Model podwójnej recyrkulacji ludzkiego łożyska ex vivo może być wykorzystany do zbadania transferu ksenobiotyków i nanocząsteczek przez ludzkie łożysko. W tym protokole wideo opisujemy sprzęt i techniki wymagane do pomyślnego przeprowadzenia perfuzji łożyska.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Oznaczanie szybkości transportu ksenobiotyków i nanomateriałów przez łożysko przy użyciu modelu perfuzji łożyska człowieka ex vivo
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Dziesiątki lat temu ludzkie łożysko było uważane za nieprzenikalną barierę między matką a nienarodzonym dzieckiem. Jednak odkrycie wad wrodzonych wywołanych talidomidem i wiele późniejszych badań dowiodło czegoś przeciwnego. Obecnie opisano kilka szkodliwych ksenobiotyków, takich jak nikotyna, heroina, metadon lub narkotyki, a także zanieczyszczenia środowiska, które pokonały tę barierę. Wraz z rosnącym zastosowaniem nanotechnologii, łożysko prawdopodobnie wejdzie w kontakt z nowymi nanocząstkami przypadkowo poprzez narażenie lub celowo w przypadku potencjalnych zastosowań nanomedycznych. Nie można ekstrapolować danych z doświadczeń na zwierzętach, ponieważ łożysko jest najbardziej specyficznym dla gatunku narządem ssaków 1. W związku z tym ex vivo podwójnie recyrkulacyjna ludzka perfuzja łożyska, opracowana przez Panigel i wsp. w 1967 r. 2 i stale modyfikowana przez Schneidera i wsp. w 1972 3 r. może służyć jako doskonały model do badania transferu ksenobiotyków lub cząstek.
Tutaj skupiamy się na protokole podwójnej recyrkulacji ludzkiego łożyska ex vivo i jego dalszym rozwoju w celu uzyskania powtarzalnych wyników.
Łożyska uzyskano po świadomej zgodzie matek z nieskomplikowanych ciąż donoszonych po cesarskim cięciu. Naczynia płodowe i matczyne nienaruszonego liścienia były kaniulowane i perfundowane przez co najmniej pięć godzin. Jako model do obwodu macierzyńskiego dodano znakowane fluorescencyjnie cząstki polistyrenu o rozmiarach 80 i 500 nm średnicy. Cząstki o długości fali 80 nm były w stanie przekroczyć barierę łożyskową i stanowią doskonały przykład substancji, która jest przenoszona przez łożysko do płodu, podczas gdy cząstki o długości 500 nm były zatrzymywane w tkance łożyska lub obwodzie matki. Model perfuzji łożyska u człowieka ex vivo jest jednym z niewielu modeli dostarczających wiarygodnych informacji na temat zachowania ksenobiotyków podczas transportu przez ważną barierę tkankową, które dostarczają danych predykcyjnych i klinicznych.
Wprowadzenie
Łożysko to złożony organ, który jest odpowiedzialny za wymianę tlenu, dwutlenku węgla, składników odżywczych i produktów przemiany materii, a jednocześnie jest w stanie utrzymać dwa obwody krwi matki i rozwijającego się płodu oddzielnie od siebie. Dodatkowo zapobiega odrzuceniu dziecka przez układ odpornościowy matki i wydziela hormony w celu utrzymania ciąży. Bariera komórkowa jest tworzona przez komórki cytotofoblastu, które łączą się i tworzą prawdziwe syncytium bez bocznych błon komórkowych 4,5. Całe łożysko jest zorganizowane w kilka liścieni, które zawierają jedno kosmkowe drzewo płodowe i reprezentują jedną jednostkę funkcjonalną łożyska.
Badania nad funkcją bariery łożyskowej zostały zintensyfikowane wraz z odkryciem wad rozwojowych wywołanych talidomidem w latach 60-tych. Z oczywistych względów badania translokacji u kobiet w ciąży nie mogą być wykonywane. W związku z tym opracowano różne modele alternatywne 6,7. Najbardziej obiecującym i prawdopodobnie najbardziej istotnym klinicznie modelem jest model ludzkiej perfuzji łożyska ex vivo opracowany przez Panigel i współpracowników 2,3.
Wiele kobiet jest narażonych na działanie różnych ksenobiotyków, takich jak leki lub zanieczyszczenia środowiska podczas ciąży 8. W przypadku niektórych leków, które były już regularnie podawane w czasie ciąży, można przeprowadzić badania in vivo, porównując stężenie we krwi matki ze stężeniem we krwi pępowinowej. Jednak ogólnie rzecz biorąc, dostępne są jedynie ograniczone informacje na temat farmakokinetyki i dynamiki u płodu oraz teratogenności tych substancji.
Na przykład opiaty, takie jak heroina, łatwo przenikają przez barierę łożyskową i mogą prowadzić do wewnątrzmacicznego zahamowania wzrostu, przedwczesnego porodu lub samoistnego poronienia 9,10. Tak więc w przypadku braku abstynencji w czasie ciąży zalecana jest terapia zastępcza metadonem. Model perfuzji łożyska u człowieka ex vivo wykazał, że przenikanie metadonu do krążenia płodowego jest znikome11, co dobrze koreluje z obliczonym stosunkiem stężenia krwi pępowinowej do stężenia we krwi matki po porodzie 12.
Nanotechnologia to rozwijająca się dziedzina, szczególnie w medycynie. Tak więc pod naturalnie występującymi drobnymi (< 2,5 μm średnicy) i ultradrobnymi cząstkami (< 0,1 μm średnicy) w oparach pożarów lasów, erupcjach wulkanów i pyle pustynnym wzrasta narażenie na zmodyfikowane nanomateriały (co najmniej jeden wymiar < 0,1 μm 13). W związku z tym pojawiły się pytania o toksykologiczny potencjał zmodyfikowanych nanomateriałów. Chociaż nie udało się jeszcze udowodnić zagrożenia dla ludzi, istnieją główne badania eksperymentalne wskazujące, że zmodyfikowane nanocząstki mogą powodować niekorzystne reakcje biologiczne prowadzące do skutków toksykologicznych 14. Ostatnio niektóre badania wykazały, że prenatalne narażenie na zanieczyszczenie powietrza wiąże się z większym zapotrzebowaniem na drogi oddechowe i stanem zapalnym dróg oddechowych u noworodków i dzieci 15,16. Ponadto małe nanocząstki mogą być stosowane jako nośniki leków w specyficznym leczeniu zarówno płodu, jak i matki. W związku z tym oczywiste staje się, że konieczne są szeroko zakrojone badania nad odrębnymi ksenobiotykami lub nanomateriałami i ich zdolnością do przekraczania bariery łożyskowej. Aktualny przegląd aktualnych badań nad przepuszczalnością łożyska dla nanomateriałów inżynieryjnych podsumowano w Menezes i wsp. 2011: 17 oraz Buerki-Thurnherr i in., 2012, 7.
Model ex vivo podwójnej recyrkulacji ludzkiego łożyska dostarcza kontrolowanego i niezawodnego systemu do badania transportu łożyskowego różnych endogennych i egzogennych związków 3,11,12,18,19 oraz szerokiego zakresu innych funkcji łożyska, takich jak mechanizmy odpowiedzialne za rozwój stanów patologicznych, takich jak stan przedrzucawkowy 20-22. W tym protokole skupiamy się głównie na konfiguracji, obsłudze i metodzie, które pozwalają na badanie akumulacji, efektów i szybkości translokacji szerokiego zestawu ksenobiotyków lub nanocząstek.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
1. Przygotowanie systemu perfuzji
- Ustawić system perfuzyjny składający się z łaźni wodnej, komory perfuzyjnej, dwóch kolumn do natleniania, dwóch pomp perystaltycznych, dwóch pułapek pęcherzykowych, dwóch grzałek przepływowych i jednego czujnika ciśnienia (rysunek 1). Połącz te elementy z odcinkami rur wykonanymi z materiałów silikonowych i polichlorku winylu zgodnie ze schematem na rysunku 2. Wreszcie istnieją dwa obwody reprezentujące odpowiednio obwód płodowy i matczyny.
- Włącz łaźnię wodną, podgrzewacze przepływowe i ogrzewanie komory perfuzyjnej. Temperatura powinna wynosić 37 °C.
- Rozgrzać pożywkę perfuzyjną (pożywkę do hodowli tkankowych NCTC-135 rozcieńczoną w stosunku 1:2 buforem Earle'a (6,8 g/l chlorku sodu, 0,4 g/l chlorku potasu, 0,14 g/l fosforanu monosodu, 0,2 g/l siarczanu magnezu, 0,2 g/l chlorku wapnia, 2 g/l glukozy) uzupełnioną glukozą (1 g/l), dekstranem 40 (10 g/l), albuminą surowicy bydlęcej (10 g/l), heparyna sodowa (2 500 j.m./l), amoksycyklina (250 mg/l) i wodorowęglan sodu (2,2 g/l); pH 7,4) w łaźni wodnej.
- Następnie przepłukać kolejno układy tętnicze obwodu płodowego i matczynego a) 200 ml wody destylowanej, b) 50 ml 1% wodorotlenku sodu, c) 1% kwasu fosforowego i d) ponownie 200 ml wody destylowanej (przepływ: 15 - 20 ml/min).
- Podłączyć kaniulę płodu (Ø 1,2 mm; igłę należy podłączyć do zmodyfikowanego zestawu do infuzji ze skrzydełkami) do rurki tętniczej płodu.
- Przepłukać układy tętnicze obwodu płodowego i matczynego pożywką perfuzyjną, aż wszystkie probówki będą zawierały pożywkę (szybkość przepływu: 15-20 ml/min). Na tym etapie napełnij pułapki bąbelkowe i usuń wszystkie pęcherzyki za pułapką. Następnie zatrzymaj pompy. Bardzo ważne jest, aby doprowadzające rurki tętnicze były zawsze wolne od pęcherzyków; W przeciwnym razie po kaniulacji szczególnie drobne naczynia płodowe mogą pęknąć.
- Włącz przepływ gazu. Obwód matczyny jest natleniony 5% dwutlenkiem węgla i 95% syntetycznym powietrzem, a obwód płodowy 5% dwutlenkiem węgla i 95% azotem.
- Rozpocznij nagrywanie czujnika ciśnienia.
2. Kaniulowanie łożyska
- Uzyskaj nienaruszone łożyska z niepowikłanych ciąż donoszonych po pierwotnym cięciu cesarskim. Pisemna zgoda musi zostać wyrażona (została uzyskana w przypadku naszych badań) przez matki przed porodem, a badanie musi zostać zatwierdzone przez lokalną komisję etyczną (tak było w naszych badaniach). Pierwsza kontrola wzrokowa powinna być wykonana przez położne, aby upewnić się, że łożysko jest zdrowe i nienaruszone.
- Kaniulacja łożyska jest krytycznym krokiem! Podczas perfuzji każde małe zakłócenie w tkance może prowadzić do nieszczelności między krążeniem matczynym a płodowym. Łożysko musi zostać pobrane w ciągu 30 minut po porodzie.
- Wybierz nienaruszony liścień w strefie brzeżnej łożyska bez widocznych zakłóceń po stronie matki. Na płytce kosmówkowej zwiąż obie powiązane gałęzie tętnicy pępowinowej i żyłę w górę do późniejszej strony kaniulacji (w kierunku pępowiny) za pomocą chirurgicznego materiału do szycia. Rób zawsze dwa węzły.
- Najpierw kanukleuj tętnicę płodową. Tętnice łożyskowe płodu są zawsze mniejsze i cieńsze niż żyły.
- Wykonaj szew wokół tętnicy płodowej, ale nie wiąż jej od razu. Przytrzymaj naczynie kleszczami, ostrożnie przetnij naczynie i umieść małą kaniulę (Ø 1,2 mm) w tętnicy. Następnie zawiąż szew (dwa węzły).
- Kontynuuj z żyłą płodową w ten sam sposób, ale użyj większej kaniuli (Ø 1,5-1,8 mm; igłę należy przymocować do zmodyfikowanego zestawu do infuzji ze skrzydełkami).
- Włączyć pompę płodową (2 ml/min). Jeśli nie ma widocznego wycieku, a krew wypływa z kaniuli żyły płodowej, powoli zwiększaj przepływ do 4 ml/min. Obserwuj ciśnienie w tętnicy płodowej, nie powinno ono przekraczać 70 mmHg. Jeśli płyn wycieknie z kaniuli płodu lub matki, przymocuj je innym szwem.
- Umieść łożysko na uchwycie na chusteczki stroną płodową do góry i przeciągnij błonę łożyskową i tkankę przez kolce. W końcu perfundowany liścienie powinien znajdować się w środku otworu w uchwycie na tkanki.
- Ustabilizuj część, w której tylko membrana utrzymuje łożysko, za pomocą membrany silikonowej (Ø 1 mm) lub alternatywnie dwóch kawałków parafilmu.
- Zamontuj kompletny uchwyt na chusteczkę, dokręć i odetnij zwisającą chusteczkę. Należy pamiętać, że kaniule żylne i tętnicze nie są ściśnięte, ale zamiast tego leżą w małych kanałach uchwytu na tkanki.
- Odwróć uchwyt na chusteczki do góry nogami, włóż go do komory perfuzyjnej i dodaj osłonę. Teraz strona matczyna powinna znajdować się na górze. Zawsze sprawdzaj, czy obwód płodu jest nadal nienaruszony, a medium wypływa z rurki żylnej płodu.
- Włączyć laktację matczyną (12 ml/min). Wprowadzić trzy kaniule (Ø 0,8 mm) na końcu rurki tętniczej matki do przestrzeni międzykosmkowej, penetrując płytkę dziesiętną. Aby przywrócić perfuzat do obwodu matczynego, umieść jedną rurkę jako drenaż żylny, który jest również połączony z pompą matczyną, w najniższej pozycji w górnej części komory perfuzyjnej.
- Podłącz kaniulę żyły płodowej do rurki żylnej płodu.
3. Przeprowadzanie fazy wstępnej i eksperymentalnej perfuzji
- Aby umożliwić tkance regenerację po okresie niedokrwienia po porodzie i wypłukanie krwi w przestrzeni międzykosmkowej, konieczna jest otwarta faza wstępna trwająca 20 minut. Oznacza to, że żyła matczyna i płodowa nie prowadzą z powrotem do zbiornika tętniczego zawierającego podłoże perfuzyjne. Zbierz odpływ żylny płodu i matki do butelki i wyrzuć go po fazie wstępnej.
- Aby ocenić integralność perfuzji, należy wykonać kolejną fazę wstępną trwającą 20 minut, ale w obiegu zamkniętym. Użyj dwóch oddzielnych zbiorników z podłożem perfuzyjnym dla obwodu płodowego i matczynego i zamknij obwody, prowadząc odpływ żylny płodu z powrotem do zbiornika płodowego, a odpływ żylny matki z powrotem do zbiornika matki.
- Do głównego doświadczenia perfuzyjnego przygotuj dwie kolby ze 120 ml pożywki perfuzyjnej (jedną dla matki i jedną dla zbiornika płodowego). Dodać znakowaną radioizotopowo 14-C-antypirynę (4 nCi/ml; służy jako kontrola pozytywna; UWAGA: substancja radioaktywna) oraz znakowane fluorescencyjnie ksenobiotyki lub nanocząstki, które chce się przeanalizować do rezerwuaru matczynego. Dobrze wymieszaj matczyny perfuzat.
- Rozpocznij eksperyment od wymiany czystej pożywki perfuzyjnej na dwie przygotowane kolby (zbiornik płodowy i matczyny). Zamknąć obwody, prowadząc odpływ żylny płodu z powrotem do zbiornika płodowego, a odpływ żylny matki z powrotem do zbiornika matki.
- Kontynuuj perfuzję przez 6 godzin i regularnie pobieraj próbki. Przed pobraniem pożywki należy zawsze ponownie zawiesić w zbiorniku płodowym i matczynym.
- Podczas perfuzji należy kontrolować ciśnienie w tętnicy płodowej (nie powinno przekraczać 70 mmHg), pH w obu obwodach (powinno mieścić się w fizjologicznym zakresie 7,2-7,4) oraz objętość obu zbiorników (utrata objętości płodu nie powinna przekraczać 4 ml/h). W razie potrzeby dostosować wartości pH za pomocą kwasu solnego lub wodorotlenku sodu.
- Jeśli utrata objętości w zbiorniku płodowym przekracza 4 ml/h, oznacza to nieszczelność tkanki i należy przerwać perfuzję. Wskaźnik powodzenia perfuzji przez 6 godzin bez wycieku wynosi około 15-20%.
- Zatrzymaj perfuzję po 6 godzinach. Wyłącz pompy, łaźnię wodną, podgrzewacze przepływowe i przepływ gazu.
- Wyjmij łożysko z uchwytu na chusteczkę, odetnij perfundowany liścień (jaśniejszy niż nieperfundowana tkanka) i zważ go.
- Pobrać próbki z tkanki nieperfundowanej (część łożyska, która została przecięta na początku; mogła być już pobrana w fazie wstępnej) i perfundowanej tkanki (każda o wadze około 1 g) i przechowywać je w temperaturze -20 °C do czasu homogenizacji lub w ciekłym azocie do późniejszej analizy. Utrwal kolejną próbkę tkanki w 4% formalinie do oceny histopatologicznej. Próbki powinny obejmować wszystkie warstwy łożyska.
- Oczyścić probówki po perfuzji, kolejno przepłukując układy tętnicze obwodu płodowego i matczynego a) 200 ml wody destylowanej, b) 50 ml 1% wodorotlenku sodu, c) 50 ml 1% kwasu fosforowego i d) ponownie 200 ml wody destylowanej (przepływ: 15-20 ml/min).
Cała procedura robocza eksperymentu z perfuzją łożyska jest przedstawiona na rysunku 3.
4. Analiza próbek
- Odwirować próbki perfuzatu przez 10 minut przy 800 x g przed analizą w celu usunięcia resztek erytrocytów. Pobrać supernatant do dalszej analizy. Próbki można pozostawić na noc w temperaturze 4 °C. Do analizy produkcji leptyny i hCG próbki można przechowywać w temperaturze -20 °C.
- Aby ocenić przepuszczalność łożyska, należy przeanalizować 14C-antypirynę za pomocą scyntylacji cieczy. Wymieszaj 300 μl próbek płodu i matki z 3 ml koktajlu scyntylacyjnego i odmierzaj przez 5 minut w liczniku beta.
- Aby ocenić transfer fluorescencyjnych nanocząstek lub ksenobiotyku, który nas interesuje, odczytaj fluorescencję przy wzbudzeniu 485 nm i emisji 528 nm w czytniku mikropłytek (wskazane długości fal służą do analizy żółto-zielonej etykiety, której użyliśmy dla nanocząstek).
- Aby określić żywotność tkanki łożyska podczas perfuzji, zmierz zużycie glukozy i produkcję mleczanu w obwodzie płodu i matki za pomocą zautomatyzowanego systemu gazometrii krwi. Dodatkowo oceń produkcję hormonów łożyskowych, ludzkiej kosmówki-gonadotropiny (hCG) i leptyny w homogenizowanych próbkach tkanek i perfuzatach za pomocą testu immunoenzymatycznego (ELISA).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Rysunek 4A przedstawia profile perfuzji małych cząsteczek polistyrenu (80 nm), które zostały przetransportowane przez łożysko, w porównaniu do większych cząsteczek polistyrenu (500 nm), które nie przeniknęły do przedziału płodowego. Każdy punkt danych reprezentuje średnie stężenie cząsteczek w danym punkcie czasowym z co najmniej 3 niezależnych eksperymentów. W przypadku nanocząsteczek polistyrenu transport łożyskowy jest zależny od wielkości 19. Po 3 h perfuzji łożyska już 20-30% początkowo d...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Pod pokazaną tutaj podwójną perfuzją recyrkulacyjną istnieje kilka innych możliwych konfiguracji eksperymentalnych w zależności od pytania, na które należy odpowiedzieć. Szczególnie otwarte perfuzje łożyskowe są powszechnie stosowane do oceny klirensu leku przy stężeniu w stanie stacjonarnym 3. Układ perfuzji recyrkulacyjnej może być również stosowany do potwierdzania aktywnego transportu substancji endogennych lub egzogennych. W tym celu takie samo stężenie ksenobiotyku musi zostać dodane do krążenia matczyne...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.
Podziękowania
Ta praca jest wspierana finansowo przez Szwajcarską Fundację Narodową, (program NRP 64, grant nr 4064-131232).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| NCTC-135 średni | ICN Biomedicals, Inc. | 10-911-22C | można zastąpić pożywką 199 z Sigma (M3769) |
| Chlorek sodu (NaCl) | Sigma-Aldrich, Fluka | 71381 | |
| Chlorek potasu (KCl) | Możliwa jest również apteka | : Sigma (P9541) | |
| Fosforan monosodowy (NaH2PO4 · H2O) | Merck | 106346 | |
| Siarczan magnezu (MgSO4 · H2O) | Sigma-Aldrich, Fluka | 63139 | |
| Chlorek wapnia (CaCl, bezwodny) | Merck | 102388 | |
| D(+) Glukoza (bezwodna) | Sigma-Aldrich, Fluka | 49138 | |
| Wodorowęglan sodu (NaHCO3) | Merck | 106329 | |
| Dekstran z Leuconostoc spp. | Sigma-Aldrich | 31389 | |
| Albumina surowicy bydlęcej (BSA) | Applichem | A1391 | |
| Amoksycylina (Clamoxyl) | GlaxoSmithKline AG | 2021101A | |
| Heparyna sodowa | B. Braun Medical AG | 3511014 | |
| Granulki hydrotlenku sodu (NaOH) | Merck | 106498 | UWAGA: |
| Kwas ortofosforowy 85% (H3PO4) | Merck | 100573 | UWAGA: |
| Mieszanina gazów matczynych: 95% powietrza syntetycznego, 5% CO2 | PanGas AG | ||
| Mieszanina gazów płodowych: 95% N2, 5% CO2 | PanGas AG | ||
| Antypiryna (N-metylo-14C) | Amerykańskie chemikalia znakowane radioaktywnie, Inc. | ŁUK 0108-50 μ Ci | UWAGA: materiał radioaktywny (aktywność specyficzna: 55mCi/mmol) |
| Koktajl scyntylacyjny (IrgaSafe Plus) | Zinsser Analytic GmbH | 1003100 | |
| Cząstki polistyrenu 80 nm | Polyscience, Inc. | 17150 | |
| Cząstki polistyrenu 500 nm | Polyscience, Inc. | 17152 | |
| EQUIPMENT | |||
| Kąpiel wodna | VWR | 462-7001 | |
| Termostat | IKA-Werke GmbH Co. KG | 3164000 | |
| Pompy perystaltyczne | Ismatec | ISM 833 | |
| Pułapki bąbelkowe (szkło) | UNI-GLAS Laborbedarf | ||
| Nagrzewnica przepływowa | UNI-GLAS Laborbedarf | ||
| Czujnik ciśnienia + oprogramowanie do analiz | MSR Electronics GmbH | 145B5 | |
| Notebook | Hewlett Packard | ||
| Miniaturowy natleniacz wymiany gazowej | Living Systems Oprzyrządowanie | LSI-OXR | |
| Tygon Tube (ID: 1,6 mm; Średnica zewnętrzna: 4,8 mm) | Ismatec | MF0028 | |
| Rurki do pomp (PharMed BPT; ID: 1,52 mm) | Ismatec | SC0744 | |
| kaniule ( 0,8 mm) | Polymed Medical Center | 03.592.81 | |
| kaniule ( 1,2 mm) | Polymed Medical Center | 03.592.90 | |
| kaniule ( 1,5 mm) | Polymed Medical Center | 03.592.94 | |
| kaniule ( 1,8 mm) | Polymed Medical Center | 03.952.82 | |
| Parafilm | VWR | 291-1212 | |
| Komora perfuzyjna z uchwytem na tkanki (pleksi) | Wewnętrzny dział | Podobny sprzęt jest dostępny w Hemotek Limited, Wielka Brytania | |
| Chirurgiczny materiał do szycia (PremiCron) | B. Braun Medical AG | C0026005 | |
| Zestaw do infuzji igieł ze skrzydłami (21G Butterfly) | Hospira, Inc. | ASN 2102 | |
| Wielokierunkowy kran (Discofix C-3) | B. Braun Medical AG | 16494C | |
| Nożyczki chirurgiczne | B. Braun Medical AG | BC304R | |
| Nożyczki preparacyjne | B. Braun Medical AG | BC162R | |
| Uchwyt do igieł | B. Braun Medical AG | BM200R | |
| Kleszcze preparacyjne | B. Braun Medical AG | BD215R | |
| Zautomatyzowany system do gazometrii Radiometr | Medical ApS | ABL800 FLEX | |
| Wielomodowy czytnik mikropłytek | BioTek | Synergy HT | |
| Analizator scyntylacyjny cieczy | GMI, Inc. | Packard Tri-Carb 2200 | |
| Probówki scyntylacyjne 5,5 ml | Zinsser Analytic GmbH | 3020001 | |
| Homogenizator tkankowy | OMNI, Inc. | pH-metr TH-220 | |
| + elektroda | VWR | 662-2779 |
Bibliografia
- Ala-Kokko, T. I., Myllynen, P., Vahakangas, K. Ex vivo perfusion of the human placental cotyledon: implications for anesthetic pharmacology. Int. J. Obstet. Anesth. 9, 26-38 (2000).
- Panigel, M., Pascaud, M., Brun, J. L. Radioangiographic study of circulation in the villi and intervillous space of isolated human placental cotyledon kept viable by perfusion. J. Physiol. (Paris). 59, 277(1967).
- Schneider, H., Panigel, M., Dancis, J. Transfer across the perfused human placenta of antipyrine, sodium and leucine. Am. J. Obstet. Gynecol. 114, 822-828 (1972).
- Enders, A. C., Blankenship, T. N. Comparative placental structure. Adv. Drug Deliv. Rev. 38, 3-15 (1999).
- Takata, K., Hirano, H. Mechanism of glucose transport across the human and rat placental barrier: a review. Microsc. Res. Tech. 38, 145-152 (1997).
- Saunders, M. Transplacental transport of nanomaterials. Wiley Interdiscip. Rev. Nanomed. Nanobiotechnol. 1, 671-684 (2009).
- Buerki-Thurnherr, T., von Mandach, U., Wick, P. Knocking at the door of the unborn child: engineered nanoparticles at the human placental barrier. Swiss Med. Wkly. 142, w13559(2012).
- Gendron, M. P., Martin, B., Oraichi, D., Berard, A. Health care providers' requests to Teratogen Information Services on medication use during pregnancy and lactation. Eur. J. Clin. Pharmacol. 65, 523-531 (2009).
- Burns, L., Mattick, R. P., Lim, K., Wallace, C. Methadone in pregnancy: treatment retention and neonatal outcomes. Addiction. 102, 264-270 (2007).
- von Mandach, U. Drug use in pregnancy. Ther. Umsch. 62, 29-35 (2005).
- Malek, A., Obrist, C., Wenzinger, S., von Mandach, U. The impact of cocaine and heroin on the placental transfer of methadone. Reprod. Biol. Endocrinol. 7, 61(2009).
- Hutson, J. R., Garcia-Bournissen, F., Davis, A., Koren, G. The human placental perfusion model: a systematic review and development of a model to predict in vivo transfer of therapeutic drugs. Clin. Pharmacol. Ther. 90, 67-76 (2011).
- International Organization for Standardization (ISO). Technical Specification (ISO/TS) 27687. Nanotechnologies – Terminology and definitions for nano-objects – Nanoparticles, nanofibre and nanoplate. , (2008).
- Pietroiusti, A. Health implications of engineered nanomaterials. Nanoscale. 4, 1231-1247 (2012).
- Latzin, P., Roosli, M., Huss, A., Kuehni, C. E., Frey, U. Air pollution during pregnancy and lung function in newborns: a birth cohort study. Eur. Respir. J. 33, 594-603 (2009).
- Lacasana, M., Esplugues, A., Ballester, F. Exposure to ambient air pollution and prenatal and early childhood health effects. Eur. J. Epidemiol. 20, 183-199 (2005).
- Menezes, V., Malek, A., Keelan, J. A. Nanoparticulate drug delivery in pregnancy: placental passage and fetal exposure. Curr. Pharm. Biotechnol. 12, 731-742 (2011).
- Muhlemann, K., Menegus, M. A., Miller, R. K. Cytomegalovirus in the perfused human term placenta in vitro. Placenta. 16, 367-373 (1995).
- Wick, P., et al. Barrier capacity of human placenta for nanosized materials. Environ. Health Perspect. 118, 432-436 (2010).
- Dancis, J. Why perfuse the human placenta. Contrib Gynecol. Obstet. 13, 1-4 (1985).
- May, K., et al. Perfusion of human placenta with hemoglobin introduces preeclampsia-like injuries that are prevented by alpha1-microglobulin. Placenta. 32, 323-332 (2011).
- Guller, S., et al. Protein composition of microparticles shed from human placenta during placental perfusion: Potential role in angiogenesis and fibrinolysis in preeclampsia. Placenta. 32, 63-69 (2011).
- Challier, J. C. Criteria for evaluating perfusion experiments and presentation of results. Contrib. Gynecol. Obstet. 13, 32-39 (1985).
- Kraemer, J., Klein, J., Lubetsky, A., Koren, G. Perfusion studies of glyburide transfer across the human placenta: implications for fetal safety. Am. J. Obstet. Gynecol. 195, 270-274 (2006).
- leal, J. K., et al. Modification of fetal plasma amino acid composition by placental amino acid exchangers in vitro. J. Physiol. 582, 871-882 (2007).
- athiesen, L., et al. Quality assessment of a placental perfusion protocol. Reprod. Toxicol. 30, 138-146 (2010).
- Myllynen, P., et al. Preliminary interlaboratory comparison of the ex vivo dual human placental perfusion system. Reprod Toxicol. 30, 94-102 (2010).
- Malek, A., Sager, R., Schneider, H. Maternal-fetal transport of immunoglobulin G and its subclasses during the third trimester of human pregnancy. Am. J. Reprod. Immunol. 32, 8-14 (1994).
- Prouillac, C., Lecoeur, S. The role of the placenta in fetal exposure to xenobiotics: importance of membrane transporters and human models for transfer studies. Drug Metab. Dispos. 38, 1623-1635 (2010).
- Poulsen, M. S., Rytting, E., Mose, T., Knudsen, L. E. Modeling placental transport: correlation of in vitro BeWo cell permeability and ex vivo human placental perfusion. Toxicol. In Vitro. 23, 1380-1386 (2009).
- Mathiesen, L., Rytting, E., Mose, T., Knudsen, L. E. Transport of benzo[alpha]pyrene in the dually perfused human placenta perfusion model: effect of albumin in the perfusion medium. Basic Clin. Pharmacol. Toxicol. 105, 181-187 (2009).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
