Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Nowy paradygmat uszkodzeń spowodowanych światłem do wykorzystania w badaniach nad regeneracją siatkówki u dorosłych danio pręgowanych

10K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/51017

⸱

24 października 2013

 , 
1Department of Anatomy and Cell Biology, Wayne State University School of Medicine, 2Department of Opthalmology, Wayne State University School of Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

Opisano wiele protokołów uszkodzeń światłem, które uszkadzają fotoreceptory i w konsekwencji wywołują reakcję regeneracji siatkówki u dorosłych ryb pręgowanych. Protokół ten opisuje ulepszoną metodę, która może być stosowana u zwierząt pigmentowanych i która uszkadza zdecydowaną większość fotoreceptorów pręcików i czopków w całej siatkówce.

Streszczenie

Zwyrodnienie siatkówki wywołane światłem (LIRD) jest powszechnie stosowane zarówno u gryzoni, jak i u danio pręgowanych do uszkadzania fotoreceptorów pręcików i czopków. U dorosłego danio pręgowanego degeneracja fotoreceptorów powoduje, że komórki glejowe Müllera ponownie wchodzą w cykl komórkowy i wytwarzają przejściowo wzmacniające progenitory. Te progenitory nadal się namnażają, migrując do uszkodzonego obszaru, gdzie ostatecznie dają początek nowym fotoreceptorom. Obecnie istnieją dwa szeroko stosowane paradygmaty LIRD, z których każdy skutkuje różnym stopniem utraty fotoreceptorów i odpowiadającymi im różnicami w odpowiedzi regeneracyjnej. Ponieważ dostępnych jest coraz więcej narzędzi genetycznych i farmakologicznych do testowania roli poszczególnych genów będących przedmiotem zainteresowania podczas regeneracji, istnieje potrzeba opracowania solidnego paradygmatu LIRD. W tym miejscu opisujemy protokół LIRD, który powoduje powszechną i konsekwentną utratę fotoreceptorów zarówno pręcików, jak i czopków, w którym połączyliśmy użycie dwóch wcześniej ustalonych technik LID. Co więcej, protokół ten może zostać rozszerzony do stosowania u zwierząt pigmentowanych, co eliminuje potrzebę utrzymywania interesujących linii transgenicznych na tle albinosów w badaniach LIRD.

Wprowadzenie

Zwyrodnienie siatkówki wywołane światłem (LIRD) jest powszechnie stosowane zarówno u gryzoni, jak i u danio pręgowanych do uszkadzania fotoreceptorów pręcików i czopków. U dorosłego danio pręgowanego degeneracja fotoreceptorów powoduje, że komórki glejowe Müllera ponownie wchodzą w cykl komórkowy i wytwarzają przejściowo wzmacniające progenitory. Te progenitory nadal się namnażają, migrując do uszkodzonego obszaru, gdzie ostatecznie dają początek nowym fotoreceptorom. Obecnie istnieją dwa szeroko stosowane paradygmaty LIRD, z których każdy skutkuje różnym stopniem utraty fotoreceptorów i odpowiadającymi im różnicami w odpowiedzi regeneracyjnej. Ponieważ dostępnych jest coraz więcej narzędzi genetycznych i farmakologicznych do testowania roli poszczególnych genów będących przedmiotem zainteresowania podczas regeneracji, istnieje potrzeba opracowania solidnego paradygmatu LIRD. W tym miejscu opisujemy protokół LIRD, który powoduje powszechną i konsekwentną utratę fotoreceptorów zarówno pręcików, jak i czopków, w którym połączyliśmy użycie dwóch wcześniej ustalonych technik LID. Co więcej, protokół ten może zostać rozszerzony do stosowania u zwierząt pigmentowanych, co eliminuje potrzebę utrzymywania interesujących linii transgenicznych na tle albinosów w badaniach LIRD.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury opisane w tym protokole zostały zatwierdzone przez komitet ds. użytkowania zwierząt w Wayne State University School of Medicine.

1. Mroczna adaptacja

  1. Przenieś ~10 dorosłych ryb albinosów lub pigmentowanych z normalnego systemu pomieszczeń do ciemnego pomieszczenia. Jeśli to możliwe, użyj ciemnej obudowy, która jest wbudowana w moduł obudowy danio pręgowanego, co pozwala na normalny przepływ wody przez zbiornik. (Jeśli taki system nie jest dostępny, umieść akwarium w całkowicie ciemnej obudowie, upewniając się, że ryby są napowietrzane tlenem).
  2. Trzymaj rybę w ciemności przez 10 dni. Podczas karmienia zwierząt lub dodawania nowych ryb do ciemnego pudełka upewnij się, że poruszasz się tak szybko, jak to możliwe, aby uniknąć wystawiania ryb na długi okres światła.

2. Ekspozycja na światło UV

  1. Upewnij się, że zasilanie źródła UV jest WYŁĄCZONE. Wyjmij żarnik światła UV z fluorescencyjnego mikroskopu stereoskopowego.
    1. Użyj odwróconej szklanej szalki Petriego o średnicy 15 cm (lub czegoś o podobnej wysokości 2 cm) jako podstawy dla żarnika UV. Przyklej szalkę Petriego do stołu laboratoryjnego.
    2. Przyklej żarnik światła UV do górnej części odwróconej szalki Petriego. Ułóż tak, aby ~2 mm końca włókna wystawało poza szalkę Petriego.
  2. Zaopatrzyć się w szklaną zlewkę o pojemności 250 ml. Przykryj 1/2 dna, boków i tyłu zlewki folią aluminiową, upewniając się, że "błyszcząca" strona folii jest skierowana do wnętrza zlewki. Jeżeli zlewka jest z podziałką, przykryć oznaczoną słowami połowę zlewki folią, pozostawiając przezroczystą połowę zlewki odsłoniętą.
  3. Napełnić zlewkę o pojemności 250 ml 100 ml wody z systemu dla ryb.
  4. Umieść zlewkę o pojemności 250 ml w zlewce o pojemności 4 l. Napełnij zlewkę o pojemności 4 l wodą, aż poziom wody się wyrówna z przewodem o pojemności 100 ml w zlewce o pojemności 250 ml.
  5. Do zlewki o pojemności 250 ml należy dodać maksymalnie 10 zwierząt poddanych działaniu ciemności. Przykryj zlewkę o pojemności 250 ml małym kawałkiem folii aluminiowej.
  6. Umieść cały aparat do zlewki bezpośrednio przylegający do żarnika UV. Filament powinien stykać się z zewnętrzną stroną zlewki o pojemności 4 l i być skierowany w stronę odsłoniętej części zlewki o pojemności 250 ml. Upewnij się, że zlewka o pojemności 250 ml jest wyśrodkowana na dnie zlewki o pojemności 4 l.
  7. Umieść duży, nieprzezroczysty ekran za zlewką o pojemności 4 litrów, umożliwiając narażenie zwierząt, ale uniemożliwiając personelowi laboratoryjnemu zobaczenie końcówki włókna UV. UWAGA: upewnij się, że ta bariera jest na swoim miejscu PRZED włączeniem zasilania źródła UV.
  8. Włącz źródło zasilania UV. Ustaw timer na 30 min. Umieść wszelkie niezbędne etykiety ostrzegawcze, aby upewnić się, że niczego niepodejrzewający personel laboratorium nie wystawi się przypadkowo na promieniowanie UV.
  9. Po 30 minutach wyłącz źródło zasilania UV. Wyjąć zlewkę o pojemności 250 ml z rybą. UWAGA: jeśli wymagane jest wielokrotne naświetlanie promieniami UV, poczekaj, aż źródło zasilania ostygnie (~20 min) przed powtórzeniem protokołu ekspozycji. Upewnij się, że 100 ml wody zostało zastąpione świeżą wodą z systemu przy każdej ekspozycji. Woda w zlewce o pojemności 4 l nie wymaga wymiany.

3. Ekspozycja na światło lampy halogenowej

  1. Przenieść rybę ze zlewki o pojemności 250 ml do przezroczystego akrylowego akwarium o pojemności 1,8 l. Napełnij zbiornik do znaku przepełnienia.
  2. Skonfiguruj obszar leczenia światłem lampy halogenowej. Zdobądź cztery halogenowe lampy użytkowe o mocy 250 W w lokalnym sklepie z narzędziami. Stojąc twarzą do dwóch lamp w tym samym kierunku, ułóż 29 cm od siebie na środku. Pozostałe dwie lampy ułóż w podobny sposób.
    1. Umieść drugi zestaw lamp tak, aby były skierowane w stronę pierwszego zestawu lamp, pozostawiając ~73 cm między dwoma zestawami lamp. W ten sposób powstaje obszar leczenia światłem w kształcie prostokąta o wymiarach 29 x 73 cm.
  3. Zdobądź mały wentylator w lokalnym sklepie z narzędziami. Umieść wentylator w równej odległości między dwoma zestawami lamp, tuż poza obszarem leczenia światłem.
  4. Umieść dwa zbiorniki o pojemności 1,8 l pełne wody na środku obszaru leczenia światłem, w równej odległości między dwoma zestawami lamp. Odległość między lampami a zewnętrzną ścianą zbiornika powinna wynosić ~29 cm. Uwaga: nawet jeśli leczysz tylko 10 ryb w jednym zbiorniku o pojemności 1,8 l, użyj tego układu. Oba zbiorniki są potrzebne do utrzymania temperatury wody w każdym zbiorniku w odpowiednim zakresie.
  5. Umieść aerator tlenu w każdym zbiorniku.
  6. Przykryj każdy zbiornik przezroczystymi akrylowymi pokrywkami, pozostawiając ~ 2 cm szczelinę na końcu najbliżej wentylatora. Ułóż wentylator tak, aby wdmuchiwał powietrze do tej szczeliny. Umieść termometr w jednym lub obu zbiornikach.
  7. Włącz zasilanie świateł, wentylatora i aeratorów. Utrzymuj lekką kurację do 4 dni. Ryby nie powinny być karmione podczas lekkiego zabiegu, ponieważ wpłynie to na jakość wody i spowoduje większy stres u zwierząt.
  8. Codziennie monitoruj temperaturę i poziom wody. Utrzymuj temperaturę na poziomie 30-33 °C. W razie potrzeby wyreguluj prędkość wentylatora i/lub odległość między zbiornikami a światłami.
    1. W razie potrzeby uzupełniaj każdy zbiornik wodą systemową, zwykle codziennie.
    2. Zawsze używaj zdrowych dorosłych ryb danio pręgowanego (zwykle w wieku 6-9 miesięcy), aby utrzymać wskaźnik przeżywalności bliski 100%. Jeśli jednak ryba zostanie znaleziona martwa w zbiorniku, natychmiast ją usuń i wymień wodę w całym zbiorniku.

4. Pobieranie tkanek

  1. Po 48 godzinach od rozpoczęcia leczenia światłem halogenowym należy usunąć ryby z obszaru zabiegowego.
    1. Przygotuj świeży utrwalacz etanolowy i formaldehyd (1 część 37% formaldehydu, 9 części 100% etanolu).
    2. Poddaj eutanazji danio pręgowanego za pomocą znieczulającego przedawkowania 2-fenoksyetanolu (0,4 mg/l).
    3. Przenieś uśpionego danio pręgowanego na ręcznik papierowy. Wyłuszczenie oka za pomocą zakrzywionych kleszczy.
    4. Umieścić wyłuszczone oczy w utrwalaczu i przechowywać O/N w temperaturze 4 °C.
  2. Krioochrona oczu.
    1. Przemyj oczy w 5% sacharozie 1x PBS przez 30 minut w temperaturze pokojowej, a następnie zastąp świeżą 5% sacharozą 1x PBS na 2 godziny. Następnie umyć oczy w 30% sacharozie 1x PBS O/N w temperaturze 4 °C. Przemyć oczy w 1:1 (równych porcjach) pożywki do zamrażania tkanek i 30% sacharozy 1x PBS O/N w temperaturze 4 °C.
  3. Zanurz oczy w 100% pożywce do zamrażania tkanek i przechowuj w temperaturze -80 °C. Ustaw oczy tak, aby kriosekcja tkanki została wykonana na osi grzbietowej/brzusznej.
  4. Kriosekcja tkanki i umieszczenie na szkiełkach podstawowych. Ciepłe szkiełka podstawowe należy przechowywać przez 2 godziny w temperaturze 55 °C. Przechowywać preparaty w temperaturze -80 °C lub natychmiast wykonać standardowe badania immunohistochemiczne.
  5. Wykonać standardową immunohistochemię na wyciętej tkance i obrazować za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej40,51.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Opisany powyżej protokół naświetlania porównano z każdą z poszczególnych metod LIRD. U dorosłych zwierząt albino utrzymywanych w ciemności (Ryciny 3-5) poszczególne zabiegi naświetlaniowe doprowadziły do znacznej utraty fotoreceptorów pręcikowych (Rycina 3) oraz czopkowych (Rycina 4). Jednakże obie pojedyncze metody uszkodziły przede wszystkim fotoreceptory w grzbietowej połowie siatkówki, pozostawiając siatkówkę brzuszną stosunkowo chronioną przed działaniem św...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Tutaj pokazujemy, że połączenie krótkiej ekspozycji na promieniowanie UV z ciągłą ekspozycją na jasne światło powoduje rozległą utratę fotoreceptorów i silną reakcję regeneracyjną. W porównaniu z indywidualnymi metodami LIRD, ta połączona metoda jest również najskuteczniejszym protokołem do uszkodzenia zarówno pręcików, jak i czopków w obu połówkach siatkówki. Co ważne, zabieg ten jest skuteczny zarówno u zwierząt pigmentowanych, jak i albinosów .

Chociaż przedstawiamy dowody na to, ż...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy pragną podziękować Xixia Luo za doskonałą hodowlę ryb i wsparcie techniczne. Praca ta została sfinansowana z grantów National Institutes of Health R21EY019401 (RT) i P30EY04068 (RT) oraz funduszy początkowych dla RT, w tym nieograniczonego grantu z Research to Prevent Blindness dla Wayne State University, Department of Ophthalmology. JT był wspierany przez stypendium Thomasa C. Rumble'a zapewnione przez Wayne State University Graduate School.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Źródło światła UVLeicaEL600
Szklana szalka Petriego (150 x 20 mm)Sigma-Aldrich/PyrexCLS3160152BO
Szklana zlewka 250 mlSigma-Aldrich/PyrexCLS1000250
4 L szklana zlewkaSigma-Aldrich/PyrexCLS10004L
Folia aluminiowaFisher01-213-105
250 W halogen lampySiła robocza265-669
1,8 l przezroczyste zbiorniki akryloweAquaneeringZT180T
1,8 l przezroczyste akrylowe pokrywy zbiornikówAquaneeringZT180LCL
WentylatorHoneywellHT-900
AeratorTetra77853-900
TermometrCole-ParmerYO-08008-58
Wygięty kleszcze (5/45)World Precision Instruments504155

Bibliografia

  1. Bernardos, R. L., Barthel, L. K., Meyers, J. R., Raymond, P. A. Late-stage neuronal progenitors in the retina are radial Muller glia that function as retinal stem cells. J. Neurosci. 27, 7028-7040 (2007).
  2. Fausett, B. V., Goldman, D. A role for alpha1 tubulin-expressing Muller glia in regeneration of the injured zebrafish retina. J. Neurosci. 26, 6303-6313 (2006).
  3. Fimbel, S. M., Montgomery, J. E., Burket, C. T., Hyde, D. R. Regeneration of inner retinal neurons after intravitreal injection of ouabain in zebrafish. J. Neurosci. 27, 1712-1724 (2007).
  4. Sherpa, T., et al. Ganglion cell regeneration following whole-retina destruction in zebrafish. Dev. Neurobiol. 68, 166-181 (2008).
  5. Thummel, R., et al. Pax6a and Pax6b are required at different points in neuronal progenitor cell proliferation during zebrafish photoreceptor regeneration. Exp. Eye Res. 90, 572-582 (2010).
  6. Vihtelic, T. S., Hyde, D. R. Light-induced rod and cone cell death and regeneration in the adult albino zebrafish (Danio rerio) retina. J. Neurobiol. 44, 289-307 (2000).
  7. Vihtelic, T. S., Soverly, J. E., Kassen, S. C., Hyde, D. R. Retinal regional differences in photoreceptor cell death and regeneration in light-lesioned albino zebrafish. Exp. Eye Res. 82, 558-575 (2006).
  8. Yurco, P., Cameron, D. A. Responses of Muller glia to retinal injury in adult zebrafish. Vision Res. 45, 991-1002 (2005).
  9. Kassen, S. C., et al. Time course analysis of gene expression during light-induced photoreceptor cell death and regeneration in albino zebrafish. Dev. Neurobiol. 67, 1009-1031 (2007).
  10. Raymond, P. A., Barthel, L. K., Bernardos, R. L., Perkowski, J. J. Molecular characterization of retinal stem cells and their niches in adult zebrafish. BMC Dev. Biol. 6, 36(2006).
  11. Thummel, R., et al. Characterization of Muller glia and neuronal progenitors during adult zebrafish retinal regeneration. Exp. Eye Res. 87, 433-444 (2008).
  12. Thummel, R., Kassen, S. C., Montgomery, J. E., Enright, J. M., Hyde, D. R. Inhibition of Muller glial cell division blocks regeneration of the light-damaged zebrafish retina. Dev. Neurobiol. 68, 392-408 (2008).
  13. Montgomery, J. E., Parsons, M. J., Hyde, D. R. A novel model of retinal ablation demonstrates that the extent of rod cell death regulates the origin of the regenerated zebrafish rod photoreceptors. J. Comp. Neurol. 518, 800-814 (2010).
  14. Morris, A. C., Scholz, T. L., Brockerhoff, S. E., Fadool, J. M. Genetic dissection reveals two separate pathways for rod and cone regeneration in the teleost retina. Dev. Neurobiol. 68, 605-619 (2008).
  15. Bignami, A., Dahl, D. The radial glia of Muller in the rat retina and their response to injury. An immunofluorescence study with antibodies to the glial fibrillary acidic (GFA) protein. Exp. Eye Res. 28, 63-69 (1979).
  16. Bringmann, A., et al. Muller cells in the healthy and diseased retina. Prog. Retin. Eye Res. 25, 397-424 (2006).
  17. Bringmann, A., Wiedemann, P. Muller glial cells in retinal disease. Ophthalmologica. 227, 1-19 (2012).
  18. Eisenfeld, A. J., Bunt-Milam, A. H., Sarthy, P. V. Muller cell expression of glial fibrillary acidic protein after genetic and experimental photoreceptor degeneration in the rat retina. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 25, 1321-1328 (1984).
  19. Anderson, D. H., Guerin, C. J., Erickson, P. A., Stern, W. H., Fisher, S. K. Morphological recovery in the reattached retina. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 27, 168-183 (1986).
  20. Bruce, A. E., Oates, A. C., Prince, V. E., Ho, R. K. Additional hox clusters in the zebrafish: divergent expression patterns belie equivalent activities of duplicate hoxB5 genes. Evol. Dev. 3, 127-144 (2001).
  21. Fawcett, J. W., Asher, R. A. The glial scar and central nervous system repair. Brain Res. Bull. 49, 377-391 (1999).
  22. Lewis, G. P., Fisher, S. K. Muller cell outgrowth after retinal detachment: association with cone photoreceptors. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 41, 1542-1545 (2000).
  23. Fischer, A. J., Bongini, R. Turning Muller glia into neural progenitors in the retina. Mol. Neurobiol. 42, 199-209 (2010).
  24. Karl, M. O., Reh, T. A. Regenerative medicine for retinal diseases: activating endogenous repair mechanisms. Trends Mol. Med. 16, 193-202 (2010).
  25. Close, J. L., Liu, J., Gumuscu, B., Reh, T. A. Epidermal growth factor receptor expression regulates proliferation in the postnatal rat retina. Glia. 54, 94-104 (2006).
  26. Das, A. V., et al. Neural stem cell properties of Muller glia in the mammalian retina: regulation by Notch and Wnt signaling. Dev. Biol. 299, 283-302 (2006).
  27. Ikeda, T., Puro, D. G. Regulation of retinal glial cell proliferation by antiproliferative molecules. Exp. Eye Res. 60, 435-443 (1995).
  28. Liu, B., et al. Wnt signaling promotes muller cell proliferation and survival after injury. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 54, 444-453 (2013).
  29. Osakada, F., et al. Wnt signaling promotes regeneration in the retina of adult mammals. J. Neurosci. 27, 4210-4219 (2007).
  30. Wan, J., et al. Preferential regeneration of photoreceptor from Muller glia after retinal degeneration in adult rat. Vision Res. 48, 223-234 (2008).
  31. Wan, J., Zheng, H., Xiao, H. L., She, Z. J., Zhou, G. M. Sonic hedgehog promotes stem-cell potential of Muller glia in the mammalian retina. Biochem. Biophys. Res. Commun. 363, 347-354 (2007).
  32. Roesch, K., et al. The transcriptome of retinal Muller glial cells. J. Comp. Neurol. 509, 225-238 (1002).
  33. Chang, G. Q., Hao, Y., Wong, F. Apoptosis: final common pathway of photoreceptor death in rd, rds, and rhodopsin mutant mice. Neuron. 11, 595-605 (1993).
  34. Marc, R. E., et al. Extreme retinal remodeling triggered by light damage: implications for age related macular degeneration. Mol. Vis. 14, 782-806 (2008).
  35. Portera-Cailliau, C., Sung, C. H., Nathans, J., Adler, R. Apoptotic photoreceptor cell death in mouse models of retinitis pigmentosa. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 91, 974-978 (1994).
  36. Noell, W. K., Walker, V. S., Kang, B. S., Berman, S. Retinal damage by light in rats. Invest. Ophthalmol. 5, 450-473 (1966).
  37. Wenzel, A., Grimm, C., Samardzija, M., Reme, C. E. Molecular mechanisms of light-induced photoreceptor apoptosis and neuroprotection for retinal degeneration. Prog. Retin. Eye Res. 24, 275-306 (2005).
  38. Cicerone, C. M. Cones survive rods in the light-damaged eye of the albino rat. Science. 194, 1183-1185 (1976).
  39. La Vail, M. M. Survival of some photoreceptor cells in albino rats following long-term exposure to continuous light. Invest. Ophthalmol. 15, 64-70 (1976).
  40. Thomas, J. L., Nelson, C. M., Luo, X., Hyde, D. R., Thummel, R. Characterization of multiple light damage paradigms reveals regional differences in photoreceptor loss. Exp. Eye Res. 97, 105-116 (2012).
  41. Qin, Z., et al. FGF signaling regulates rod photoreceptor cell maintenance and regeneration in zebrafish. Exp. Eye Res. 93, 726-734 (2011).
  42. Craig, S. E., et al. The zebrafish galectin Drgal1-l2 is expressed by proliferating Muller glia and photoreceptor progenitors and regulates the regeneration of rod photoreceptors. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 51, 3244-3252 (2010).
  43. Morris, A. C., Schroeter, E. H., Bilotta, J., Wong, R. O., Fadool, J. M. Cone survival despite rod degeneration in XOPS-mCFP transgenic zebrafish. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 46, 4762-4771 (2005).
  44. Nelson, C. M., Hyde, D. R. Muller glia as a source of neuronal progenitor cells to regenerate the damaged zebrafish retina. Adv. Exp. Med. Biol. 723, 425-430 (2012).
  45. Powell, C., Elsaeidi, F., Goldman, D. Injury-dependent Muller glia and ganglion cell reprogramming during tissue regeneration requires Apobec2a and Apobec2b. J. Neurosci. 32, 1096-1109 (2012).
  46. Ramachandran, R., Reifler, A., Wan, J., Goldman, D. Application of Cre-loxP recombination for lineage tracing of adult zebrafish retinal stem cells. Methods Mol. Biol. 884, 129-140 (2012).
  47. Ramachandran, R., Zhao, X. F., Goldman, D. Ascl1a/Dkk/beta-catenin signaling pathway is necessary and glycogen synthase kinase-3beta inhibition is sufficient for zebrafish retina regeneration. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 108, 15858-15863 (2011).
  48. Ramachandran, R., Zhao, X. F., Goldman, D. Insm1a-mediated gene repression is essential for the formation and differentiation of Muller glia-derived progenitors in the injured retina. Nat. Cell Biol. 14, 1013-1023 (2012).
  49. Wan, J., Ramachandran, R., Goldman, D. HB-EGF is necessary and sufficient for Muller glia dedifferentiation and retina regeneration. Dev. Cell. 22, 334-347 (2012).
  50. Morris, A. C., Forbes-Osborne, M. A., Pillai, L. S., Fadool, J. M. Microarray analysis of XOPS-mCFP zebrafish retina identifies genes associated with rod photoreceptor degeneration and regeneration. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 52, 2255-2266 (2011).
  51. Thummel, R., Bailey, T. J., Hyde, D. R. In vivo electroporation of morpholinos into the adult zebrafish retina. J. Vis. Exp. (58), e3603(2011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

wiat owst piona degeneracja siatk wkiregeneracja fotoreceptor wekspozycja na wiat o UVterapia lamp halogenowmikroskopia immunofluorescencyjnautrata fotoreceptor w pr cikowychutrata fotoreceptor w czopkowychkom rki glejowe M lleraprzej ciowe kom rki progenitorowe wzmacniaj ce
Nowy paradygmat uszkodzeń spowodowanych światłem do wykorzystania w badaniach nad regeneracją siatkówki u dorosłych danio pręgowanych
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.