Ten artykuł zawiera protokół do echokardiograficznej oceny wielkości prawej komory i nadciśnienia płucnego u myszy. Zastosowania obejmują określanie fenotypu i seryjną ocenę w transgenicznych i indukowanych toksynami mysich modelach kardiomiopatii i chorób naczyń płucnych.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Echokardiograficzna ocena prawego serca u myszy
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Transgeniczne i toksyczne modele tętniczego nadciśnienia płucnego (PAH) są szeroko stosowane do badania patofizjologii PAH i do badania potencjalnych terapii. Biorąc pod uwagę koszty i czas związany z tworzeniem zwierzęcych modeli chorób, niezwykle ważne jest, aby naukowcy dysponowali narzędziami do dokładnej oceny fenotypowej ekspresji choroby. Dysfunkcja prawej komory jest głównym objawem nadciśnienia płucnego. Echokardiografia jest podstawą nieinwazyjnej oceny funkcji prawej komory serca w modelach gryzoni i ma tę zaletę, że zapewnia wyraźną translację na ludzi, u których stosuje się to samo narzędzie. Brakuje opublikowanych protokołów echokardiograficznych w mysich modelach PAH.
W tym artykule opisujemy protokół oceny RV i funkcji naczyń płucnych w mysim modelu PAH z dominującą ujemną mutacją BMPRII; jednak ten protokół ma zastosowanie do wszelkich chorób wpływających na układ naczyniowy płuc lub prawe serce. Zapewniamy szczegółowy opis przygotowania zwierząt, akwizycji obrazu i obliczeń hemodynamicznych objętości wyrzutowej, rzutu serca oraz oszacowania ciśnienia w tętnicy płucnej.
Wprowadzenie
Podwyższone ciśnienie w płucach i dysfunkcja prawej komory (RV) są cechami charakterystycznymi choroby naczyń płucnych u modeli zwierzęcych i u pacjentów z tętniczym nadciśnieniem płucnym (PAH). Transgeniczne i toksyczne (np. monokrotalina lub hipoksja) modele WWA są szeroko stosowane do badania patofizjologii WWA i badania potencjalnych terapii. Biorąc pod uwagę koszty i czas związany z tworzeniem zwierzęcych modeli chorób, niezwykle ważne jest, aby naukowcy dysponowali narzędziami do dokładnej oceny fenotypowej ekspresji choroby.
Echokardiografia jest podstawą nieinwazyjnej oceny funkcji komór w modelach gryzoni1,2. Echokardiografia ma tę zaletę, że zapewnia wyraźną translację na ludzi, u których stosuje się to samo narzędzie. Ponadto niektóre modele genetyczne wykazują niepełną penetrację3; Możliwość nieinwazyjnej identyfikacji zwierząt dotkniętych chorobą pozwala zaoszczędzić cenny czas i zasoby. Nieinwazyjna ocena nasilenia choroby bez poświęcania zwierzęcia pozwala również naukowcom na seryjne badanie efektów terapii badawczych. Jest to szczególnie ważne, biorąc pod uwagę szybkość, z jaką terapie translacyjne mogą przejść do badań klinicznychna ludziach 4,5.
U ludzi echokardiograficzna ocena wielkości RV i nadciśnienia płucnego jest szczególnie trudna ze względu na pozycję zamostkową i nieregularny kształt RV6. Modele gryzoni mają dodatkowe wyzwania związane z niewielkimi rozmiarami i niezwykle szybkim tętnem (300-700 uderzeń / min). Ostatnie postępy, w tym wyższa liczba klatek na sekundę i mniejsze przetworniki, poprawiły jakość obrazu, a nawet umożliwiły świadome obrazowanie w niektórych protokołach eksperymentalnych, chociaż większość obrazowania gryzoni odbywa się w znieczuleniu7,8. Doskonałe eksperymentalne protokoły echokardiografii w szczurzych modelach PAH zostały opisane i zweryfikowane zarówno pod kątem MRI, jak i inwazyjnej hemodynamiki1,9. Brakuje jednak opublikowanych protokołów echokardiografii w mysich modelach PAH.
W tym artykule opisujemy protokół oceny RV i funkcji naczyń płucnych w mysim modelu PAH z dominującą ujemną mutacją BMPRII oraz model izolowanego obciążenia następczego RV po prążkowaniu tętnicy płucnej; jednak ten protokół ma zastosowanie do wszelkich chorób wpływających na układ naczyniowy płuc lub prawe serce. Opiszemy przygotowanie zwierząt i szczegółową ocenę wielkości i funkcji RV, a także wielkości głównej tętnicy płucnej (PA). Pokazujemy również techniki i obliczenia potrzebne do oszacowania objętości wyrzutowej i pojemności minutowej serca. Ograniczenia techniczne uniemożliwiają dokładne oszacowania ciśnienia płucnego metodą Dopplera, ale do oszacowania ciśnienia PA zastosowaliśmy dobrze zweryfikowany ludzki surogat, czas przyspieszenia tętnicy płucnej.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
1. Przygotowanie sprzętu
- Sprawdź przetwornik ultradźwiękowy pod kątem wad. W zależności od używanego sprzętu ten krok może być niepotrzebny.
- W przypadku zaobserwowania pęcherzyka powietrza należy odkręcić znajdującą się po prawej stronie głowicy przetwornika i wlać sterylną wodę przez otwór za pomocą igły 26 G. Pęcherzyki powietrza wewnątrz głowicy przetwornika są powszechne. Utrudnią one pozyskiwanie wysokiej jakości obrazów.
- Sprawdź, czy membrana zakrywająca sondę nie jest szczelna lub dziurawa. Wymień w razie potrzeby.
- Otwórz oprogramowanie i zainicjuj sondę.
- Z rozwijanego menu wybierz pakiet kardiologiczny wraz z odpowiednim przetwornikiem. Kliknij "zainicjuj". Użyj sondy 20-60 MHz dla myszy o wadze poniżej 35 g i sondy 15-45 MHz dla myszy o wadze większej niż 35 g.
- Wybierz operatora, zwierzę i datę na ekranie danych demograficznych, a następnie wybierz "start".
2. Przygotowanie myszy, w tym znieczulenie, depilacja i pozycjonowanie
- Znieczulenie: umieść mysz w komorze indukcyjnej i znieczulenie za pomocą przenośnego, stołowego urządzenia do znieczulania zawierającego parownik izofluranu i pojemnik na gaz odlotowy.
- Ustaw parownik na 3% przy natężeniu przepływu tlenu 3 l/min. Ta stosunkowo wysoka szybkość znieczulenia jest stosowana w celu uzyskania szybkiego efektu znieczulającego, a tym samym zminimalizowania reakcji na stres, która może wpływać na czynność serca. Krótki czas trwania protokołu minimalizuje potencjalne ryzyko dla zwierzęcia. Bardzo ważne jest, aby zawsze utrzymywać szybkość znieczulenia na tym samym poziomie. Protokół ten został zoptymalizowany pod kątem wyłącznego stosowania izofluranu jako środka znieczulającego, dlatego optymalne warunki dla innych środków mogą różnić się od tego protokołu. W zależności od potrzeb eksperymentalnych można wybrać mniejszą głębokość znieczulenia, ale po ustaleniu protokołu znieczulenia nie wolno go zmieniać. Znieczulenie wpływa na tętno i inne pomiary hemodynamiczne. W związku z tym, jeśli głębokość znieczulenia zostanie zmieniona podczas eksperymentu, dane mogą nie być przydatne do analiz. Jeśli w ciągu jednego dnia ma być zobrazowanych kilka myszy, znieczulenie ich należy je znieczulić.
- Monitoruj temperaturę w pomieszczeniu, aby upewnić się, że jest taka sama we wszystkich grupach eksperymentalnych. Temperatura pokojowa może wpływać na wazoreaktywność, nawet gdy mysz znajduje się na podgrzewanym stole, dlatego powinna być monitorowana i utrzymywana taka sama między grupami eksperymentalnymi, które będą porównywane. Chociaż protokół ten nie mierzy bezpośrednio temperatury zwierzęcia, stała temperatura otoczenia i stołu zapewnia, że różnice w temperaturze między grupami eksperymentalnymi są niewielkie.
- Depilacja: Usuń włosy z klatki piersiowej kremem do depilacji po znieczuleniu myszy. Rozpocznij aplikację od aplikatora z bawełnianą końcówką w obojczykach i kontynuuj tuż pod membraną.
- Umieść mysz z powrotem w komorze anestezjologicznej na 1 minutę, aby depilator mógł działać. Aby ustalić, czy znieczulenie jest skuteczne, mocno dociśnij kciuk do jednej z łap myszy. Jeśli nie ma odstawienia, znieczulenie jest odpowiednie. Jeśli kończyna się wycofa, umieść mysz z powrotem w komorze anestezjologicznej na kolejną minutę.
- Nałóż niewielką ilość maści nawilżającej na oczy myszy, aby uniknąć uszkodzenia rogówki.
- Usuń włosy z klatki piersiowej za pomocą gazika 2 cale x 2 cale. Substancja chemiczna zastosowana w kremie do depilacji jest i zaszkodzi skórze, jeśli pozostanie zbyt długo, dlatego należy zachować ostrożność, aby usunąć cały produkt ze skóry.
- Po depilacji nałóż krem nawilżający do skóry.
- Pozycjonowanie: Umieść mysz w pozycji brzuszno-grzbietowej na podgrzewanym stole ustawionym na 37 °C. Prawidłowe ustawienie jest niezbędne do uzyskania wysokiej jakości obrazów. Użyj tabeli, która może rejestrować temperaturę ciała, oddech i tętno. Zastosowanie zintegrowanego systemu szyn pozwala na precyzyjne pozycjonowanie, a następnie optymalizację obrazu.
- Delikatnie przyklej taśmą wszystkie cztery łapy i nałóż niewielką ilość żelu transdukcyjnego na klatkę piersiową.
3. Akwizycja obrazów: obrazowanie w widoku przymostkowym długiej
osi- Zablokuj przetwornik ultradźwiękowy na miejscu wewnątrz uchwytu na systemie szynowym i obróć go o 10° w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara, tak aby metalowa sonda przetwornika znajdowała się bezpośrednio nad sercem. Mówiąc dokładniej, sonda powinna znajdować się po lewej stronie klatki piersiowej, w 2. lub 3. przestrzeni międzyżebrowej i po stronie mostka.
- Manipuluj osiami x i y znajdującymi się w systemie szyn, aż do uzyskania prawidłowego widoku.
- Wybierz "Tryb B". Znajduje się on w prawej górnej części konsoli systemowej, w celu wyświetlenia obrazu na żywo 2D.
- Wyświetlanie na monitorze następujących struktur anatomicznych:
- Całe serce od wierzchołka do aorty - Wierzchołek zostanie zwizualizowany po lewej stronie ekranu, a aorta po prawej stronie.
- Światło lewej komory (LV)
- Tylna ściana lewej komory (LPW)
- Przegroda międzykomorowa (IVS)
- Światło prawej komory (RV)
- Płatki zastawki mitralnej przedniej i tylnej (AML i PML)
- Aorta wstępująca (AO)
- Lewy przedsionek (LA)
- Uzyskaj jeden pomiar średnicy aorty w tym widoku, naciskając przycisk skanowania/zamrażania, aby "zamrozić" obraz. Następnie użyj myszy, aby przeciągnąć przez pętlę wideo u dołu obrazu, aż lewa komora znajdzie się w skurczu, a aorta znajdzie się w największej średnicy.
- Kliknij narzędzie pomiarowe w lewym górnym rogu ekranu i wybierz ikonę, która wygląda jak ukośna linia. Kliknij lewym przyciskiem myszy i narysuj linię prostą od przedniej do tylnej ściany aorty, prostopadłą do jej długiej osi. Oszczędzaj, naciskając przycisk "Frame Store".
- Utwórz pętlę wideo, naciskając "Cine Store"
4. Pozyskiwanie obrazów: obrazowanie w parasternal short Widok osi
- Ustaw przetwornik w pozycji godziny 3 i 9 (poprzecznej). Ustaw kąt lekko doogonowo, manipulując mocowaniem przetwornika, aby uzyskać najlepszy widok aorty i światła LV. Metalowa sonda zostanie umieszczona poziomo i bezpośrednio nad mostkiem.
- Manipuluj osiami x i y w systemie szyn, aż do uzyskania prawidłowego widoku. Widoczne będzie światło lewej komory wraz z mięśniami brodawkowatymi przednio-bocznymi i tylno-przyśrodkowymi, które są widoczne po prawej stronie monitora. Jest to standardowy punkt odniesienia dla krótkiej osi, wskazujący środkową część lewej komory, w której dokonywane są pomiary wymiarów. Konieczne będzie nieznaczne odchylenie się od punktu odniesienia za pomocą osi x i y, aby zobaczyć różne struktury anatomiczne, ale pozycjonowanie jest wyjaśnione przez odniesienie do powyższego widoku.
- Uzyskaj następujące pomiary w widoku krótkiej osi:
- Tryb B
- Jeszcze dwa pomiary średnicowe aorty.
- Trzy pomiary drogi odpływu płucnego.
- Tryb Dopplera fali pulsacyjnej (PW)
- Trzy pomiary całki czasowej prędkości (VTI) aorty
- Trzy pomiary VTI tętnicy płucnej mierzone tuż obok zastawki płucnej.
- Zmierz czas przyspieszenia tętnicy płucnej, śledząc krzywą VTI od początku przepływu krwi do prędkości szczytowej.
- Tryb M
- Trzy pomiary średnicy wewnętrznej lewej komory w rozkurczu (LVIDd)
- Trzy pomiary średnicy wewnętrznej lewej komory w skurczu (LVIDs)
- Trzy pomiary wewnętrznej średnicy prawej komory (RVID). Prześwit RV będzie widoczny w tym widoku tylko wtedy, gdy jest rozszerzony.
- Zmierz tętno trzy razy w trybie m, śledząc odległość między dwoma szczytami rozkurczowymi przedniej ściany lewej komory podczas trzech różnych cykli pracy serca.
- Tryb B
- Pomiary w trybie B:
- Manipuluj osią Y czaszkowo od widoku mięśnia brodawkowatego, aż zastawka półksiężycowata aorty znajdzie się w ognisku.
- Uzyskaj pomiary aorty tuż nad zastawką o największej średnicy.
- Kliknij narzędzie pomiarowe w lewym górnym rogu ekranu i wybierz ikonę, która wygląda jak ukośna linia.
- Kliknij lewym przyciskiem myszy i narysuj linię prostą od przedniej do tylnej ściany aorty.
- Manipuluj osiami x i y, aż główna tętnica płucna rozwidleje się. Ta struktura będzie widoczna z przodu i po prawej stronie aorty na monitorze.
- Manipuluj osią y czaszką, aż pojawi się pierścień głównej tętnicy płucnej. Nie będzie ona tak jasno zdefiniowana jak aorta.
- "Zamroź" obraz i uzyskaj pomiar w skurczu.
- Zbierz w sumie trzy pomiary.
- Pomiary dopplerowskie fali pulsacyjnej (PW): Tryb PW jest używany przede wszystkim do hemodynamicznej oceny przepływu krwi przez tętnice i żyły. W tym protokole zostanie on wykorzystany do pobrania trzech pomiarów całkowania w czasie prędkości aorty i tętnicy płucnej.
- Przywróć aortę do pola widzenia, jak opisano w kroku 4.3.1 i podpunkcie 1.
- Wybierz "Tryb PW". Znajduje się on w prawym górnym rogu konsoli systemowej i spowoduje odczyt dopplerowski przepływu krwi przez aortę.
- Umieść objętość próbki tuż nad poziomem zastawki aortalnej. Osie x i y mogą wymagać nieznacznej regulacji w celu uzyskania wystarczającej ilości obwiedni dopplerowskich. Koperty powinny mieć białe obwódki i wgłębienie w środku wskazujące na laminarny przepływ krwi.
- Po uzyskaniu wystarczającego widoku "zamroź" obraz i obrysuj granicę obwiedni Dopplera. Spowoduje to obliczenie VTI.
- Obracaj pokrętłem "Kąt" znajdującym się na konsoli systemowej zgodnie z ruchem wskazówek zegara, aż żółta linia podzielona na segmenty widoczna na rysunku w prawym górnym rogu monitora znajdzie się na pozycji 0°. Ta żółta linia reprezentuje kierunek przepływu krwi przez naczynie. Ponieważ sama głowica jest ustawiona pod kątem w taki sposób, aby uzyskać przekrój lub poprzeczny widok serca, linia musi być ustawiona na 0°, aby dostosować się do pionowego przepływu krwi przez aortę wstępującą.
- Umieścić objętość próbki proksymalnie do poziomu zastawki płucnej pośrodku drogi odpływu prawej komory i powtórzyć pomiary VTI jak powyżej. Przepływ krwi powinien wydawać się odwrócony lub przeciwny do przepływu krwi w stosunku do aorty na monitorze.
- Przywróć aortę do pola widzenia, jak opisano w kroku 4.3.1 i podpunkcie 1.
- Pomiary w trybie M: Obrazowanie w trybie M zapewnia wysoką rozdzielczość czasową ruchu tkanek wzdłuż pojedynczej wiązki ultradźwiękowej i służy do ilościowego określania wymiarów jamy ustnej, a także do badania ruchu zastawek, mięśnia sercowego i ścian naczyń.
- Wznów "Tryb B" i zmień położenie przetwornika, aby uzyskać "widok odniesienia" (widok przekroju poprzecznego lewej komory na poziomie mięśni brodawkowatych).
- Naciśnij "M-mode". W ten sposób powstanie ciągły przekaz wideo, w którym ruch następujących struktur anatomicznych będzie widoczny jako "wstęga". W przypadku rozszerzenia światło RV pojawi się w górnej części kanału jako bardzo cienka wstążka. Przegroda międzykomorowa (IVS) będzie widoczna jako nieprzezroczysta wstęga bezpośrednio pod światłem RV. Prześwit lewej komory będzie widoczny bezpośrednio pod IVS. Jest to duża przestrzeń, która zajmuje większość kanału. Poniżej światła lewej komory znajduje się tylna ściana lewej komory (LVPW), która będzie widoczna jako nieprzezroczysta wstęga.
- Zamroź obraz i w razie potrzeby przeciągnij przez pętlę wideo do punktu, w którym oddychanie nie występuje. Kiedy mysz oddycha, akwizycja obrazu jest zakłócana przez ruch membrany i ściany klatki piersiowej, tworząc w ten sposób zniekształcony "rozmazany" artefakt w paszy, który występuje z regularną częstotliwością.
- Uzyskaj następujące pomiary za pomocą ikony linii ukośnej:
- Trzy pomiary LV kończą wymiar rozkurczowy, który pojawia się jako największa odległość między IVS a LVPW.
- Trzy pomiary LV kończą wymiar skurczowy, który wydaje się być najkrótszą odległością między IVS a LVPW.
- Trzy pomiary tętna, które wykonuje się poprzez kliknięcie ikony serca i pomiar od szczytu skurczowego do szczytu skurczowego LVPW.
- Jeśli światło RV jest rozszerzone, uzyskaj trzy pomiary za pomocą ikony linii ukośnej.
- Nagraj pętlę wideo z widokiem krótkiej osi przymostkowej w "trybie B", naciskając przycisk "Cine Store".
- Przejdź do "Plik", wybierz "Przeglądaj badanie", aby podsumować swoje pomiary, kliknij "Zakończ sesję", a następnie "Zatwierdź dane sesji".
- Odzyskaj mysz zgodnie z opisem w protokole IACUC i oczyść.
- Eksportuj dane jako plik CSV na pendrive w celu późniejszej analizy.
- Obliczyć następujące parametry czynności serca (tabela 1):
- Obszar drogi odpływu lewej komory
- Objętość wyrzutowa lewej komory
- Rzut serca lewej komory
- Skrócenie frakcyjne
- Obszar tętnicy płucnej
- Czas przyspieszenia tętnicy płucnej
- Objętość wyrzutowa prawej komory
- Indeks sercowy
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Głównymi celami niniejszego protokołu są ilościowe określenie wielkości i funkcji RV oraz zrozumienie stopnia zmian chorobowych w naczyniach płucnych. Odpowiednie przygotowanie zarówno myszy, jak i sprzętu do echokardiografii jest niezbędne do uzyskania dokładnych i powtarzalnych wyników. Klatka piersiowa myszy powinna zostać wydepilowana, a kończyny przymocowane do platformy obrazowej za pomocą taśmy. Anestezję, w tym przypadku izoflurane, podaje się za pomocą stożka nosowego. Należy sprawdzić przetwornik pod kątem defe...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Mysie modele chorób, zarówno transgeniczne, jak i związane z toksynami, wymagają walidacji fenotypowej, że model faktycznie podsumowuje ludzką chorobę, którą ma naśladować. Ta walidacja może być często osiągnięta przez obecność lub brak określonej cechy, na przykład rozwoju guza. Jednak modele, które powodują nieprawidłowości hemodynamiczne, takie jak modele zwężenia aorty przerostu lewej komory lub nasz transgeniczny model PAH, są trudniejsze do zweryfikowania. Modele te wymagają albo końcowego pomiaru hemodynamiki, alb...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Vevo 770 System mikroultrasonograficzny o wysokiej rozdzielczości | Visualsonics Inc. | Więcej informacji można znaleźć na stronie www.visualsonics.com/products | |
| Głowica skanująca RMV (Real-Time MicroVisualization) 704B 40 mH z hermetyzowanym przetwornikiem | Visualsonics Inc. | Więcej informacji można znaleźć na stronie www.visualsonics.com/products | |
| Vevo Integrated Rail System, w tym Physioogical Monitoring System | Visualsonics Inc. | Więcej informacji można znaleźć na stronie www.visualsonics.com/products | |
| Monitor komputerowy skonfigurowany do użytku z Vevo770 | DELL lub innej myszy | ||
| skonfigurowanej do użytku z Vevo770 | General Supplier | ||
| Vevo770 Pakiet kardiologiczny | Visualsonics Inc. | uzyskaj więcej informacji na stronie www.visualsonics.com/products | |
| Przenośny stacjonarny aparat anestezjologiczny VetEquip z waporyzatorem izofluranowym | VetEquip | uzyskaj więcej informacji na stronie vetequip.com | |
| Pojemniki na gazy odlotowe z węgla aktywowanego | VetEquip/Vaporguard | 931401 | uzyskaj więcej informacji na stronie vetequip.com |
| Puralube Eye Maść | Henry Schein | uzyskaj więcej informacji na stronie henryschein.com | |
| Ecogel 100 Żel ultradźwiękowy | EcoMed Pharmaceuticals | 30GB | Uzyskaj więcej informacji na ecomed.com |
| Taśma transpore 3M | Fisher Scientific | 1527-0 | uzyskaj więcej informacji na fishersci.com |
| Mały śrubokręt płaski | Dostawca | ||
| Sterylny H2O | DDI H2O z kranu, a następnie autoklaw | ||
| 6 w bawełnie Aplikatory z końcówką | Fisher Scientific | uzyskaj więcej informacji na stronie fishersci.com | |
| Nair (krem do depilacji) | Dostawca | ||
| Gąbki 2 cale x 2 cale Gąbki z gazy | Fisher Scientific | uzyskaj więcej informacji na fishersci.com |
Bibliografia
- Urboniene, D., Haber, I., Fang, Y. H., Thenappan, T., Archer, S. L. Validation of high-resolution echocardiography and magnetic resonance imaging vs. high-fidelity catheterization in experimental pulmonary hypertension. Am. J. Physiol. Lung Cell Mol. Physiol. 299, 401-412 (2010).
- Rottman, J. N., Ni, G., Brown, M. Echocardiographic evaluation of ventricular function in mice. Echocardiography. 24, 83-89 (2007).
- West, J., et al. Pulmonary hypertension in transgenic mice expressing a dominant-negative BMPRII gene in smooth muscle. Circ. Res. 94, 1109-1114 (2004).
- Ghofrani, H. A., Seeger, W., Grimminger, F. Imatinib for the treatment of pulmonary arterial hypertension. N. Engl. J. Med. 353, 1412-1413 (2005).
- Gomberg-Maitland, M., et al. A dosing/cross-development study of the multikinase inhibitor sorafenib in patients with pulmonary arterial hypertension. Clin. Pharmacol. Ther. 87, 303-310 (2010).
- Brittain, E., et al. Right ventricular plasticity and functional imaging. Pulm. Circ. 2, 309-326 (2012).
- Yang, X. P., et al. Echocardiographic assessment of cardiac function in conscious and anesthetized mice. Am. J. Physiol. 277, 1967-1974 (1999).
- Suehiro, K., et al. Assessment of segmental wall motion abnormalities using contrast two-dimensional echocardiography in awake mice. Am. J. Physiol. Heart Circ Physiol. 280, 1729-1735 (2001).
- Jones, J. E., et al. Serial noninvasive assessment of progressive pulmonary hypertension in a rat model. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 283, 364-371 (2002).
- Devaraj, A., et al. Detection of pulmonary hypertension with multidetector CT and echocardiography alone and in combination. Radiology. 254, 609-616 (2010).
- Kitabatake, A., et al. Noninvasive evaluation of pulmonary hypertension by a pulsed Doppler technique. Circulation. 68, 302-309 (1983).
- Yared, K., et al. Pulmonary artery acceleration time provides an accurate estimate of systolic pulmonary arterial pressure during transthoracic echocardiography. J. Am. Soc. Echocardiogr. 24, 687-692 (2011).
- Cheung, M. C., et al. Body surface area prediction in normal, hypermuscular, and obese mice. J. Surg. Res. 153, 326-331 (2009).
- Patten, R. D., Hall-Porter, M. R. Small animal models of heart failure: development of novel therapies, past and present. Circ. Heart Fail. 2, 138-144 (2009).
- Baumgartner, H., et al. Echocardiographic assessment of valve stenosis: EAE/ASE recommendations for clinical practice. J. Am. Soc. Echocardiogr. 22, 1-23 (2009).
- Arkles, J. S., et al. Shape of the right ventricular Doppler envelope predicts hemodynamics and right heart function in pulmonary hypertension. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 183, 268-276 (2011).
- Wiesmann, F., et al. Analysis of right ventricular function in healthy mice and a murine model of heart failure by in vivo MRI. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 283, 1065-1071 (2002).
- West, J., et al. A potential role for Insulin resistance in experimental pulmonary hypertension. Eur. Respir. J. , (2012).
- Johnson, J. A., et al. Cytoskeletal defects in Bmpr2-associated pulmonary arterial hypertension. Am. J. Physiol. Lung Cell Mol. Physiol. 302, L474-L484 (2012).
- Johnson, J. A., West, J., Maynard, K. B., Hemnes, A. R. ACE2 improves right ventricular function in a pressure overload model. PLoS One. 6, e20828(2011).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
