Artykuł metodologiczny

Izolacja multipotencjalnych prekursorów pochodzących z naczyń krwionośnych z ludzkich mięśni szkieletowych

10.8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/51195

⸱

21 sierpnia 2014

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Stem Cell Research Center, Department of Bioengineering and Orthopedic Surgery, University of Pittsburgh, 2Department of Orthopedic Surgery, University of Pittsburgh, 3Nazarbayev University Research and Innovation System, Nazarbayev University, 4Department of Orthopaedic Surgery, UCLA Orthopaedic Hospital and the Orthopaedic Hospital Research Center, University of California at Los Angeles, 5Department of Cell Biology, Erasmus MC Stem Cell Institute, 6OHSU Center for Regenerative Medicine, Oregon Health & Science University, 7Centre for Cardiovascular Science and MRC Centre for Regenerative Medicine, Queen's Medical Research Institute and University of Edinburgh, 8David Geffen School of Medicine and the Orthopaedic Hospital Research Center, University of California at Los Angeles, 9Stem Cell Research Center, Department of Orthopedic Surgery and McGowan Institute for Regenerative Medicine, University of Pittsburgh

W tym artykule

Podsumowanie

Naczynia krwionośne w ludzkich mięśniach szkieletowych zawierają kilka wieloliniowych populacji prekursorów, które są idealne do zastosowań regeneracyjnych. Ta metoda izolacji pozwala na jednoczesne oczyszczanie trzech multipotencjalnych populacji komórek prekursorowych odpowiednio z trzech warstw strukturalnych naczyń krwionośnych: miogennych komórek śródbłonka z błony wewnętrznej, perycytów z pożywki i komórek przybyszowych z przydanki.

Streszczenie

Od czasu odkrycia mezenchymalnych komórek macierzystych/zrębowych (MSC), natywna tożsamość i lokalizacja MSCs zostały przesłonięte przez ich retrospektywną izolację w kulturze. Niedawno, korzystając z sortowania komórek aktywowanych fluorescencją (FACS), wraz z innymi badaczami prospektywnie zidentyfikowaliśmy i oczyściliśmy trzy subpopulacje multipotencjalnych komórek prekursorowych związanych z unaczynieniem ludzkich mięśni szkieletowych. Te trzy populacje komórek: miogenne komórki śródbłonka (MEC), perycyty (PC) i komórki przybyszowe (AC), są zlokalizowane odpowiednio w trzech warstwach strukturalnych naczyń krwionośnych: błonie wewnętrznej, środkowej i przydance. Wszystkie te populacje ludzkich komórek macierzystych pochodzących z naczyń krwionośnych (hBVSC) nie tylko wyrażają klasyczne markery MSC, ale także posiadają mezodermalny potencjał rozwojowy podobny do typowych MSC. Wcześniej MEC, PC i AC były izolowane za pomocą odrębnych protokołów, a następnie charakteryzowane w oddzielnych badaniach. Obecny protokół izolacji, poprzez modyfikacje procesu izolacji i dostosowania selektywnych markerów powierzchni komórek, pozwala nam jednocześnie oczyścić wszystkie trzy subpopulacje hBVSC za pomocą FACS z pojedynczej biopsji mięśni ludzkich. Ta nowa metoda nie tylko usprawni izolację wielu subpopulacji BVSC, ale także ułatwi przyszłe zastosowania kliniczne hBVSC do różnych celów terapeutycznych.

Wprowadzenie

Ludzkie mięśnie szkieletowe zostały uznane za klinicznie atrakcyjne źródło komórek macierzystych/progenitorowych. Mięśnie szkieletowe zawierają nie tylko zaangażowane miogenne komórki progenitorowe, mioblasty szkieletowe, ale także prymitywne miogenne komórki macierzyste, w tym komórki satelitarne i komórki macierzyste pochodzenia mięśniowego (MDSC)1. Zastosowanie ludzkich komórek macierzystych/progenitorowych pochodzących z mięśni, autologicznych lub allogenicznych, w medycynie regeneracyjnej zostało szeroko zbadane w przedklinicznych modelach zwierzęcych i badaniach klinicznych. Regeneracyjne zastosowania komórek macierzystych/progenitorowych mięśni obejmują zarówno regenerację mięśni dystroficznych u pacjentów z dystrofią mięśniową Duchenne'a (DMD), jak i naprawę uszkodzonego serca u pacjentów z zawałem serca.

Od czasu odkrycia mezenchymalnych komórek macierzystych/zrębowych (MSC) i innych multipotencjalnych populacji komórek prekursorowych, w tym multipotencjalnych dorosłych komórek progenitorowych pochodzących ze szpiku kostnego (MAPC) i komórek macierzystych pochodzących z tkanki tłuszczowej (ADSC), dorosłe komórki macierzyste/progenitorowe były intensywnie badane dodnia 1-9. Niemniej jednak, ich natywna tożsamość i lokalizacja in situ zostały przesłonięte przez retrospektywne metody izolacji. Niedawno, korzystając z sortowania komórek aktywowanych fluorescencją (FACS), my i inne grupy zidentyfikowaliśmy i oczyściliśmy prospektywnie trzy multipotencjalne populacje komórek prekursorowych z naczyń krwionośnych w ludzkich mięśniach szkieletowych i kilku innych narządach: miogennych komórek śródbłonka (MEC), perycytów (PC) i komórek przybyszowych (AC)10. Te trzy subpopulacje ludzkich komórek macierzystych pochodzących z naczyń krwionośnych (hBVSC) można znaleźć odpowiednio w trzech warstwach strukturalnych naczyń krwionośnych: Tunica intima, Tunica Media i Tunica adventitia. Mówiąc dokładniej, MEC i PC są wykrywane w mikronaczyniach i naczyniach włosowatych, podczas gdy AC są zlokalizowane w warstwie przydankowej większych tętnic i żył. Każdy podzbiór komórek prekursorowych wyraża unikalną kombinację antygenów powierzchniowych komórek: MEC (CD34 + / 56 + / 144 + / 45-), PC (CD146 + / 34-/45-/56-) i AC (CD34 + / 31-/45-/56-/146-).

Dalsza charakterystyka tych podzbiorów hBVSC wykazała, że wszystkie trzy populacje komórek prekursorowych posiadają mezodermalne potencjały rozwojowe podobne do typowych MSC, w tym miogenezę szkieletu, osteogenezę, chondrogenezę i adipogenezę. Wszystkie podzbiory hBVSC wykazują również klasyczne markery MSC, w tym CD44, CD73, CD90 i CD105, świeżo i w hodowli. Łącznie te dowody potwierdziły naczyniowe pochodzenie MSC. Co więcej, możliwości terapeutyczne MEC, PC i AC zostały ostatnio wykazane w oddzielnych badaniach. Wykazano, że MEC posortowane z biopsji mięśni dorosłego człowieka regenerują uszkodzone i dystroficzne mięśnie szkieletowe oraz naprawiają uszkodzony mięsień sercowy skuteczniej niż mioblasty szkieletowe i komórki śródbłonka naczyń krwionośnych (EC). Wykazano również, że oczyszczone PC z różnych ludzkich narządów naprawiają/regenerują uszkodzone i dystroficzne mięśnie szkieletowe oraz przyczyniają się do puli komórek satelitarnych13-16. Niedawno wykazaliśmy, że komputery PC pochodzące z ludzkich mięśni szkieletowych skutecznie naprawiają mięsień sercowy po zawale poprzez pośredni efekt parakrynny i bezpośrednie interakcje komórkowe17. Z drugiej strony AC zostały albo bezpośrednio wyizolowane z eksplantowanych naczyń krwionośnych, albo oczyszczone przez FACS z ludzkiej tkanki tłuszczowej i mięśni szkieletowych. Zauważalne działanie proangiogenne AC wykazano w modelu niedokrwienia kończyn tylnych myszy19. Co więcej, wykazano również, że AC naprawiają mięśnia sercowego po zawale skuteczniej niż konwencjonalne MSC, co wskazuje na silny potencjał terapeutyczny AC w naprawie niedokrwiennej tkanki20.

Obecny protokół oczyszczania umożliwia jednoczesne, prospektywne oczyszczanie MEC, PC i AC z układu krwionośnego pojedynczej ludzkiej biopsji mięśni szkieletowych. Pozwala nam to na badanie i/lub wybór optymalnej subpopulacji hBVSC do różnych celów terapeutycznych. Ponadto ta nowa technika jeszcze bardziej rozszerza repertuar komórek macierzystych/progenitorowych, które mogą pochodzić z ludzkich mięśni szkieletowych, co czyni ją idealnym źródłem multipotencjalnych komórek prekursorowych dla medycyny regeneracyjnej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Przetwarzanie biopsji mięśni

  1. Zachowaj biopsję ludzkich mięśni szkieletowych na lodzie w zmodyfikowanym pożywce Eagle Medium (DMEM) firmy Dulbecco, uzupełnionej 5% płodową surowicą bydlęcą (FBS) i 1% penicyliną-streptomycyną (P / S) podczas transportu.
  2. Po otrzymaniu biopsji mięśnia wyjąć próbkę z pojemnika transportowego i umyć ją dwukrotnie w roztworze soli fizjologicznej buforowanym fosforanami (PBS) uzupełnionym 2% roztworem antybiotykowo-przeciwgrzybiczym (A/A) w sterylnych warunkach.
  3. Usuń przyczepioną tkankę tłuszczową i łączną za pomocą sterylnych nożyczek i kleszczy w DMEM uzupełnionym 2% A/A.
  4. Usuń duże naczynia krwionośne pod mikroskopem preparacyjnym, a następnie pokrój próbkę mięśni na małe kawałki (< 1cm2 wielkości).
  5. Zachowaj pokrojone kawałki mięśni (<5 grama) w 20 ml pożywki konserwującej (PM; DMEM uzupełniony 10% FBS i 1% P/S) w temperaturze 4 °C przez okres do 5 dni.

2. Dysocjacja mięśni i izolacja komórek

  1. W dniu izolacji komórek należy usunąć fragmenty mięśni z PM i przemyć dwukrotnie w PBS z dodatkiem 2% P/S. Aby przygotować roztwór trawiący, dodaj kolagenazy typu I, typu II i typu IV (100 mg/ml) na świeżo do PM.
  2. Drobno posiekać i mechanicznie zmielić kawałki mięśni sterylnymi nożyczkami i kleszkami na szalce Petriego z niewielką ilością PM, aż roztwór przejdzie przez 10 ml pipety serologicznej bez krzepnięcia. Podczas tego procesu należy usunąć resztki tkanki tłuszczowej i łącznej. Użyj co najmniej 8-10 gramów mięśni dorosłych lub 2 gramów mięśni płodu do każdej izolacji komórki.
  3. Przenieść 4-5 gramów rozdrobnionych dorosłych mięśni do 20 ml (lub 2 gramy rozdrobnionych mięśni płodu do 10 ml) roztworu wytrawiającego za pomocą pipety serologicznej o pojemności 10 ml. Trawienie przez 50 - 60 minut w temperaturze 37 °C na wytrząsarce orbitalnej z prędkością 70 - 80 obr./min. Zoptymalizuj wydajność komórek i zachowanie antygenu powierzchniowego, dostosowując odpowiednio czas trawienia i/lub szybkość mieszania w zależności od ilości tkanki. Obserwuj stan trawienia co 15-20 minut, aż zmętnienie prawie zniknie.
  4. Energicznie odpipetować strawioną tkankę 3-5 razy za pomocą pipety serologicznej o pojemności 10 ml. Dodać równą ilość cząstek stałych, aby zatrzymać reakcję, a następnie odwirować przy 400 x g przez 4 min.
  5. Ostrożnie usunąć sklarowany osad; zawiesić osad z 10 ml PM do przepłukania, a następnie przefiltrować przez sitko o wielkości 100 μm.
  6. Wirować przy 400 x g przez 4 minuty i ostrożnie usunąć supernatant. Zawiesić osady w buforze do lizy erytrocytów (155 mM NH4Cl, 10mM KHCO3, 0,1 mM EDTA), przefiltrować przez sitko do komórek o wielkości 70 μm w celu uzyskania zawiesiny pojedynczej komórki, a następnie inkubować przez 10 minut w temperaturze pokojowej. Ponownie przefiltrować przez sitko do komórek o stężeniu 70 μm, jeśli zaobserwuje się jakiekolwiek wytrącenia.
  7. Wirować przy 400 x g przez 4 minuty i ponownie zawiesić osad komórkowy w 0,5 ml PBS. Policz liczbę komórek. Uzyskaj łącznie co najmniej 5 milionów komórek do sortowania komórek. Rozcieńczyć zawiesinę jednokomórkową do mniej niż 5 milionów komórek na ml za pomocą PBS do barwienia. Wyjmij 50-100 μl zawiesiny komórek i podziel na 11 probówek do barwienia kontrolnego (kontrola niebarwiona, kontrole ujemne i jednokolorowe kontrole dodatnie).

3. Etykietowanie i sortowanie komórek

  1. Zawiesinę jednokomórkową inkubować przez 10 minut w temperaturze 4 °C w surowicy myszy (rozcieńczonej w stosunku 1:10 w PBS) w celu zablokowania, jeśli to konieczne.
  2. Dodać CD34-APC, CD45-APC-Cy7, CD56-PE-Cy7, CD144-PE i CD146-FITC (wszystkie w stosunku 1:100) do zawiesiny jednokomórkowej i inkubować przez 20 minut w temperaturze 4 °C. Do kontroli ujemnej dodać równoważne stężenia przeciwciał IgG sprzężonych z izotypami APC, APC-Cy7, PE-Cy7, PE i FITC i inkubować przez 20 minut w temperaturze 4 °C. W przypadku jednokolorowych kontroli dodatnich dodać równoważne stężenia CD34-APC, CD45-APC-Cy7, CD56-PE-Cy7, CD144-PE i CD146-FITC indywidualnie do każdej probówki i inkubować przez 20 minut w temperaturze 4 °C.
  3. Po inkubacji odwirować przy 400 x g przez 4 minuty w celu umycia. Zawiesić osad komórkowy w 1 - 2 ml DMEM uzupełnionym o 5% FBS i 1% P/S. Końcowe stężenie zawiesiny komórkowej powinno być mniejsze niż 5 milionów komórek na ml. Dodać 7-AAD (1:100) i inkubować przez 15 minut w temperaturze pokojowej w celu wykluczenia martwych komórek. W przypadku kontroli ujemnej i jednokolorowych kontroli pozytywnych, ponownie zawiesić granulki komórek w 0,5 ml DMEM uzupełnione 5% FBS i 1% P / S.
  4. Przenieś wszystkie zawiesiny komórek do probówek do cytometrii przepływowej z polistyrenu o okrągłym dnie. Przygotować probówki do pobierania komórek (każda probówka jest wstępnie napełniona 500 μl odpowiedniej pożywki hodowlanej: MPM dla MEC; EGM-2 dla komputerów PC; Medium AC dla AC). Zawiesiny komórek na lodzie należy transportować do sortownika komórek.
  5. Uruchom zawiesiny komórek na sortowniku komórek w kolejności niebarwionej kontroli, kontroli ujemnych, jednokolorowych kontroli dodatnich i głównej zawiesiny komórek, jednocześnie rygorystycznie dostosowując intensywność lasera, kompensację kanałów i bramkowanie populacji komórek, aby zmaksymalizować czystość komórek (szczegółowe informacje na temat cytometrii przepływowej można znaleźć w artykułach opublikowanych przez JoVE i inne czasopisma).
  6. Zbierz żądane populacje komórek w odpowiednich probówkach zbiorczych. Zebrane komórki przechowywać w temperaturze 4 °C, jeśli nie są natychmiast wysiewane.

4. Hodowla komórkowa po sortowaniu

  1. Wysiewaj świeżo posortowane MEC (P0) w ilości <10 000 komórek/cm2w MPM na płytkach wstępnie pokrytych kolagenem typu I. W celu późniejszego pasażowania MEC, wysiewaj 3,500 - 4,000 komórek/cm2 w MPM na płytkach/kolbach wstępnie pokrytych kolagenem typu I.
  2. Wysiewaj świeżo posortowane PC (P0) w ilości <20 000 komórek/cm2 w EGM-2 na płytkach świeżo pokrytych 0,2% żelatyną. W celu późniejszego pasażowania PC, podziel komórki w stosunku 1:3 w pożywce PC (DMEM uzupełnione 20% FBS i 1% P / S) na zwykłe płytki hodowlane z polistyrenu aż do P2. Począwszy od P3, komórki nasienne w ilości 6 500 - 7 000 komórek/cm2 w pożywce PC na zwykłych płytkach / kolbach polistyrenowych.
  3. Wysiewaj świeżo posortowane AC (P0) w ilości <20 000 komórek/cm2 w podłożu AC (DMEM uzupełnione 20% FBS i 1% P/S) na zwykłe płytki hodowlane z polistyrenu. W celu późniejszego pasażowania AC, komórki nasienne w ilości 6 500 - 7 000 komórek/cm2 w podłożu AC na zwykłe płytki/kolby do hodowli polistyrenu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Parametry FACS są najpierw korygowane na podstawie danych uzyskanych z kontroli niebarwionej, kontroli negatywnych oraz jednobarwnych kontrol pozytywnych. Po wykluczeniu martwych komórek, zawiesina komórek znakowanych fluorescencyjnie zostaje poddana serii selekcji negatywnych i pozytywnych markerów powierzchniowych komórek. Najpierw bramkowane są komórki CD45+, a następnie z frakcji CD45- oddzielane są komórki CD56+ i CD56-. Frakcja CD56+ jest dalej poddawana selekc...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Identyfikacja i oczyszczanie subpopulacji hBVSC stanowi istotny postęp w zrozumieniu ontogenezy MSC. Istnieje coraz więcej dowodów wskazujących na okołonaczyniowe pochodzenie MSCs i związek między specyficznymi tkankowo komórkami prekursorowymi a naczyniami krwionośnymi22-25. Ponadto zdolność do izolowania jednorodnych subpopulacji hBVSC dodatkowo pomaga w zrozumieniu heterogeniczności MSC i biologii komórek naczyniowych26.

W ciągu ostatnich kilku lat MEC, PC i AC zostały...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

J.H. otrzymał wynagrodzenie od Cook MyoSite, Inc. za usługi konsultingowe oraz za tantiemy otrzymane z tytułu licencjonowania technologii w okresie, w którym przeprowadzono powyższe badania. Wszyscy pozostali autorzy nie mają konfliktu interesów, który mogliby ujawnić.

Podziękowania

Autorzy pragną podziękować Alison Logar za doskonałą pomoc techniczną przy cytometrii przepływowej. Prace te były wspierane przez granty z Departamentu Obrony (J.H.), Henry J. Mankin Endowed Chair (J.H.) oraz Ministerstwa Edukacji i Nauki Republiki Kazachstanu (A.S.). C.W.C. było częściowo wspierane przez stypendium przeddoktoranckie American Heart Association (11PRE7490001). M. Corselli otrzymał wsparcie w ramach grantu szkoleniowego Kalifornijskiego Instytutu Medycyny Regeneracyjnej (TG2-01169).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Kolagenaza typ 1SigmaC5894Sterylna fiolka
Kolagenaza typ 2SigmaC1764Sterylna fiolka
Kolagenaza typ 4SigmaC1889Sterylna fiolka
Anti-human CD34 APCBD Pharmingen555824Zachowaj sterylność
Anti-Human CD45 APC-Cy7BD Pharmingen557833Zachowaj sterylność
Anty-ludzki CD56 PE-Cy7BD Pharmingen 557747Utrzymuj sterylność
Anti-Human CD144 PEBeckman CoulterA07481Utrzymuj sterylność
Anti-Human CD146 FITCAbD SerotecMCA2141FZachowaj sterylność
Cytometr przepływowy FACS Aria IIBecton-Dickinson
EGM-2 kompletna pożywkaLonzaCC-3162Do hodowli komputerów (tylko P0)
DMEM o wysokiej zawartości glukozy (1X), płynny, z L-glutaminą, bez pirogronianu soduInvitrogen11965Do hodowli PC,
DMEM o wysokiej zawartości glukozy (1X), płynny, z L-glutaminą, z pirogronianem soduInvitrogen11995Do hodowli MEC i AC
Płodowa surowica bydlęcaInvitrogen10437-028
Inaktywowana termicznie surowica końskaInvitrogen26050-088
Penicylina/streptomycynaInvitrogen15140-122
Antybiotyk-antybiotyk przeciwgrzybiczy (100X)Invitrogen15240-062
Trypsyna-EDTA 0,5% (10X)Invitrogen15400-054
Dulbecco' s PBS bez wapnia i magnezuInvitrogen14190-250
Ekstrakt z zarodków pisklątDokładny filtr chemicznyCE650T-10przed użyciem

Bibliografia

  1. Peault, B., et al. Stem and Progenitor Cells in Skeletal Muscle Development. Maintenance, and Therapy. Mol Ther. 15, 867-877 (2007).
  2. Toma, J. G., et al. Isolation of multipotent adult stem cells from the dermis of mammalian skin. Nat Cell Biol. 3, 778-784 (2001).
  3. Zuk, P. A., et al. Human Adipose Tissue Is a Source of Multipotent Stem Cells. Mol. Biol. Cell. 13, 4279-4295 (2002).
  4. Zimmerlin, L., et al. Stromal vascular progenitors in adult human adipose tissue. Cytometry. 77, 22-30 (2010).
  5. Reyes, M., et al. Origin of endothelial progenitors in human postnatal bone marrow. The Journal of Clinical Investigation. 109, 337-346 (2002).
  6. Choi, Y., Ta, M., Atouf, F., Lumelsky, N. Adult pancreas generates multipotent stem cells and pancreatic and nonpancreatic progeny. Stem Cells. 22, 1070-1084 (2004).
  7. Zengin, E., et al. Vascular wall resident progenitor cells: a source for postnatal vasculogenesis. Development. 133, 1543-1551 (2006).
  8. Corselli, M., Chen, C. W., Crisan, M., Lazzari, L., Peault, B. Perivascular ancestors of adult multipotent stem cells. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 30, 1104-1109 (2010).
  9. Ballas, C. B., Zielske, S. P., Gerson, S. L. Adult bone marrow stem cells for cell and gene therapies: Implications for greater use. Journal of Cellular Biochemistry. 85, 20-28 (2002).
  10. Chen, C. -W., Corselli, M., Péault, B., Huard, J. Human Blood-Vessel-Derived Stem Cells for Tissue Repair and Regeneration. Journal of Biomedicine and Biotechnology. , 597439(2012).
  11. Zheng, B., et al. Prospective identification of myogenic endothelial cells in human skeletal muscle. Nat Biotech. 25, 1025-1034 (2007).
  12. Okada, M., et al. Myogenic Endothelial Cells Purified From Human Skeletal Muscle Improve Cardiac Function After Transplantation Into Infarcted Myocardium. Journal of the American College of Cardiology. 52, 1869-1880 (2008).
  13. Crisan, M., et al. A Perivascular Origin for Mesenchymal Stem Cells in Multiple Human Organs. Cell Stem Cell. 3, 301-313 (2008).
  14. Park, T. S., et al. Placental Perivascular Cells for Human Muscle Regeneration. Stem Cells and Development. 20, 451-463 (2011).
  15. Dellavalle, A., et al. Pericytes of human skeletal muscle are myogenic precursors distinct from satellite cells. Nat Cell Biol. 9, 255-267 (2007).
  16. Dellavalle, A., et al. Pericytes resident in postnatal skeletal muscle differentiate into muscle fibres and generate satellite cells. Nat Commun. 2, 499(2011).
  17. Chen, C. -W., et al. Human pericytes for ischemic heart repair. STEM CELLS. 31 (2), 305-316 (2012).
  18. Corselli, M., et al. The tunica adventitia of human arteries and veins as a source of mesenchymal stem cells. Stem Cells and Development. 21, 1299-1308 (2012).
  19. Campagnolo, P., et al. Human Adult Vena Saphena Contains Perivascular Progenitor Cells Endowed With Clonogenic and Proangiogenic Potential. Circulation. 121, 1735-1745 (2010).
  20. Katare, R., et al. Transplantation of Human Pericyte Progenitor Cells Improves the Repair of Infarcted Heart Through Activation of an Angiogenic Program Involving Micro-RNA-132 / Novelty and Significance. Circulation Research. 109, 894-906 (2011).
  21. Zheng, B., et al. Human myogenic endothelial cells exhibit chondrogenic and osteogenic potentials at the clonal level. Journal of Orthopaedic Research. 31, 1089-1095 (2013).
  22. Caplan, A. I. All MSCs Are Pericytes. Cell Stem Cell. 3, 229-230 (2008).
  23. Feng, J., Mantesso, A., Sharpe, P. T. Perivascular cells as mesenchymal stem cells. Expert Opinion on Biological Therapy. 10, 1441-1451 (2010).
  24. Tang, W., et al. White Fat Progenitor Cells Reside in the Adipose Vasculature. Science. 322, 583-586 (2008).
  25. Krautler, N. J., et al. Follicular Dendritic Cells Emerge from Ubiquitous Perivascular Precursors. Cell. 150, 194-206 (2012).
  26. Phinney, D. G. Functional heterogeneity of mesenchymal stem cells: Implications for cell therapy. Journal of Cellular Biochemistry.113. 113, 2806-2812 (2012).
  27. Chen, C. -W., et al. Perivascular multi-lineage progenitor cells in human organs: Regenerative units, cytokine sources or both. Cytokine and Growth Factor Reviews. 20, 429-434 (2009).
  28. Lin, C. -S., Lue, T. F. Defining Vascular Stem Cells. Stem Cells Dev. 22, 1018-1026 (2013).
  29. Tang, Z., et al. Differentiation of multipotent vascular stem cells contributes to vascular diseases. Nat Commun. 3, 875(2012).
  30. Zheng, B., et al. Isolation of myogenic stem cells from cultures of cryopreserved human skeletal muscle. Cell Transplant. 21, 1087-1093 (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Kom rki macierzyste pochodz ce z naczy krwiono nychsortowanie kom rek metod fluorescencyjnej aktywacjitrawienie kolagenazanaliza cytometrycznamiogenne kom rki r db onkapericytykom rki b ony zewn trznejmarkery powierzchniowe kom rekbiopsja mi nia szkieletowegoizolacja wielopotencjalnych prekursor wekspansja hodowli kom rkowych

Powiązane artykuły