Opisujemy produkcję skompresowanych granulek hormonów, jak również podskórne chirurgiczne wszczepianie implantów myszom. Strategia ta może być połączona ze wzrostem ksenoprzeszczepów komórkowych i tkankowych pod torebką nerkową nagich myszy w celu oceny kancerogenezy hormonalnej i regulacji łagodnego wzrostu prostaty.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Ksenograf torebki nerkowej i podskórna implantacja osadu w celu oceny kancerogenezy gruczołu krokowego i łagodnego przerostu gruczołu krokowego
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Nowe terapie dwóch powszechnych chorób prostaty, raka prostaty (PrCa) i łagodnego przerostu prostaty (BPH), zależą krytycznie od eksperymentów oceniających ich regulację hormonalną. Steroidowe hormony płciowe (zwłaszcza androgeny i estrogeny) są ważne w PrCa i BPH; Badamy ich rolę w indukowaniu wzrostu prostaty i kancerogenezy u myszy za pomocą eksperymentów z użyciem skompresowanych granulek hormonów. Granulki hormonów i / lub leków są łatwo wytwarzane za pomocą prasy do peletów i chirurgicznie wszczepiane do tkanki podskórnej samca myszy gospodarza. Opisano również protokół oceny kancerogenezy hormonalnej poprzez połączenie podskórnej implantacji osadów hormonalnych z ksenografacją rekombinantów komórek prostaty pod torebką nerkową myszy z obniżoną odpornością. Co więcej, podskórna implantacja osadów hormonalnych, w połączeniu z ksenografem tkanki BPH w torebki nerkowej, jest przydatna do lepszego zrozumienia regulacji hormonalnej łagodnego wzrostu prostaty i testowania nowych terapii ukierunkowanych na szlaki steroidowych hormonów płciowych.
Wprowadzenie
Rak prostaty (PrCa) i łagodny przerost gruczołu krokowego (BPH) są znaczącymi obciążeniami zdrowotnymi. PrCa jest drugim najczęściej występującym nowotworem narządów litych u mężczyzn i główną przyczyną zgonów związanych z rakiem 1. BPH jest również bardzo rozpowszechniony wśród starszych mężczyzn i szacuje się, że kliniczna manifestacja BPH, objawów ze strony dolnych dróg moczowych (LUTS), dotyczy 50-90% mężczyzn 2. Chociaż wiadomo, że androgeny i estrogeny są ważne w PrCa i BPH, nasze zrozumienie mechanizmów hormonalnych, które leżą u podstaw kancerogenezy i wzrostu, pozostaje niepełne 3,4. Proste i genetycznie wykonalne modele zwierzęce stanowią podstawę badań, które zajmą się tymi priorytetami w badaniach nad prostatą. W chorobach reagujących na hormony, takich jak PrCa i BPH, stosowanie podskórnych granulek hormonu o powolnym uwalnianiu, w izolacji lub w połączeniu z ksenografacją torebki nerkowej (transfer komórek, tkanek lub narządów z jednego gatunku do drugiego) do gospodarza myszy z obniżoną odpornością, zapewnia prostą i powtarzalną metodę badania hormonalnej regulacji wzrostu i kancerogenezy.
Podskórna implantacja granulek hormonalnych jest prostą i powtarzalną techniką badania hormonalnej regulacji kancerogenezy i łagodnego wzrostu prostaty 5. Podskórne wszczepienie dorosłym samcom myszy 25 mg testosteronu (T) i 2,5 mg 17β-estradiolu (E2) powoduje wzrost stężenia E2 w surowicy i stopniowy spadek T, odtwarzając dynamiczne środowisko hormonalne starzejących się mężczyzn 5,6. Ponadto model ten podsumowuje wiele cech klinicznych BPH-LUTS 5,7. Alternatywne metody podawania hormonów obejmują podawanie doustne/przez zgłębnik lub wstrzyknięcie dootrzewnowe, które powodują niepokój u gryzonia, są mniej konsekwentne w dostarczaniu tej samej ilości leku w czasie i są bardziej pracochłonne niż jednorazowa implantacja chirurgiczna. Inne podskórne sposoby dostarczania hormonów i/lub leków obejmują kapsułki Silastic 8. Chociaż mamy również doświadczenie w stosowaniu kapsułek Silastic, sprasowane granulki są preferowane ze względu na ich łatwość użycia i powtarzalność. Co więcej, szybkość uwalniania skompresowanych granulek hormonu lepiej naśladuje dynamiczne proporcje steroidowych hormonów płciowych obserwowane u starzejących się mężczyzn 5,7.
Od czasu rozwoju genetycznie obniżonych ciśnień immunologicznych, opracowano liczne systemy modelowe in vivo wykorzystujące techniki ksenoprzeszczepu do badania szerokiej gamy normalnych i chorych tkanek. Istnieje kilka podstawowych kategorii ksenoprzeszczepów. Ksenoprzeszczepy tkankowe składają się z małego fragmentu nienaruszonej tkanki, która może być normalną strukturą, złośliwym guzem lub łagodnym wzrostem. Szot i wsp. (2007) niedawno naświetlili ksenoprzeszczep torebki nerkowej wysp trzustkowych 9. Aamdal i in. (1985) opisali ksenoprzeszczep torebki nerkowej 27 ludzkich linii komórek rakowych u myszy z obniżoną odpornością 10. Przeszczepy mogą również składać się z pojedynczej unieśmiertelnionej linii komórkowej (rakowej lub nienowotworowej) lub mogą składać się z unieśmiertelnionej linii komórkowej połączonej z komórkami wyizolowanymi z mezenchymy (przeszczep rekombinowany komórek).
Popieramy ksenoprzeszczepy rekombinantów komórkowych w celu zbadania odpowiednich ról zrębu i nabłonka w rozwoju PrCa i BPH. Cunha i in. (1980) jako pierwsi donieśli, że gdy nabłonek dorosłego mysiego pęcherza moczowego jest połączony z embrionalną mezenchymą zatoki moczowo-płciowej (UGM) i ksenografowany pod torebką nerkową samców myszy gospodarzy, tkanka rozwija się w struktury przypominające prostatę acini 11. Norman i in. (1986) wykazali, że nabłonek przewodowy gruczołu krokowego dorosłej myszy i UGM, gdy są połączone w rekombinantach tkankowych, ulegają przewodowemu wzrostowi i morfogenezie rozgałęzień 12. Hayward i in. (1988) wykazali, że ludzki nabłonek prostaty reaguje na indukcyjną mezenchymę płodu w podobny sposób 13. Hormonalny model kancerogenezy gruczołu krokowego, poprzez połączenie unieśmiertelnionej ludzkiej linii komórek nabłonka prostaty BPH-1 z UGM, został po raz pierwszy opisany przez Wang i wsp. 14 (2001) i był szeroko stosowany w naszym laboratorium 15. Model ten dobrze nadaje się do zrozumienia progresji PrCa, ponieważ łagodny nabłonek gruczołu krokowego przekształca się w chorobę przerzutową, modelując zaawansowaną PrCa u ludzi 5. Ponieważ określone składniki mogą być manipulowane genetycznie, przeszczep rekombinowany komórek jest szczególnie przydatny jako podejście do oceny interakcji zrębu i nabłonka.
Inne miejsca odpowiednie do ksenoprzeszczepu to miejsca śródskórne, podskórne i ortotopowe 16. W zależności od interesującej tkanki i procesu chorobowego, mogą to być odpowiednie alternatywne podejścia. Do badania hormonalnej kancerogenezy gruczołu krokowego i łagodnej regulacji wzrostu wybieramy miejsce torebki nerkowej do ksenoprzeszczepu ze względu na wyższy wskaźnik pobierania przeszczepów, obfity dopływ krwi i zdolność do wszczepienia większej liczby ksenoprzeszczepów w jednym zamkniętym miejscu 16. Co więcej, manipulacja hormonalna myszy gospodarza, która prowadzi do atrofii gruczołu krokowego, ogranicza stosowanie ortotopowego przeszczepu prostaty 16.
Ten protokół przedstawia techniki produkcji skompresowanych granulek hormonów/leków i chirurgicznej implantacji, a także ksenoprzeszczep ludzkich komórek prostaty i tkanek za pomocą torebki nerkowej. Razem techniki te zapewniają czuły test w celu określenia, czy genetycznie zmodyfikowana mysz jest bardziej podatna na inicjację PrCa i/lub BPH niż szczepy kontrolne. Ksenografia jest potężną techniką oceny in vivo potencjału komórek eksperymentalnych do rozwoju histologicznych i molekularnych cech nowotworu, a także testem dla nowych strategii leczenia szerokiej gamy łagodnych i złośliwych chorób.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
1. Przygotowanie skompresowanego hormonu/granulki leku
- Procedurę tę należy wykonywać w kapturze ochrony przeciwchemicznej, mając na sobie fartuch laboratoryjny, rękawice, maskę, okulary ochronne i czepek. Aby zapobiec zanieczyszczeniu krzyżowemu, bardzo ważne jest, aby sprzęt do produkcji peletów był dokładnie czyszczony 70% etanolem przed i po wyprodukowaniu każdego rodzaju pelletu.
- Za pomocą wagi analitycznej i papieru wagowego odmierz żądaną ilość hormonu/leku w proszku. Zaleca się około 5% dodatkowego materiału, aby zrekompensować straty podczas prasowania.
- Niektóre hormony/leki wymagają środka wiążącego lub wypełniacza, który jest mieszany przed produkcją granulek. Na przykład, aby wyprodukować 2,5 mg granulki 17β-estradiolu, połącz hormon z 22,5 mg cholesterolu, co daje 25 mg granulki.
- Ostrożnie przenieś do zestawu matryc, umieść pod prasą i mocno popchnij dźwignię w dół, aby ścisnąć granulat. Używaj stałego nacisku, aby utrzymać stały stosunek powierzchni do objętości.
- Następnie odwróć uchwyt matrycy i ponownie popchnij dźwignię w dół, aby zwolnić śrut.
- Sprawdź granulkę pod kątem integralności i określ, czy masa końcowa mieści się w pożądanym zakresie. Dopuszczalny zakres to ± 5% różnicy w końcowej masie (na przykład dopuszczalny zakres dla granulki 25 mg wynosi 23,8-26,3 mg).
- Granulki mogą być wytwarzane przed zabiegiem chirurgicznym i przechowywane (warunki i długość przechowywania zależą od stabilności hormonu lub leku stosowanego w produkcji granulek). Hormony granulki można kupić jako alternatywę dla produkcji peletów. Zakup granulek pozwala uniknąć stosowania leków niefarmaceutycznych jakości, ponieważ będą one formułowane i złożone.
2. Przygotowanie ksenoprzeszczepów rekombinowanych komórek
- Zbieraj i hoduj pierwotne komórki zrębu mezenchymy moczowo-płciowej myszy (UGM) przez mniej niż 4 tygodnie przed pobraniem do liczenia.
- Kultura unieśmiertelniła linie komórkowe nabłonka prostaty w zwykły sposób i zbiera do liczenia. W tym przykładzie przygotuj przeszczepy rekombinowane komórek, mieszając 100 000 komórek nabłonkowych BPH-1 na przeszczep z 250 000 komórek zrębu UGM na przeszczep w zawiesinie.
- Połącz komórki ze sobą i ponownie zawiesić w wystarczającej ilości zneutralizowanego kolagenu z ogona szczura typu 1, aby uzyskać pożądaną liczbę przeszczepów, każdy w objętości od 25 μl do 50 μl.
- Umieść rekombinowane przeszczepy w temperaturze 37 °C na 15 minut, a następnie przykryj pożywką wzrostową do przechowywania w temperaturze 37 °C do 48 godzin przed szczepieniem.
3. Przygotowanie ksenoprzeszczepów tkankowych
- Zachowaj uniwersalne środki ostrożności dotyczące patogenów przenoszonych przez krew podczas pobierania tkanek i zabiegu chirurgicznego. Po zatwierdzeniu przez instytucjonalną komisję rewizyjną i świadomej zgodzie, należy pobrać świeżą tkankę prostaty z resekcji chirurgicznej. Do badań wzrostu BPH można pobrać tkanki z przezcewkowej resekcji prostaty lub prostych zabiegów prostatektomii. Pierwotne ksenoprzeszczepy PrCa lub łagodnej tkanki gruczołu krokowego można uzyskać z próbek z radykalnej prostatektomii.
- Pobraną tkankę należy przechowywać w izotonicznym buforowanym pożywce komórkowej lub w roztworze soli fizjologicznej na lodzie. W zależności od tkanki i warunków przechowywania, próbki mogą być przechowywane do 24 godzin przed przygotowaniem przeszczepów tkankowych. Powszechną praktyką jest dzielenie próbki na trzy części, z których jedna jest utrwalona w formalinie i rutynowo przetwarzana do badania histologicznego, jedna część jest zamrażana do analizy molekularnej, a jedna część jest dalej dzielona na ksenoprzeszczepy tkankowe (o wielkości 1-3 mm).
4. Przygotowanie pipety ze szkła polerowanego ogniowo
- Nosząc okulary ochronne, fartuch laboratoryjny i rękawice żaroodporne, umieść szklaną końcówkę pipety Pasteura w płomieniu palnika Bunsena pod kątem około 60°, aby rozpocząć.
- Utrzymuj stały, lekki ruch pipety, aby uniknąć gorących punktów.
- Narysuj końcówkę cienko i wypoleruj na gorąco, tak aby celem był lekko zakrzywiony koniec z zaokrągloną, zamkniętą końcówką.
5. Przygotowanie narzędzi i sali operacyjnej
- Autoklaw wszystkich instrumentów. Przed zabiegiem należy sprawdzić wszystkie narzędzia, zwracając uwagę na utrzymanie sterylnego pola.
- Ustaw sterylny obszar operacyjny z wkładkami chłonnymi, zakresem preparacyjnym, stożkiem nosowym anestezjologicznym, narzędziami chirurgicznymi i lampą grzewczą skierowaną w stronę obszaru roboczego. Aby wysterylizować narzędzia między myszami, podgrzej sterylizator koralików.
- Zmontuj i przetestuj aparat anestezjologiczny; zważ pochłaniacz gazu.
- Za pomocą kuchenki mikrofalowej podgrzewaj poduszki woskowe przez maksymalnie 5 minut (w odstępach co 1 minutę, ugniatanie poduszki woskowej w celu połączenia stopionego i niestopionego wosku) przy mocy 70-80%, aż cały wosk zostanie równomiernie stopiony. Dotykiem upewnij się, że podkładka nie jest zbyt gorąca i umieść ją pod pustą klatką do odzyskiwania gryzoni.
- Załóż środki ochrony osobistej do zabiegów chirurgicznych na gryzoniach, w tym maskę chirurgiczną, czepek, rękawiczki i fartuch.
6. Zabieg chirurgiczny: Ksenograf torebki nerkowej
- Wszystkie procedury z udziałem zwierząt badawczych powinny być przeprowadzane za zgodą instytucjonalnych komitetów ds. opieki nad zwierzętami i ich wykorzystywania. Przed indukcją znieczulenia obserwuj mysz, aby zapewnić jej zdrowie i dobre samopoczucie.
- Umieść mysz w komorze do indukcji znieczulenia izofluranem w tempie 3-5%. Gdy zwierzę przestanie się poruszać, a częstość oddechów zmniejszy się, przenieś się na stożek nosowy w pozycji leżącej i utrzymuj znieczulenie na poziomie 1-3%.
- W razie potrzeby użyj maszynki do strzyżenia, aby ogolić tył myszy. Nie jest to konieczne w przypadku korzystania z myszy atymicznych nude (nu/nu).
- Mocno dociśnij taśmę wyprostowanej tylnej stopy, aby ocenić adekwatność znieczulenia. Jeśli mysz reaguje na nacisk, potrzeba więcej czasu, aby znieczulenie zadziałało. W razie potrzeby nieznacznie dostosuj przepływ znieczulenia, aby uzyskać odpowiednie znieczulenie.
- Gdy mysz jest odpowiednio znieczulona, zdezynfekuj miejsce operowane roztworem jodu chirurgicznego (Betadine), a następnie 70% alkoholem.
- Załóż sterylne rękawiczki i fartuch; nałóż sterylne obłożenia na miejsce operacji. Podnieś tylną skórę za pomocą kleszczy zębatych i za pomocą grubych nożyczek wykonaj 2-3 cm nacięcie grzbietowej linii środkowej.
- Za pomocą nożyczek lub sondy oddziel leżącą pod spodem skórę właściwą od ściany ciała (po obu stronach nacięcia w przypadku przeszczepu obustronnego lub po jednej stronie w przypadku przeszczepu jednostronnego).
- Ustaw mysz w pozycji bocznej i zidentyfikuj lokalizację nerki, oglądając profil nerkowy przez ścianę mięśniową. Delikatne ręczne naciskanie kciukiem i palcem wskazującym na brzuch może pomóc w wizualizacji narządów wewnętrznych.
- Używając cienkich nożyczek do tęczówki i uważając, aby uniknąć głównych naczyń krwionośnych i nerwów rdzeniowych, wykonaj 1 cm nacięcie w ścianie ciała równolegle do kręgosłupa. Poszerz to nacięcie do 1,5-2,0 cm (nieco dłuższe niż długa oś nerki), delikatnie otwierając nożyczki szerzej po umieszczeniu ich w początkowym nacięciu.
- Zewnętrzizuj nerkę, wywierając delikatny nacisk na zewnątrz ściany mięśniowej po obu stronach nerki za pomocą palca wskazującego i kciuka. Wsuń krawędzie skóry poniżej zewnętrznej nerki, która będzie spoczywać na ścianie ciała. Podczas gdy nerka jest eksterioryjna, utrzymuj nawodnienie torebki nerkowej, stosując sterylną sól fizjologiczną.
- Za pomocą cienkich kleszczyków #5 delikatnie wyjmij torebkę nerkową z miąższu nerki i cienkim skalpelem wykonaj 2 -4 mm nacięcie w torebce. Wielkość nacięcia zależy od wielkości przeszczepu, ale powinna być zminimalizowana, aby zachować integralność torebki.
- Manipulować szklaną pipetą Pasteura, która została narysowana cienka i wypolerowana ogniowo, z zaokrąglonym, zamkniętym końcem pod kapsułką styczną, do powierzchni nerki. Delikatnie otwórz małą kieszeń na kapsułkę na przeszczepy, zachowując szczególną ostrożność, aby nie uszkodzić miąższu nerki.
- Przecięta krawędź torebki nerkowej jest podnoszona za pomocą cienkich kleszczyków, a przeszczep jest wprowadzany do kieszeni pod kapsułką za pomocą pipety ze szkła polerowanego ogniowo. Kilka przeszczepów można umieścić pod torebką nerkową i równomiernie rozmieścić na powierzchni nerki.
- Jeśli w trakcie szczepienia kapsułka ulegnie odwodnieniu, należy ją zwilżyć poprzez zastosowanie sterylnego roztworu soli fizjologicznej.
- Po zakończeniu przeszczepu delikatnie unieś boki nacięcia ściany mięśniowej, aby umieścić nerkę z powrotem w jamie ciała. Zwróć uwagę, aby przeszczepy nie wyślizgiwały się spod kapsułki.
- Zamknij ścianę mięśniową pojedynczym szwem (4-0, szew vicryl FS-2). Zabieg chirurgiczny można powtórzyć na przeciwległej nerce poprzez zmianę położenia myszy.
- Po zakończeniu szczepienia mysz może zostać poddana podskórnej implantacji granulek podczas tego samego zabiegu chirurgicznego (patrz krok 7 protokołu).
- Za pomocą kleszczy zębatych wyrównaj krawędzie nacięcia skóry i przyłóż 2-3 klipsy chirurgiczne, aby zamknąć nacięcie. Podaj środek przeciwbólowy (używamy 5-10 mg/kg karprofenu za pomocą iniekcji podskórnej) i umieść mysz w bocznej pozycji leżącej w klatce rekonwalescencji. Zapewnij utrzymanie temperatury ciała za pomocą ciepła z lampy lub poduszki grzewczej. Obserwuj, czy mysz w pełni się regeneruje, co powinno nastąpić w czasie krótszym niż 15 minut.
- Myszy należy obserwować przez następne 24 godziny pod kątem objawów bólu pooperacyjnego, krwawienia i/lub innych powikłań. Regularnie sprawdzaj nacięcie chirurgiczne pod kątem oznak infekcji.
- Usuń klipsy do ran za pomocą chirurgicznego klipsa do usuwania ran 7-14 dni po zabiegu.
7. Zabieg chirurgiczny: podskórna implantacja granulek
- Powtórz kroki 6.1-6.5 od zabiegu chirurgicznego ksenoprzeszczepu torebki nerkowej.
- Podnieś tylną skórę za pomocą kleszczy do skóry i za pomocą grubych nożyczek wykonaj 1-2 cm nacięcie grzbietowej linii środkowej.
- Za pomocą nożyczek lub sondy oddziel leżącą pod spodem skórę właściwą od ściany ciała w kierunku czaszki.
- Za pomocą kleszczy do skóry delikatnie unieś czaszkową część nacięcia skóry i delikatnie przytrzymując granulkę hormonu prostymi, ząbkowanymi kleszczami, włóż granulkę i uwolnij na karku szyi, w kieszeni, którą utworzyłeś za pomocą sondy.
- Powtórz kroki 6.18-6.20 od zabiegu chirurgicznego ksenoprzeszczepu torebki nerkowej. W przypadku wykonywania tylko implantacji podskórnej granulki, należy użyć 1 klipsa chirurgicznego, aby zamknąć nacięcie chirurgiczne.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
W zależności od testowanej hipotezy, ksenoprzeszczep do torebki nerki tkanek lub rekombinantów komórkowych można przeprowadzić samodzielnie lub w połączeniu z podskórną implantacją peletów hormonalnych. Schemat hipotetycznego eksperymentu łączącego ksenoprzeszczep do torebki nerki z podskórną implantacją peletów hormonalnych przedstawiono na Rysunku 1. Do wytwarzania sprasowanych peletów za pomocą prasy do peletów można wykorzystać różne substancje w formie proszku i/lub kryształów. Na Rysunku 2<...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Niniejszy artykuł i przedstawiony w nim protokół opisują wytwarzanie skompresowanych granulek hormonu i / lub leków oraz procedurę chirurgiczną podskórnego implantacji osadów myszom. W zależności od pytania badawczego, które ma być poruszone, technika ta może być wykonywana pojedynczo lub w połączeniu z ksenoprzeszczepem torebki nerkowej rekombinowanych komórek gruczołu krokowego lub ksenoprzeszczepów tkanki prostaty, które są technikami szeroko stosowanymi w badaniach nad prostatą 17-19. Podsumowując, technik...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.
Podziękowania
Autorzy chcieliby podziękować wszystkim członkom laboratorium Ricke, byłym i obecnym. Dziękujemy Calvinowi Pattenowi, Jr., DVM i Brigitte Raabe, DVM, za pomocne komentarze dotyczące protokołu. Chcielibyśmy podziękować NIDDK, NCI i NIEHS za wsparcie finansowe dla tych badań: R01DK093690, R01CA123199, RC2ESO18764. TMN jest stażystą w programie szkoleniowym dla naukowców medycznych na Uniwersytecie w Rochester finansowanym przez NIH T32 GM07356; NIH w ramach nagrody Ruth L. Kirschstein National Research Service Award F30DK093173 również wspiera ten projekt. CDV jest wspierany przez T32CA157322, a ABT jest wspierany przez T32ES007015 na Uniwersytecie Wisconsin-Madison. Wyłączną odpowiedzialność za treść ponoszą autorzy i niekoniecznie reprezentują one oficjalne poglądy Narodowego Instytutu Ogólnych Nauk Medycznych lub NIH.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Prasa do peletów | PARR Industries | 2815 | 3mm Punch & Zestaw matryc |
| Analytical Balance | Ohaus | 1918302 | Voyager lub inny |
| palnik Bunsena | Fisher Scientific | 03-962Q | |
| Mikroskop preparacyjny | Leica | L2 | |
| Deltaphase Pad Kit (wosk do podgrzewania) | Braintree Scientific | 39DP | Alternatywa dla elektrycznej poduszki grzewczej |
| Sterylizator hot bead | FST.18000-45 | ||
| Parownik izofluranowy | Supera Anesthesia Innov | VAP3000 | |
| Komora indukcyjna | Supera Anesthesia Innov | RES644 | |
| F/AIR Canister | Supera Anesthesia Innov | 80120 | |
| 4-portowy kolektor | Supera Anesthesia Innov | RES536 | |
| Obwody ponownego oddychania | Supera Anesthesia Innov | CIR529 | |
| Armatura wlotowo-wylotowa | Supera Anesthesia Innov | VAP203/4 | |
| Regulator/Manometr | ciśnienia Supera Anesthesia Innov | OXY508 | |
| Przepływomierz tlenu | Supera Anesthesia Innov | OXY660 | |
| 21mm Przezroczysta rurka | Supera Anesthesia Innov | 301-150 | |
| Stożek nosowy małych myszy | Supera Anestezjolizacja Innov | ACC526 | |
| Sterylny fartuch chirurgiczny | Midwest Vet Supply | 350.79866.2 | |
| Maska chirurgiczna | Midwest Vet Supply | 350.50111.2 | 2-warstwowa z zaczepami na uszy |
| Sterylna gaza | Midwest Vet Supply | 001.14100.2 | 2 x 2 cale |
| Sterylne rękawiczki | Kimberly Clark | 55092 | |
| Bouffant | Midwest Weterynarz | 001.27100.2 | |
| Aplikator z bawełnianą końcówką | Midwest Vet Supply | 001.06220.2 | |
| Chirurgiczne mycie peelingów | Midwest Vet Supply | 733.80010.3 | |
| Sterylne pola (fenested) | General Econopak, Inc | 88VCSTF | |
| ODCZYNNIKI | |||
| Cholesterol | Sigma-Aldrich | C-3292 | |
| Propronian testosteronu | Sigma-Aldrich | T-1875 | |
| 17β-estradiol | Sigma-Aldrich | E-2758 | |
| Isoflurane | Midwest Vet Supply | 193.33161.3 | |
| Carprofen | Midwest Vet Supply | 193.70200.3 | Do wstrzykiwań (Rimadyl) |
| Betadine | Webster Veterinary | 07-836-3379 | |
| Sterylny | sól fizjologiczna Midwest Vet Dostawa | 193.74504.3 | NaCl 0,9%, do wstrzykiwań |
| NARZĘDZIA CHIRURGICZNE | |||
| Proste ostre/nożyczki | Fine Scientific Tools (F.S.T.) | 14054-13 | |
| Kleszcze Graefe (ząbkowane, ząbkowane, zakrzywione) | F.S.T. | 11055-10 | |
| Nożyczki do cienkiej tęczówki | F.S.T. | 14090-09 | |
| Graefe Skalpel | F.S.T. | 10071-12 | |
| Kleszcze Dumont #5 | FST | 11251-20 | |
| Szklane pipety Pasteura | Fisher Scientific | S67050 | o długości 5" |
| (ząbkowane, zakrzywione) | FST | 11052-10 | |
| Kleszcze Graefe (ząbkowane, proste) | F.S.T. | 11050-10 | |
| Vicryl Suture | Midwest Vet Supply | 295-92100.2 | 4-0, FS-2, Wchłanialny |
| uchwyt igły z działaniem nożycowym | FST | ||
| Klipsy do ran | Braintree Scientific | ACS CS | Może używać klipsów 7 mm lub 9 mm |
| Reflex Wound Clipper | F.S.T. | 12031-09 | Odpowiada rozmiarowi klipsa |
| do ran Will Clip Remover | FST | 12033-00 | Uniwersalny |
| pojemnik do sterylizacji | FST | 20810-01 | Każdy pojemnik do sterylizacji w autoklawie wystarczy |
| Strzykawka z igłą | BD | 148292C | 1cc, 25Gx1 |
| Aplikator kolczyków | National Band Tag Co. | 1005s1 | Alternatywa dla kolczyków do uszu z nacięciami na uszy |
| dla małych zwierząt | National Band Tag Co. | 1005-1 |
Bibliografia
- Cancer Facts Figures. 4, American Cancer Society. (2010).
- McVary, K. T. BPH: epidemiology and comorbidities. Am. J. Manag. Care. 12, S122-S128 (2006).
- Nicholson, T. M., Ricke, W. A. Androgens and estrogens in benign prostatic hyperplasia: past, present and future. Differentiation. 82, 184-199 (2011).
- Ricke, W. A., Wang, Y., Cunha, G. R. Steroid hormones and carcinogenesis of the prostate: the role of estrogens. Differentiation. 75, 871-882 (2007).
- Ricke, W. A., et al. Steroid hormones stimulate human prostate cancer progression and metastasis. Int. J. Cancer. 118, 2123-2131 (2006).
- Belanger, A., et al. Changes in serum concentrations of conjugated and unconjugated steroids in 40- to 80-year-old men. J. Clin. Endocrinol. 79, 1086-1090 (1994).
- Nicholson, T. M., et al. Testosterone and 17beta-estradiol induce glandular prostatic growth, bladder outlet obstruction, and voiding dysfunction in male mice. Endocrinology. 153, 5556-5565 (2012).
- Ström, J. O., Theodorsson, A., Ingberg, E., Isaksson, I. M., Theodorsson, E. Ovariectomy and 17β-estradiol Replacement in Rats and Mice: A Visual Demonstration. J. Vis. Exp. (64), e4013(2012).
- Szot, G. L., Koudria, P., Bluestone, J. A. Transplantation of Pancreatic Islets Into the Kidney Capsule of Diabetic Mice. J. Vis. Exp. (9), e404(2007).
- Aamdal, S., Fodstad, O., Nesland, J. M., Pihl, A. Characteristics of human tumour xenografts transplanted under the renal capsule of immunocompetent mice. Brit. J. Cancer. 51, 347-356 (1985).
- Cunha, G. R., Lung, B., Reese, B. Glandular epithelial induction by embryonic mesenchyme in adult bladder epithelium of BALB/c mice. Investigative urology. 17, 302-304 (1980).
- Norman, J. T., Cunha, G. R., Sugimura, Y. The induction of new ductal growth in adult prostatic epithelium in response to an embryonic prostatic inductor. The Prostate. 8, 209-220 (1986).
- Hayward, S. W., et al. Interactions between adult human prostatic epithelium and rat urogenital sinus mesenchyme in a tissue recombination model. Differentiation. 63, 131-140 (1998).
- Wang, Y., et al. A human prostatic epithelial model of hormonal carcinogenesis. Cancer Res. 61, 6064-6072 (2001).
- Ricke, E. A., et al. Androgen hormone action in prostatic carcinogenesis: stromal androgen receptors mediate prostate cancer progression, malignant transformation and metastasis. Carcinogenesis. 33, 1391-1398 (2012).
- Wang, Y., et al. Development and characterization of efficient xenograft models for benign and malignant human prostate tissue. The Prostate. 64, 149-159 (2005).
- Goto, K., et al. Proximal prostatic stem cells are programmed to regenerate a proximal-distal ductal axis. Stem Cells. 24, 1859-1868 (2006).
- Xin, L., Ide, H., Kim, Y., Dubey, P., Witte, O. N. In vivo regeneration of murine prostate from dissociated cell populations of postnatal epithelia and urogenital sinus mesenchyme. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 100, 11896-11903 (2003).
- Priolo, C., et al. Establishment and genomic characterization of mouse xenografts of human primary prostate tumors. Am. J. Pathol. 176, 1901-1913 (2010).
- Pritchett-Corning, K. R., Mulder, G. B., Luo, Y., White, W. J. Principles of Rodent Surgery for the New Surgeon. J. Vis. Exp. (47), e2586(2011).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
