, które zależą od środowiska zewnątrzkomórkowego i innych elementów komórkowych (np. promieniowego gleju) w rozwijającej się tkance. Neurony korowe następnie zatrzymują migrację na szczycie tworzącej się płytki korowej w zbieżnych procesach zatrzymania migracji neuronów i dendrytogenezy 4.

Rozwój kory mózgowej jest inicjowany między 11-13 dniem embrionalnym (E11-13) 5 poprzez ustanowienie pierwotnej warstwy splotowatej 6 lub preplate (PP), warstwy pionierskich neuronów, która pokrywa VZ. Prospektywne neurony korowe warstwy 6 (tj. pierwsze neurony korowe urodzone w VZ) następnie orientują swoje somaty w stereotypowy wzór i łączą się w odrębną warstwę w PP 7. Zdarzenia te podzieliły płytkę przedpłytkową na powierzchowną brzeżną (przyszła warstwa korowa 1) i głęboką strefę, tę ostatnią złożoną z komórek podpłytkowych (przejściowa warstwa korowa 7). Proces ten, określany jako rozszczepienie przedpłytkowe, jest fundamentalnym wydarzeniem w przyszłym wzroście kory mózgowej 8.

Zidentyfikowano wiele mutacji genetycznych, które zakłócają różne aspekty rozwoju kory mózgowej 9. Na rozwój kory mózgowej może również negatywnie wpływać narażenie na spożyte toksyny, takie jak kokaina 10 i alkohol 11. Ponieważ wady rozwojowe kory mózgowej, które powstają podczas rozwoju, prawdopodobnie przyczyniają się do zaburzeń neurologicznych (np. autyzmu, schizofrenii), empiryczne badania zaburzeń rozwoju kory mózgowej są z natury ważne. W związku z tym niezwykle ważne jest opracowanie podejść do badania rozwoju kory mózgowej, które umożliwią szybkie testy efektów genetycznych lub toksycznych, ale także zachowają możliwe interakcje między różnicującymi się neuronami, innymi typami komórek i macierzą zewnątrzkomórkową (ECM) w tym wczesnym okresie rozwoju mózgu 12.

Eksplantaty Slice 13 dostarczyły takiego systemu i były szeroko stosowane do badania rozwoju neuronów korowych 14-16. Jednak testy warstwowe mogą mieć tę wadę, że migracja neuronów i laminowanie mogą być nieprawidłowe17, prawdopodobnie z powodu uszkodzenia komórek opon mózgowych, które otaczają rozwijający się mózg i zakotwiczają promieniowe rusztowanie glejowe. Ponieważ promieniste włókna glejowe są ważnym substratem migracji neuronów korowych 18, przerwanie blaszki podstawnej przez cięcie może lokalnie zakłócić architekturę gleju promieniowego i prowadzić do zmienionej migracji kory. Ponadto pokrojone powierzchnie eksplantatów tworzą obszar martwych komórek, które mogą zmieniać normalny skład ECM w tych obszarach.

Nowsze podejścia skupiły swoją analizę na komórkach znajdujących się głęboko w wycinku, które są otoczone odpowiednimi zdrowymi typami komórek i ECM. Jednak w niektórych przypadkach te nowsze podejścia mogą wymagać, aby oryginalny gruby plasterek z kulturą został poddany kriosekcji lub sekcji parafinowej po utrwaleniu, tak aby stosunkowo normalne wnętrze wycinka było dostępne do analizy 19-21. Zarówno pierwotne cięcie wibratomiczne w celu przygotowania żywych plastrów do hodowli, jak i późniejsza kriosekcja utrwalonych plastrów do analizy wymagają staranności i wysiłku, aby te testy zadziałały.

Aby zapewnić proste, uzupełniające podejście do badań nad wczesnym rozwojem kory mózgowej, zmodyfikowaliśmy istniejące metody warstwowe 13, aby ułatwić badania nad wczesnym rozwojem kory mózgowej. Opracowaliśmy model eksplantatu całej półkuli, podobny do istniejącego modelu całej półkuli E14, który obejmował wytrząsanie kultur z prędkością 65 obrotów na minutę i pozwolił na wzrost organotypowy przez 16-18 godzin 22,23 . W naszym podejściu eksplantaty na całej półkuli umieszcza się na półprzepuszczalnej membranie 13 w atmosferze kultury o wysokiej zawartości tlenu 21,24, aby przedłużyć wzrost kory organotypowej na 48 godzin. Takie podejście pozwala również na konsekwentną elektroporację rozwijających się neuronów korowych. Zarodki są usuwane z macicy i elektroporowane w celu wprowadzenia plazmidowego DNA, a następnie preparowana jest kresomózgowie. Każda półkula jest izolowana i umieszczana przyśrodkowo do dołu na filtrze pokrytym kolagenem. Eksplant jest następnie hodowany przez okres 48 godzin, okres obejmujący rozszczepianie przed płytką 8. W okresie hodowli neurony L6 rozwijają się od prekursora do zróżnicowanego neuronu 25, prawidłowo umieszczonego w płytce korowej. Przez cały ten okres rozwijający się neuron jest otoczony przez odpowiednie ECM i typy komórek, które konfrontują się z odpowiednią komórką in vivo. System ten okazał się już cenny w rozszyfrowywaniu zdarzeń komórkowych, które leżą u podstaw toksyczności etanolu 26, tworzenia warstwy 6 i wstępnego rozszczepienia płytki 7,25 .

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Elektroporacje ex utero z plazmidem o ekspresji białek zielonej fluorescencji

  1. Roztwory do wstrzykiwań plazmidowego DNA przygotowuje się z CAG-eGFP DNA 27 rozcieńczonego do końcowego stężenia roboczego 0,33 mg/ml w ddH2O. Qiagen Endo-Free Maxi-Preps stosuje się do oczyszczania plazmidu z transformowanych bakterii. Szybki zielony barwnik o stężeniu ~0,02% (w/v końcowy) jest dodawany do roztworu DNA jako znacznik iniekcyjny.
  2. Aby przygotować obszar operacyjny, spryskaj stół laboratoryjny i stolik mikroskopu preparacyjnego 70% roztworem etanolu i wytrzyj do sucha. Przed sekcją spryskaj nożyczki chirurgiczne i kleszcze 70% etanolem i wytrzyj do sucha.
  3. Ciężarne matki szwajcarskie/Webstera są uśmiercane na E13 poprzez przeniesienie do komory wypełnionej CO2 z butli pod ciśnieniem, a zapora jest monitorowana do momentu zatrzymania całego ruchu na co najmniej 1 minutę. Po uśmierceniu przez inhalację CO2 zarodki są usuwane z macicy i umieszczane na 10-centymetrowej szalce Petriego zawierającej lodowaty roztwór soli fizjologicznej Hanksa (HBSS).
  4. Ostrożnie wypreparuj każdy zarodek z otaczających błon pozazarodkowych i trzymaj w lodowatym HBSS.
  5. Przenieść każdy zarodek pojedynczo na drugą 10-centymetrową szalkę Petriego zawierającą zimny HBSS. Za pomocą strzykawki Hamiltona wstrzyknąć 2-3 μl szybko zielonej mieszaniny DNA do komory lewej półkuli mózgowej, uważając, aby wstrzyknąć w obszar korowy przestrzennie oddzielony od obszaru korowego do przyszłej analizy.
  6. Aby wykonać elektropostację, delikatnie przytrzymaj zarodek kleszczami i delikatnie umieść dodatnią łopatkę elektrody pęsety na grzbietowej linii środkowej głowy i lekko umieść ujemną łopatkę pod brodą zarodka. Elektroporacje są osiągane za pomocą elektroporatora BTX830 zaprogramowanego do dostarczania pięciu impulsów 30 V o czasie trwania 50 ms, oddzielonych odstępami 950 ms. Te ustawienia dotyczą modelu BTX830. Inne systemy mogą być używane zgodnie z instrukcjami producenta.

2. Przygotowanie eksplantatu na całej półkuli

  1. Po elektroporacji zarodki umieszcza się z powrotem w lodowatym HBSS. Mózg jest usuwany za pomocą dwóch kleszczy jubilerskich #5 w celu usunięcia skóry i chrzęstnej czaszki z głowy zarodka. Następnie wsuwa się kleszcz pod mózg w celu usunięcia nienaruszonego mózgu z czaszki. Elektropograficzna półkula (po lewej) jest następnie wycinana z dala od mózgu, a przyczepiona tkanka śródmózgowiowa jest usuwana. Podczas procedury preparacji należy uważać, aby nie uszkodzić opon mózgowych pokrywających lewą półkulę korową.
  2. Po wypreparowaniu każdy zarodek jest przenoszony do HBSS za pomocą pipetora z naciętą końcówką pipety o pojemności 1 ml. Półkula jest delikatnie wydalana na wkładkę hodowlaną pokrytą kolagenem. Na każdej wkładce 24 mm umieszczono do sześciu eksplantatów półkulowych przyśrodkowa stroną do dołu. Po ułożeniu nadmiar HBSS jest usuwany z wkładu, a następnie wkładka jest umieszczana w jednym 35 mm dołku w 6-dołkowym naczyniu. Studzienka zawiera dokładnie 2,7 ml pożywki: pożywki DMEM-F12 zawierającej Glutamax i uzupełnionej 2% B-27, 1% G5 i 1% Penicyliny-Strep. Kilka kropel pożywki ze studzienki można odpipetować na wierzch każdego eksplantatu, ale nie należy dodawać pożywki w ilości większej niż pierwotne 2,7 ml na studzienkę.
  3. Po umieszczeniu eksplantatów na filtrach kolagenowych, 6-dołkowe naczynie zawierające eksplantaty umieszcza się w komorze Billups Rothenberg (BR) (która zawiera również naczynie nawilżające z wodą). Mieszanina 95%/5% tlenu/CO2 jest podawana w komorze przez co najmniej 1 minutę przed zamknięciem komory i odłączeniem rurki doprowadzającej gaz 95%/5% tlen/CO2. Komorę BR umieszcza się następnie w inkubatorze do hodowli tkankowych w temperaturze 37 °C na pozostałą część okresu hodowli, 1-2 DIV.

3. Utrwalenie tkanki eksplantacyjnej, do histologii

  1. W dygestorium przygotuj roztwór utrwalający Pagano, najpierw rozpuszczając 8 g paraformaldehydu w 100 ml podgrzanego (~80 °C) ddH2O. Dodaj 1-3 krople stężonego NaOH, aby ułatwić rozpuszczanie i delikatnie wymieszaj. Po rozpuszczeniu zmieszać 8% roztwór paraformaldehydu 1:1 z roztworem o stężeniu 500 mM sacharozy, 100 mM Hepes, pH 7,4, 50 mM MgCl2, 5 mM KCl, aby uzyskać końcowe stężenie 4% paraformaldehydu w 250 mM sacharozy 50 mM Hepes, 25 mM MgCl2, 2,5 mM KCl, pH 7,4.
  2. Aby utrwalić eksplantaty, ogrzej roztwór Pagano fix do temperatury 37 °C. Szybko usuń większość pożywki DMEM/F12 z każdej studzienki hodowlanej i dodaj 5 ml Pagano Fix do każdej studzienki eksplantatów. Upewnij się, że każdy eksplant jest całkowicie zakryty. Poprawka na 1 godzinę w RT. Nie wyjmuj eksplantatów z filtra przed upływem 1 godziny utrwalania.
  3. Po utrwaleniu usunąć roztwór Pagano fix i zastąpić roztworem Pagano bez fix (250 mM sacharozy, 50 mM Hepes, 25 mM MgCl2, 2,5 mM KCl, pH 7,4). Dodać kilka kropli 10% azydku sodu i przechowywać w temperaturze 4 °C do momentu zatopienia.

4. Osadzanie i dzielenie na sekcje dla histologii

  1. Przygotować 10% roztwór żelatyny dla skóry cielęcej, rozpuszczając 10 g żelatyny ze skóry cielęcej w 100 ml ciepłej wody (55-60 °C). Umieść roztwór żelatyny na płycie grzejnej ustawionej na 60 °C i okresowo mieszaj, aż do rozpuszczenia.
  2. Wlać około 10 ml 10% roztworu żelatyny na dno 10 cm szalki Petriego i odczekać 30 minut do zestalenia. Utworzy to "podkładkę" do osadzenia eksplantatów. Podkładki te można przygotować z kilkudniowym wyprzedzeniem i przechowywać w temperaturze 4 °C. Za pomocą linijki narysuj siatkę na dnie szalki Petriego i przenieś poszczególne eksplanty do każdego pudełka siatki. Usuń resztki roztworu Pagano i za pomocą pipetora przykryj każdy eksplant ciepłym 10% roztworem żelatyny i pozostaw do zestalenia. Wznów powolne dodawanie roztworu żelatyny, aż każdy eksplant zostanie całkowicie otoczony żelatyną, uważając, aby nie stopić podkładki przez dodanie zbyt dużej ilości ciepłej żelatyny na raz. Pozostaw żelatynę do stwardnienia na ~1 godzinę. Po stwardnieniu poszczególne eksplantaty można wyciąć w małe bloki żelatyny. Bloki są następnie mocowane w Pagano fix przez 24-48 godzin przed cięciem za pomocą wibratomu.
  3. Eksplantaty w blokach żelatyny umieszcza się opuszką węchową do góry i dzieli w płaszczyźnie koronalnej na grubość 100 μm. Skrawki są zbierane i przechowywane w PBS + 0,1% azydku sodu w temperaturze 4 °C do czasu obróbki immunohistochemicznej.
  4. Detekcja immunohistochemiczna polega na przeniesieniu skrawków do płytki 24-dołkowej (2-3 sekcje na dołek). Najpierw blokuj wiązanie przeciwciał nieswoistych przez dodanie 0,5 ml PBST+B (PBS + 0,5% Triton X 100 i 2% BSA) do każdej studzienki, inkubuj przez 1 godzinę z delikatnym wstrząsaniem. Odpowiednie przeciwciało pierwszorzędowe rozcieńcza się następnie w PBST+B i dodaje 0,4 ml na studzienkę do inkubacji przez noc w temperaturze pokojowej. Pierwotny jest wypłukiwany za pomocą 3 płukań PBS przez co najmniej 10 minut każde. Przeciwciało drugorzędowe i 2 μg/ml barwnika jądrowego Hoechst 33342 rozcieńcza się następnie w PBST+B, a próbki inkubuje się przez 2 godziny w temperaturze pokojowej z delikatnym wstrząsaniem. Wykonywane są trzy płukania PBS (każde po 10 min), a następnie sekcje są montowane na szkiełkach za pomocą 90% glicerolu 50 mM Tris, pH7,4, media montażowe.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Zarodek kory mózgu gryzoni wykazuje poprzeczny gradient neurogenetyczny w całym okresie rozwoju, w taki sposób, że boczna neocortex jest o około 1 dzień bardziej dojrzała niż grzbietowa przyśrodkowa neocortex 28. Większość neuronów warstwy 6 jest zatem generowana (i.e. przechodzi końcową fazę S) w dniu E12 w korze bocznej (nazywanej również Polami 405) i w dniu E13 w grzbietowej korze przyśrodkowej (nazywanej również Polami 15). Podział preplate rozpoczyna się około 1 dzień po ge...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Ulepszyliśmy i oceniliśmy model eksperymentalny - eksplantaty całej półkuli - do badania wczesnego rozwoju kory mózgowej (E13-E15). Model okazał się przydatny do analizy migracji i różnicowania linii neuronów pobudzających, która stanowi warstwę 6 kory mózgowej 25,37 . Głównymi zaletami systemu są: 1) wzrost organotypowy dla 2 DIV, 2) prostota przygotowania oraz 3) eksperymentalny dostęp do neuronów w celu elektroporacji, manipulacji farmakologicznej i obrazowania w tym wczesnym, krytycznym okresie rozwoju móz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

Ta praca była wspierana grantami od NINDS (NS066071) i NIAAA. (P50AA017823) do ECO. Autorzy dziękują dr. Robertowi Quinnowi i personelowi Zakładu Laboratoryjnych Zasobów Zwierzęcych za opiekę nad zwierzętami. Dziękujemy Judsonowi Belmontowi za wsparcie techniczne, Nicole Belletier za pomoc jako Summer Undergraduate Research Fellow (SURF). Dziękujemy również dr Davidowi Cameronowi za komentarze i poprawki do wcześniejszej wersji manuskryptu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Reodczynniki
DMEM/F12 + GlutaMAXGIBCO10565
G5 Suplement 100XInvitrogen17503-012
B27 Suplement bez serum 50XInvitrogen1504-044
Pen / Strep Liquid 100XInvitrogen15140-122
HBSS 500 mlGIBCO14025
Wkładka hodowlana pokryta kolagenem Costar3492
Żelatyna ze skóry bydlęcej SigmaG9382
H– CHST 33342InvitrogenH1399
Albumina surowicy bydlęcejSigma7906
EndoFree Plasmid Maxi KitQiagen12362
Equipment
Elektrody pęsetowe 10mmAparat Harvard450166
InkubatorBillups RothenbergMIC-101
Strzykawka Hamilton (5uL)Hamilton87930
Igła strzykawki HamiltonHamilton 7803-04Określ 1" i styl 4
Kleszcze Dumont #5FST11251-10
Cienkie nożyczki Tough Cut 9 cmFST14058-09
BTX 830 Electroporator Harvard Apparatus 450052

Bibliografia

  1. Rakic, P. Principles of neural cell migration. Experientia. 46, 882-891 (1990).
  2. Tabata, H., Nakajima, K. Multipolar migration: the third mode of radial neuronal migration in the developing cerebral cortex. J. Neurosci. 23, 9996-10001 (2003).
  3. Noctor, S. C., Martinez-Cerdeno, V., Ivic, L., Kriegstein, A. R. Cortical neurons arise in symmetric and asymmetric division zones and migrate through specific phases. Nat. Neurosci. , (2004).
  4. Olson, E. C., Kim, S., Walsh, C. A. Impaired neuronal positioning and dendritogenesis in the neocortex after cell-autonomous Dab1 suppression. J. Neurosci. 26, 1767-1775 (2006).
  5. Takahashi, T., Goto, T., Miyama, S., Nowakowski, R. S., Caviness, V. S. Sequence of neuron origin and neocortical laminar fate: relation to cell cycle of origin in the developing murine cerebral wall. J. Neurosci. 19, 10357-10371 (1999).
  6. Marin-Padilla, M. Early prenatal ontogenesis of the cerebral cortex (neocortex) of the cat (Felis domestica). A Golgi study. I. The primordial neocortical organization. Z. Anat. Entwicklungsgesch. 134, 117-145 (1971).
  7. Nichols, A. J., Olson, E. C. Reelin promotes neuronal orientation and dendritogenesis during preplate splitting. Cerebral Cortex. 20, 2213-2223 (2010).
  8. Sheppard, A. M., Pearlman, A. L. Abnormal reorganization of preplate neurons and their associated extracellular matrix: an early manifestation of altered neocortical development in the reeler mutant mouse. J. Comp. Neurol. 378, 173-179 (1997).
  9. Manzini, M. C., Walsh, C. A. What disorders of cortical development tell us about the cortex: one plus one does not always make two. Current Opinion in Genetics & Development. 21, 333-339 (2011).
  10. Jones, L., Fischer, I., Levitt, P. Nonuniform alteration of dendritic development in the cerebral cortex following prenatal cocaine exposure. Cereb. Cortex. 6, 431-445 (1996).
  11. Olney, J. W. Fetal alcohol syndrome at the cellular level. Addict. Biol. 9, 137-149 (2004).
  12. Levitt, P., Reinoso, B., Jones, L. The critical impact of early cellular environment on neuronal development. Prev. Med. 27, 180-183 (1998).
  13. Stoppini, L., Buchs, P. A., Muller, D. A simple method for organotypic cultures of nervous tissue. J. Neurosci. Methods. 37, 173-182 (1991).
  14. O'Rourke, N. A., Dailey, M. E., Smith, S. J., McConnell, S. K. Diverse migratory pathways in the developing cerebral cortex. Science. 258, 299-302 (1992).
  15. Elias, L. A., Wang, D. D., Kriegstein, A. R. Gap junction adhesion is necessary for radial migration in the neocortex. Nature. 448, 901-907 (2007).
  16. Franco, S. J., Martinez-Garay, I., Gil-Sanz, C., Harkins-Perry, S. R., Muller, U. Reelin regulates cadherin function via Dab1/Rap1 to control neuronal migration and lamination in the neocortex. Neuron. 69, 482-497 (2011).
  17. Gotz, M., Bolz, J. Formation and preservation of cortical layers in slice cultures. J. Neurobiol. 23, 783-802 (1992).
  18. Cameron, R. S., Rakic, P. Identification of membrane proteins that comprise the plasmalemmal junction between migrating neurons and radial glial cells. J Neurosci. 14, 3139-3155 (1994).
  19. Lizarraga, S. B., Coser, K. R., Sabbagh, M., Morrow, E. M. Methods for Study of Neuronal Morphogenesis: Ex vivo RNAi Electroporation in Embryonic Murine Cerebral Cortex. J. Vis. Exp. (63), e3621(2012).
  20. Jossin, Y., Goffinet, A. M. Reelin signals through phosphatidylinositol 3-kinase and Akt to control cortical development and through mTor to regulate dendritic growth. Mol. Cell Biol. 27, 7113-7124 (2007).
  21. Jossin, Y., Ogawa, M., Metin, C., Tissir, F., Goffinet, A. M. Inhibition of SRC family kinases and non-classical protein kinases C induce a reeler-like malformation of cortical plate development. J. Neurosci. 23, 9953-9959 (2003).
  22. Kingsbury, M. A., Rehen, S. K., Contos, J. J., Higgins, C. M., Chun, J. Non-proliferative effects of lysophosphatidic acid enhance cortical growth and folding. Nat. Neurosci. 6, 1292-1299 (2003).
  23. Rehen, S. K., et al. A new method of embryonic culture for assessing global changes in brain organization. J. Neurosci. Methods. 158, 100-108 (2006).
  24. Jossin, Y., et al. The central fragment of Reelin, generated by proteolytic processing in vivo, is critical to its function during cortical plate development. J. Neurosci. 24, 514-521 (2004).
  25. O'Dell, R. S., et al. Layer 6 cortical neurons require Reelin-Dab1 signaling for cellular orientation, Golgi deployment, and directed neurite growth into the marginal zone. Neural. Dev. 7, 25(2012).
  26. Powrozek, T. A., Olson, E. C. Ethanol-induced disruption of Golgi apparatus morphology, primary neurite number and cellular orientation in developing cortical neurons. Alcohol. , (2012).
  27. Matsuda, T., Cepko, C. L. Electroporation and RNA interference in the rodent retina in vivo and in vitro. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 101, 16-22 (2004).
  28. Suter, B., Nowakowski, R. S., Bhide, P. G., Caviness, V. S. Navigating neocortical neurogenesis and neuronal specification: a positional information system encoded by neurogenetic gradients. The Journal of Neuroscience : The Official Journal of The Society for Neuroscience. 27, 10777-10784 (2007).
  29. Englund, C., et al. and Tbr1 are expressed sequentially by radial glia, intermediate progenitor cells, and postmitotic neurons in developing neocortex. J. Neurosci. 25, 247-251 (2005).
  30. Kwon, G. S., Hadjantonakis, A. K. Eomes::GFP-a tool for live imaging cells of the trophoblast, primitive streak, and telencephalon in the mouse embryo. Genesis. 45, 208-217 (2007).
  31. Pearlman, A. L., Sheppard, A. M. Extracellular matrix in early cortical development. Prog. Brain Res. 108, 117-134 (1996).
  32. Milev, P., et al. Differential regulation of expression of hyaluronan-binding proteoglycans in developing brain: aggrecan, versican, neurocan, and brevican. Biochemical and Biophysical Research Communications. 247, 207-212 (1998).
  33. Kwan, K. Y., et al. SOX5 postmitotically regulates migration, postmigratory differentiation, and projections of subplate and deep-layer neocortical neurons. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105, 16021-16026 (2008).
  34. McKenna, W. L., et al. Tbr1 and Fezf2 regulate alternate corticofugal neuronal identities during neocortical development. The Journal of Neuroscience : The Official Journal of the Society for Neuroscience. 31, 549-564 (2011).
  35. Tabata, H., Nakajima, K. Efficient in utero gene transfer system to the developing mouse brain using electroporation: visualization of neuronal migration in the developing cortex. Neuroscience. 103, 865-872 (2001).
  36. Stancik, E. K., Navarro-Quiroga, I., Sellke, R., Haydar, T. F. Heterogeneity in ventricular zone neural precursors contributes to neuronal fate diversity in the postnatal neocortex. J. Neurosci. 30, 7028-7036 (2010).
  37. Powrozek, T. A., Zhou, F. C. Effects of prenatal alcohol exposure on the development of the vibrissal somatosensory cortical barrel network. Brain Res. Dev. Brain Res. 155, 135-146 (2005).
  38. O'Dell, R., et al. Society for Neuroscience. , Washington D.C. (2011).
  39. Tombol, T., Hajdu, F., Somogyi, G. Identification of the Golgi picture of the layer VI cortic-geniculate projection neurons. Experimental Brain Research. Experimentelle Hirnforschung. Experimentation Cerebrale. 24, 107-110 (1975).
  40. Brumberg, J. C., Hamzei-Sichani, F., Yuste, R. Morphological and physiological characterization of layer VI corticofugal neurons of mouse primary visual cortex. Journal of Neurophysiology. 89, 2854-2867 (2003).
  41. Jones, E. G. Synchrony in the interconnected circuitry of the thalamus and cerebral cortex. Annals of the New York Academy of Sciences. 1157, 10-23 (2009).
  42. Kowalczyk, T., et al. Intermediate Neuronal Progenitors (Basal Progenitors) Produce Pyramidal-Projection Neurons for All Layers of Cerebral Cortex. Cereb. Cortex. , (2009).
  43. Konig, N., Roch, G., Marty, R. The onset of synaptogenesis in rat temporal cortex. Anatomy and Embryology. 148, 73-87 (1975).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

eksplant ca ej p kuliiniekcja plazmidusekcja tkanekanaliza histologicznaekspresja GFPlaminacja korymigracja neuronalnapobieranie zarodk w

Powiązane artykuły