Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

W kierunku biomimiki drewna: wytwarzane wolnostojące folie z nanocelulozy, ligniny i syntetycznej polikacji

16.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/51257

⸱

17 czerwca 2014

 ,  ,  , 
1Institute for Critical Technology and Applied Science, Virginia Tech, 2Macromolecules and Interfaces Institute, Virginia Tech, 3Institute for Food Safety and Health, Illinois Institute of Technology- Moffett Campus, 4Wood, Cellulose, and Paper Research Department, University of Guadalajara, 5Department of Sustainable Biomaterials, Virginia Tech, 6Sustainable Nanotechnology Interdisciplinary Graduate Education Program, Virginia Tech

W tym artykule

Podsumowanie

Celem tych badań było stworzenie syntetycznej tkanki ściany komórkowej roślinnej przy użyciu warstwa po warstwie składania włókienek nanocelulozowych i izolowanej ligniny złożonej z rozcieńczonych zawiesin wodnych. Techniki pomiaru powierzchni mikrowagi kryształów kwarcu i mikroskopii sił atomowych zostały wykorzystane do monitorowania tworzenia polimerowo-polimerowego materiału nanokompozytowego.

Streszczenie

Materiały drzewne składają się z roślinnych ścian komórkowych, które zawierają warstwową wtórną ścianę komórkową złożoną ze strukturalnych polimerów polisacharydów i ligniny. Proces składania warstwa po warstwie (LbL), który opiera się na składaniu przeciwnie naładowanych cząsteczek z roztworów wodnych, został wykorzystany do zbudowania wolnostojącej warstwy kompozytowej z izolowanych polimerów drewna ligniny i utlenionej celulozy nanofibrylowej (NFC). Aby ułatwić montaż tych ujemnie naładowanych polimerów, dodatnio naładowany polielektrolit, chlorek poli(diallilodimetyloamumium) (PDDA), został użyty jako warstwa łącząca w celu stworzenia tej uproszczonej modelowej ściany komórkowej. Proces adsorpcji warstwowej badano ilościowo przy użyciu mikrowagi kryształów kwarcu z monitorowaniem dyssypacji (QCM-D) i elipsometrią. Wyniki pokazały, że masa/grubość warstwy na zaadsorbowaną warstwę wzrosła w funkcji całkowitej liczby warstw. Pokrycie powierzchni zaadsorbowanych warstw badano za pomocą mikroskopii sił atomowych (AFM). Dla systemu stwierdzono całkowite pokrycie powierzchni ligniną we wszystkich cyklach osadzania, jednak pokrycie powierzchni przez NFC zwiększało się wraz z liczbą warstw. Proces adsorpcji prowadzono przez 250 cykli (500 dwuwarstw) na podłożu z octanu celulozy (CA). Przezroczyste, wolnostojące folie nanokompozytowe zmontowane LBL uzyskano po rozpuszczeniu substratu CA w acetonie. Skaningowa mikroskopia elektronowa (SEM) pękniętych przekrojów poprzecznych wykazała strukturę blaszkowatą, a grubość na cykl adsorpcji (PDDA-Lignin-PDDA-NC) oszacowano na 17 nm dla dwóch różnych typów ligniny użytych w badaniu. Dane wskazują na film o ściśle kontrolowanej architekturze, w którym nanoceluloza i lignina są przestrzennie osadzane w nanoskali (nanokompozyty polimerowo-polimerowe), podobnie jak w natywnej ścianie komórkowej.

Wprowadzenie

Istnieje duże zainteresowanie pozyskiwaniem dodatkowych chemikaliów i paliw z biomasy, ponieważ węgiel sekwestrowany przez rośliny podczas fotosyntezy jest częścią obecnego cyklu CO2. Większość sekwestrowanego węgla (42-44%) występuje w postaci celulozy, polimeru złożonego z β 1-4 połączonych jednostek glukopiranozy; Po hydrolizie glukoza może być stosowana jako główny reagent do fermentacji w paliwa na bazie alkoholu. Jednak architektura ścian komórkowych roślin drzewiastych ewoluowała przez tysiąclecia, tworząc materiał odporny na degradację w środowisku naturalnym1. Stabilność ta przenosi się na przemysłowe przetwarzanie materiałów drzewnych, takich jak rośliny energetyczne, co utrudnia dostęp do celulozy, jej izolację i rozkład na glukozę. Bliższe przyjrzenie się ultrastrukturze wtórnej ściany komórkowej ujawnia, że jest to nanokompozyt polimerowy złożony z warstwowych mikrowłókien celulozy parakrystalicznej osadzonych w amorficznej matrycy ligniny i hemiceluloz2-4. Zorientowane wzdłużnie mikrofibryle celulozy mają średnicę około 2-5 nm, które są agregowane razem z innymi heteropolisacharydami, tworząc większe jednostki wiązek włókienek5. Wiązki fibryli są osadzone w kompleksie ligninowo-hemicelulozowym złożonym z amorficznego polimeru jednostek fenylopropanolu z pewnymi wiązaniami z innymi heteropolisacharydami, takimi jak glukoronoksylan4. Co więcej, struktura ta jest dalej zorganizowana w warstwy lub blaszki w całej zdrewniałej wtórnej ścianie komórkowej6-8. Enzymy, takie jak celulazy, mają bardzo trudny dostęp do celulozy w ścianie komórkowej, ponieważ znajduje się ona w postaci włókienek i jest osadzona w ligninie. Sednem prawdziwego urzeczywistnienia biopaliw i odnawialnych platform chemicznych jest opracowanie procesów, które w ekonomiczny sposób pozwolą na scukrzaryzację celulozy w jej naturalnej postaci.

Nowe technologie chemiczne i obrazowania pomagają w badaniu mechanizmów związanych z scukrzaniem celulozy9,10. Wiele prac skupiło się na ramanowskim obrazowaniu konfokalnym11 i mikroskopii sił atomowych12 w celu zbadania składu chemicznego i morfologii ściany komórkowej. Możliwość dokładnego śledzenia mechanizmów delignifikacji i scukrzania jest znaczącym krokiem naprzód, wpływającym na konwersję celulozy do glukozy. Scukrzanie modelowych powierzchni celulozy analizowano, mierząc szybkość kinetyczną enzymów za pomocą mikrowagi kryształu kwarcu z monitorowaniem dyssypacji (QCM-D)13. Jednak natywne ściany komórkowe są bardzo złożone, jak wskazano powyżej, co powoduje niejednoznaczność, w jaki sposób różne procesy konwersji zmieniają strukturę ściany komórkowej rośliny (masa cząsteczkowa polimeru, wiązania chemiczne, porowatość). Wolnostojące modele substancji w ścianie komórkowej o znanym składzie strukturalnym rozwiązałyby ten problem i umożliwiłyby integrację próbek z najnowocześniejszym sprzętem chemicznym i obrazowania.

Brakuje modeli ścian komórkowych, a kilka dostępnych można sklasyfikować jako mieszanki materiałów polimerowych i regenerowanej celulozy lub celulozy bakteryjnej14, enzymatycznie polimeryzowane kompozyty ligninowo-polisacharydowe15-17 lub powierzchnie modelowe18-21. Niektóre modele, które zaczynają przypominać ścianę komórkową, to próbki zawierające prekursory lub analogi ligniny spolimeryzowane enzymatycznie w obecności celulozy w postaci mikrofibrylarnej. Jednak materiały te cierpią z powodu braku zorganizowanej architektury warstwowej. Prostą drogą do tworzenia materiałów nanokompozytowych o zorganizowanej architekturze jest technika składania warstwa po warstwie (LbL), polegająca na sekwencyjnej adsorpcji polimerów lub nanocząstek z komplementarnymi ładunkami lub grupami funkcyjnymi w celu utworzenia zorganizowanych wielowarstwowych warstw kompozytowych22-25. Wolnostojące hybrydowe nanokompozyty o wysokiej wytrzymałości, wytwarzane przez osadzanie LbL polimeru i nanocząstek, zostały opisane przez Kotov i wsp.26-30. Wśród wielu innych zastosowań, folie LbL zostały również zbadane pod kątem ich potencjalnego zastosowania w dostarczaniu terapeutycznym31, membranach ogniw paliwowych32,33, bateriach34 i modyfikacji powierzchni włókien lignocelulozowych35-37. Niedawne zainteresowanie materiałami kompozytowymi na bazie celulozy w nanoskali doprowadziło do przygotowania i scharakteryzowania wielowarstwowych nanokryształów celulozy (CNC) LbL otrzymanych w wyniku hydrolizy włókien celulozowych kwasem siarkowym oraz dodatnio naładowanych polielektrolitów38-43. Podobne badania przeprowadzono również z nanokryształami celulozy otrzymanymi z tunikiny morskiej i kationowych polielektrolitów44, CNC i ksylolukanu45 oraz CNC ichitozanu 46. Badano również wielowarstwowe tworzenie karboksylowanych nanofibrylowanych celuloz (NFC) LbL, otrzymane w wyniku wysokociśnieniowej homogenizacji włókien masy celulozowej z kationowymi polielektrolitami47-49. Przygotowanie, właściwości i zastosowanie CNC i celulozy nanofibrylowanej zostały szczegółowo omówione w50-53.

Obecne badanie obejmuje badanie techniki LbL jako potencjalnego sposobu na uporządkowane łączenie izolowanych polimerów lignocelulozowych (takich jak nanoceluloza i lignina) jako pierwszy krok w kierunku biomimetycznego kompozytu lignocelulozowego o strukturze blaszkowej. Technika LbL została wybrana ze względu na łagodne warunki przetwarzania, takie jak temperatura otoczenia, ciśnienie i woda jako rozpuszczalnik, które są warunkami naturalnego tworzenia kompozytów54. W niniejszej pracy przedstawiono wielowarstwowe nagromadzenie składników składowych drewna, a mianowicie mikrowłókien celulozy z utleniania masy celulozowej za pośrednictwem tetrametylopirydyny 1-oksylowej (TEMPO) i wyizolowanej ligniny do wolnostojących warstw lamelarnych. Z różnych technik ekstrakcji stosuje się dwie różne ligniny, jedną ligninę techniczną z procesu roztwarzania organosolv, a drugą ligninę wyizolowaną z mielenia kulowego z mniejszą modyfikacją podczas izolacji. Związki te są łączone z syntetycznym polielektrolitem w tym wstępnym badaniu, aby wykazać możliwość wytwarzania stabilnych wolnostojących folii o architekturze podobnej do natywnej ściany komórkowej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Preparat z celulozy nanofibrylowanej55

  1. Ustaw kolbę z trzema szyjkami o pojemności 3 litrów z 2 litrami wody dejonizowanej, mieszadłem górnym i sondą pH.
  2. Do kolby dodać deligtynowaną miazgę siarczanową o jasności 88% (20 g, 1% (w/v, w przeliczeniu na suchą masę)), 1-oksyl 2,2,6,6-tetrametylopiperirydyny (TEMPO) (0,313 g, 0,1 mmol/g celulozy) i bromek sodu (NaBr, 2,0 g, 1 mmol/g celulozy).
    1. Wymieszaj włókno miazgi z mieszadłem górnym, aż włókno zostanie rozproszone i nie będzie widać żadnych agregatów w reakcji.
      Uwaga: Dyspersję można wspomóc poprzez zmieszanie gnojowicy z wodą przed dodaniem miazgi do kolby o pojemności 3 l.
  3. Rozpocząć utlenianie przez powolne dodawanie 12% roztworu podchlorynu sodu (NaClO, 51,4 ml, 5 mmol na g celulozy) do mieszaniny reakcyjnej.
    Uwaga: Aby zapewnić spójność podczas całej reakcji, należy użyć pompy strzykawkowej do dostarczania NaClO z szybkością wstrzykiwania 1,5 ml/min.
  4. Napełnić drugą strzykawkę wodorotlenkiem sodu (NaOH, 0,5 M) i ręcznie odmierzać kroplami roztwór alkaliczny do kolby, aby utrzymać pH na poziomie 10 ± 0,2.
  5. Monitoruj zmianę pH w czasie, a gdy wszystkie dostępne grupy hydroksylowe na celulozie zostaną utlenione, pH nie będzie już spadać, a reakcja zostanie zakończona.
  6. Dodaj nadmiar EtOH, aby zużyć pozostały NaClO. Około 6 ml 200-procentowego EtOH zużyje wszystkie 100 mmol oryginalnego NaClO.
  7. Przefiltruj i dokładnie umyj utlenione włókno oczyszczoną wodą, aby usunąć odczynniki, aż pH będzie neutralne. Użyj wirówki koszowej lub urządzenia filtrującego, takiego jak lejek Büchnera, aby odzyskać włókno. Przechowuj włókno w temperaturze 4 °C do czasu dalszego użycia.
    Uwaga: Po zakończeniu eksperymentu błonnik powinien mieć zawartość kwasu karboksylowego, określoną za pomocą miareczkowania konduktometrycznego, od 1,0 do 1,5 mmol na gram włókna. Różnica w wyglądzie włókna po utlenieniu TEMPO powinna być niewielka.
  8. Stwórz 3% (w/v, w przeliczeniu na suchą masę) zawiesinę utlenionej miazgi TEMPO i zmiksuj w blenderze Warring, aż zawiesina stanie się lepka, a ostrza zaczną wirować w powietrzu z powodu żelowania zawiesiny.
    Uwaga: Niższe stężenia nie działają tak skutecznie na fibrylację celulozy.
    1. Rozcieńczyć zmieszaną zawiesinę do 0,1% (w/v) i kontynuować mieszanie, aż zawiesina stanie się przezroczysta.

2. Osadzanie filmu warstwa po warstwie do eksperymentów QCM-D

  1. Przygotować następujące roztwory wodne i dostosować każdy roztwór z 0,1 M NaOH do pH 10,5: wodny roztwór buforowy (woda i NaOH), 0,5% (m/v) wodny roztwór chlorku polidiallilodimetyloamoniowego (PDDA) i 0,01% (m/v) ligniny. Dostosuj pH zawiesiny 0,1% NFC do 8,0,
    Uwaga: pH dla tych eksperymentów było podwyższone, ponieważ wcześniej wykazano, że lignina adsorbuje się w mniej zagregowanym stanie w zasadowym pH56.
  2. Kryształ kwarcu pokryty złotem należy czyścić zgodnie z zaleceniem producenta, aby użyć roztworu bazowego piranii [UWAGA] (stężony w stosunku 3:1 NH4OH:H 2O2 w temperaturze 60 °C) przez 10 minut.
    1. Opłucz kryształy oczyszczoną wodą, wysusz suszarką w strumieniuN2 i natychmiast włóż do celi przepływowej mikrowagi kwarcowej, aby uniknąć zanieczyszczenia powietrzem.
  3. Przepuścić bufor przez komórkę przepływową, aby uzyskać podstawową odpowiedź rezonansowego kryształu wystawionego na działanie cieczy.
    1. Umieść warstwę PDDA na krysztale kwarcu, wystawiając kryształ kwarcu na działanie roztworu PDDA na 5 minut.
    2. Po 5 minutach przełącz się z powrotem na roztwór buforowy.
      Uwaga: Ten proces w kroku 2.3 tworzy reakcję jednowarstwową, w której ilość osadzonego polimeru można określić bez wpływu lepkości roztworu polimeru.
    3. Powtórzyć adsorpcję innych polimerów w następującej kolejności z płukaniem buforem między każdym etapem: PDDA (+) (etap 2.3.1); lignina (-); PDDA(+); oraz NFC(-). Powtórz cykl 4 razy, aby zdeponować łącznie 16 warstw polimerów i nanocząstek.

3. Osadzanie warstwy po warstwie do eksperymentów AFM i elipsometrii

  1. Przyklej okrągły krążek miki do szklanego szkiełka mikroskopowego za pomocą szybkiego kleju epoksydowego. Po utwardzeniu kleju przymocuj kawałek taśmy do krążka miki. Oderwij taśmę, powodując rozszczepienie powierzchni miki.
    1. Oczyść płytkę krzemową kwaśną piranią [UWAGA] (3:1 H2SO4:H2O2) przez 20 minut, a następnie znacznie spłucz w wodzie przed nałożeniem warstwy.
  2. Roztworami przygotowanymi w ppkt 2.1 zanurzyć świeżo rozdrobnioną mikę, która jest przymocowana do szkiełka podstawowego lub świeżo oczyszczoną płytkę krzemową w każdym roztworze, postępując zgodnie z tą samą sekwencją protokołu opisaną w 2.3.3.
    Uwaga: Ta technika stworzy warstwy polimerów na każdej z tych powierzchni, które można wprowadzić odpowiednio do AFM lub elipsometru.
  3. Zobrazuj osadzone warstwy za pomocą mikroskopu sił atomowych. Podczas zbierania obrazów próbki należy używać trybu kontaktu przerywanego i wsporników z końcówkami krzemowymi o promieniu 10 nm (stała sprężystości 42 N/m). Ustaw rozmiar skanu na 2,5 x 2,5 μm, punkt skanowania na 512 i całkowanie 10, aby zebrać określone obrazy próbek.
  4. Do pomiaru grubości warstw z AFM wysuszonych folii LbL należy użyć końcówki do pipety z miękkiego tworzywa sztucznego i narysować linię w poprzek powierzchni przygotowanych folii LbL na powierzchni miki.
  5. Osadzanie folii LBL do pomiaru elipsometrii na płytkach krzemowych. Zmierz grubość suchej warstwy za pomocą elipsometru z modulacją fazy o długości fali 632,8 nm przy użyciu trybu wielokrotnego kąta padania. Zmieniaj kąty w zakresie od 85° do 65° w odstępach co 1°.

4. Przygotowanie wolnostojącej folii LBL

  1. Wytnij prostokąt o wymiarach 25,4 x 7,6 mm z folii z octanu celulozy (CA) (DS 2,5) o grubości 0,13 mm i przymocuj do automatycznego ramienia czerpaka.
    Uwaga: Octan celulozy DS 3.0 nie jest rozpuszczalny w acetonie, dlatego DS 2.5 jest preferowany do odzyskiwania warstwowych warstw.
  2. Napełnić każdą zlewkę o pojemności 500 ml roztworami PDDA, ligniny i nanocelulozy zgodnie ze stężeniem i pH w kroku 2.1.
    1. Napełnić trzy dodatkowe zlewki wodnym buforem, który ma być stosowany jako roztwór płuczący dla każdego cyklu osadzania.
    2. Zaprogramować ramię łyżki tak, aby postępowało w tej samej kolejności, jak podano w 2.3.3.
      Uwaga: Ważne jest, aby po każdym roztworze polimeru stosować inny roztwór do płukania, ponieważ w procesie warstwa po warstwie część polimeru, który nie jest ściśle związany z powierzchnią, ulega desorpcji. Zanieczyszczenie krzyżowe roztworów płuczących szybko powoduje wytrącanie się kompleksów polielektrolitowych, które mogą adsorbować się jako "defekty" na powierzchni folii.
  3. Okresowo zmieniaj roztwory w zlewce podczas 250 cykli, ponieważ zaczynają wydawać się mętne z powodu kompleksów koloidalnych. Opcjonalnie można zautomatyzować odnawianie roztworu za pomocą pompy perystaltycznej do dostarczania świeżego roztworu lub buforu do specjalnie wykonanych pojemników z polichlorku winylu (PVC) z wlotami i wylotami.
    Uwaga: Mieszane roztwory w pojemnikach pomagają zwiększyć dyfuzję polielektrolitów na powierzchnię.
  4. Ostrożnie przyciąć krawędzie wysuszonej próbki nożyczkami, odsłaniając krawędź CA i umieścić w przykrytej szklanej szalce Petriego wypełnionej acetonem w celu rozpuszczenia CA.
    Uwaga: Po tym eksperymencie wyizolowano dwie folie z przodu i z tyłu CA.
  5. Namocz izolowane folie w acetonie przez 24 godziny i kilkakrotnie spłucz folie acetonem, aby zmaksymalizować usunięcie resztek CA.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Analiza QCM-D procesu wytwarzania strukturyzowanej warstwy polimeru drzewnego

Adsorpcję LbL ligniny, NFC i PDDA monitorowano w czasie rzeczywistym za pomocą QCM-D w dwóch różnych eksperymentach z wykorzystaniem dwóch typów ligniny. Ta metoda analizy jest bardzo czuła w wykrywaniu zmian częstotliwości podczas adsorpcji cząsteczek na powierzchni kryształu kwarcowego. Rysunek 1 zawiera szczegółowy opis odpowiedzi QCM-D w jednym cyklu nanoszenia, który obejmuje dwie dwuwarstwy (PDDA:...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Wytwarzanie nanocellulozy

Do wytwarzania nanocellulozy niezbędna jest skuteczna utleniająca obróbka włókien celulozy w celu łatwiejszej fibrylacji. Proces utleniania jest kontrolowany przez dostępny podchloryn sodu, który należy dodawać powoli w określonych ilościach, zależnie od masy celulozy. Jedną z przyczyn ograniczonego utleniania jest przechowywanie roztworu podchlorynu sodu przez dłuższy czas. Obniżona efektywność utleniania jest zauważalna w trakcie reakcji; w przypadku prawidłowego przeb...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była wspierana głównie przez program doktorancki Instytutu Technologii Krytycznych i Nauk Stosowanych (ICTAS) w Virginia Tech, Virginia Tech Graduate School wspierającej program Zrównoważonej Nanotechnologii, a także przez Departament Rolnictwa Stanów Zjednoczonych, numer grantu NIFA 2010-65504-20429. Autorzy dziękują również wkładowi Ricka Caudilla, Stephena McCartneya i W. Travisa Churcha w tę pracę.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Miazga siarczanowaWeyerhaeuserprzekazałpoziom jasności 88%
Lignina organosolvowaSigma Aldrich371017wycofana
lignina z drewna liściastegomielonego patrz odniesienie w artykule
Chlorek polidiallilodimetyloamoniowySigma Aldrich409022Mn = 7,2 x 104, Mw = 2,4 x 105
2,2,6,6-tetrametylopiridyna 1-oksyl (TEMPO)Sigma Aldrich214000katalityczne utlenianie pierwszorzędowych alkoholi do aldehydów o czystości 98%, masa cząsteczkowa wynosi 156,25 g/mol
Bromek soduSigma AldrichS4547czystość ≥ 99,0%, masa cząsteczkowa 102,89
Podchloryn soduSigma Aldrich425044klasa odczynnika, dostępny chlor 10 ~ 15%, masa cząsteczkowa 74,44 g / mol
Wodorotlenek soduVWRBDH7221-40,5 N roztwór wodny, gęstość 1,02 g/ml, masa cząsteczkowa 40 g/mol
Wodorotlenek soduAcros OrganicsAC12419-00100,1 N roztwór wodny, ciężar właściwy 1,0 g/ml, masa cząsteczkowa 40 g/ mol
Wodorotlenek amonuAcros OrganicsAC39003-002525% roztwór w wodzie, pH 13,6, gęstość 0,89, masa cząsteczkowa 35,04 g/mol
Nadtlenek wodoruFisher ScientificH325-10030,0 ~ 32,0% certyfikowany ACS, pH 3,3, gęstość 1,11
Arkusze mikiTED PellaNC9655733Pelco, klasa V5, 10 x 40 mm, 23 mm T, minimalna ilość powietrza i pęcherzyków, bardzo czysty
Kwas siarkowyFisher ScientificA300-21295,0 ~ 98,0 w/w%, certyfikowany ACS plus, masa cząsteczkowa 98,08 g / mol
Octan celulozyMcMaster Carr8564K44stopień podstawienia 2,5
EtanolDecon Laboratories04-355-223200 dowód (100%), USP
[nagłówek]
AcetonFisher ScientificA18-4czystość ≥ 99,5%, certyfikowany odczynnik klasy ACS, gęstość 0,79 g / ml, masa cząsteczkowa 58,08 g / mol
Pompa strzykawkowaAparat Harvard 552226pompa 22 infuzja/wypłata ze standardowym uchwytem strzykawki, natężenie przepływu 0,002 i #956; l / godz. ~ 55,1 ml / min
System oczyszczania wody Mill-QEMD MilliporeD3-UVDirect-Q, UV, przewodność wody 18,5 M i Omega; · cm ze zbiornikiem 20 L
pH-metrMettler ToledoSeverMulti
BalanceMettler ToledoAB135-Sdokładność 0,1 mg
Mikroskop sił atomowychAsylum ResearchMFP-3D, olimpijski mikroskop fluorescencyjny stopień
ElipsometrBeaglehole Instrumenty
Wirówka włóknistanieznanykosz styl wirówka
Waring blender WaringCommercial
Sonics750 W, obudowa dźwiękowa
Mikrowaga kwarcowa z monitorowaniem dyssypacji (QCM-D)Q-Sense Inc.E4mierzy częstotliwość podstawową 5 MHz i monitoruje nieparzyste alikwoty/harmoniczne od 3 ~ 13, używa pokrytych złotem piezoelektrycznych kryształów kwarcu
Zautomatyzowane ramię łyżkiLynxmotion
Procesor ultradźwiękowy Warics

Bibliografia

  1. Fratzl, P., et al. On the role of interface polymers for the mechanics of natural polymeric composites. Phys. Chem. Chem. Phys. 6, 5575-5579 (2004).
  2. Terashima, N., Fukushima, K., He, L. F., Takabe, K. Forage cell wall structure and digestibity. American Society of Agronomy. , 247-270 (1993).
  3. Himmel, M. E., et al. Biomass Recalcitrance: Engineering Plants and Enzymes for Biofuels Production. Science. 315, 804-807 (2007).
  4. Terashima, N., et al. Nanostructural assembly of cellulose, hemicellulose, and lignin in the middle layer of secondary wall of ginkgo tracheid. J. Wood. Sci. 55, 409-416 (2009).
  5. Fahlén, J., Salmén, L. Pore and Matrix Distribution in the Fiber Wall Revealed by Atomic Force Microscopy and Image Analysis. Biomacromolecules. 6, 433-438 (2005).
  6. Baer, E., et al. Biological and synthetic hierarchical composites. Phys. Today. 45, 60-67 (1992).
  7. Tirrell, D. A., Aksay, I., Baer, E., Calvert, P. D., Cappello, J., Dimarzio, E. A., Evans, E. A., Fessler, J. Hierarchical structures in biology as a guide for new materials technology. National Academy of Sciences. , Washington DC. (1994).
  8. Fengel, D., Wegener, G. Wood: Chemistry, Ultrastructure, Reactions. , (1984).
  9. Santa-Maria, M., Jeoh, T. Molecular-Scale Investigations of Cellulose Microstructure during Enzymatic Hydrolysis. Biomacromolecules. 11, 2000-2007 (2010).
  10. Saar, B. G., et al. Label-free, real-time monitoring of biomass processing with stimulated Raman scattering microscopy. Angew. Chem. Int. Edit. 49, 5476-5479 (2010).
  11. Schmidt, M., et al. Label-free in situ imaging of lignification in the cell wall of low lignin transgenic Populus trichocarpa. Planta. 230, 589-597 (2009).
  12. Ding, S. -Y., Himmel, M. E. The maize primary cell wall microfibril: a new model derived from direct visualization. J. Agricul. Food Chem. 54, 597-606 (2006).
  13. Turon, X., et al. Enzymatic kinetics of cellulose hydrolysis: a QCM-D study. Langmuir. 24, 3880-3887 (2008).
  14. Dammströem, S., et al. On the interactions between cellulose and xylan, a biomimetic simulation of the hardwood cell wall. BioResources. 4, 3-14 (2009).
  15. Barakat, A., et al. Studies of xylan interactions and cross-linking to synthetic lignins formed by bulk and end-wise polymerization: a model study of lignin carbohydrate complex formation. Planta. 226, 267-281 (2007).
  16. Micic, M., et al. Study of the lignin model compound supramolecular structure by combination of near-field scanning optical microscopy and atomic force microscopy. Colloids Surf. B Biointerfaces. 34, 33-40 (2004).
  17. Li, Z., et al. Nanocomposites prepared by in situ enzymatic polymerization of phenol with TEMPO-oxidized nanocellulose. Cellulose. 17, 57-68 (2010).
  18. Gradwell, S. E., et al. Surface modification of cellulose fibers: towards wood composites by biomimetics. C. R. Biologies. 327, 945-953 (2004).
  19. Kaya, A., et al. Surface plasmon resonance studies of pullulan and pullulan cinnamate adsorption onto cellulose. Biomacromolecules. 10, 2451-2459 (2009).
  20. Gustafsson, E., et al. Direct adhesive measurements between wood biopolymer model surfaces. Biomacromolecules. 13, 3046-3053 (2012).
  21. Karabulut, E., Wagberg, L. Design and characterization of cellulose nanofibril-based freestanding films prepared by layer-by-layer deposition technique. Soft Matter. 7, 3467-3474 (2011).
  22. Decher, G., Hong, J. D. Buildup of ultrathin multilayer films by a self-assembly process: II. consecutive adsorption of anionic and cationic bipolar amphiphiles and polyelectrolytes on charged surfaces. Ber. Bunsen. Phys. Chem. 95, 1430-1434 (1991).
  23. Decher, G. Fuzzy nanoassemblies: toward layered polymeric multicomposites. Science. 277, 1232 (1997).
  24. Hammond, P. T. Form and function in multilayer assembly: new applications at the nanoscale. Adv. Mater. 16, 1271-1293 (2004).
  25. Decher, G., Schlenoff, J. B. Multilayer thin films- sequential assembly of nanocomposite materials. , Wiley-VCH. Weinheim. (2003).
  26. Mamedov, A. A., Kotov, N. A. Free-standing layer-by-layer assembled films of magnetite nanoparticles. Langmuir. 16, 5530-5533 (2000).
  27. Mamedov, A. A., et al. Molecular design of strong single-wall carbon nanotube/polyelectrolyte multilayer composites. Nat. Mater. 1, 257-257 (2002).
  28. Podsiadlo, P., et al. Fusion of seashell nacre and marine bioadhesive analogs: high-strength nanocomposite by layer-by-layer assembly of clay and L-3,4-dihydroxyphenylalanine polymer. Adv. Mater. 19, 949-955 (2007).
  29. Podsiadlo, P., et al. Ultrastrong and stiff layered polymer nanocomposites. Science. 318, 80-83 (2007).
  30. Podsiadlo, P., et al. Can nature's design be improved upon? High strength, transparent nacre-like nanocomposites with double network of sacrificial cross links. J. Phys. Chem. B. 112, 14359-14363 (2008).
  31. Becker, A. L., et al. Layer-by-layer-assembled capsules and films for therapeutic delivery. Small. 6 (17), (2010).
  32. Taylor, A. D., et al. Fuel cell membrane electrode assemblies fabricated by layer-by-layer electrostatic self-assembly techniques. Adv. Funct. Mater. 18, 3003-3009 (2008).
  33. Ashcraft, J. N., et al. Structure-property studies of highly conductive layer-by-layer assembled membranes for fuel cell PEM applications. J. Mater. Chem. 20, 6250-6257 (2010).
  34. Lee, S. W., et al. High-power lithium batteries from functionalized carbon-nanotube electrodes. Nat. Nano. 5, 531-537 (2010).
  35. Eriksson, M., et al. The influence on paper strength properties when building multilayers of weak polyelectrolytes onto wood fibres. J. Colloid Interf. Sci. 292, 38-45 (2005).
  36. Lvov, Y. M., et al. Dry and wet strength of paper: layer-by-layer nanocoating of mill broken fibers for improved paper. 21, 552-557 (2006).
  37. Lin, Z., et al. Nanocomposite-based lignocellulosic fibers 1. Thermal stability of modified fibers with clay-polyelectrolyte multilayers. Cellulose. 15, 333-346 (2008).
  38. Cranston, E. D., Gray, D. G., Barrett, C. J. Abstracts; 32nd Northeast Regional Meeting of the American Chemical Society. , Rochester, NY. (2004).
  39. Podsiadlo, P., et al. Molecularly engineered nanocomposites: layer-by-layer assembly of cellulose nanocrystals. Biomacromolecules. 6, 2914-2918 (2005).
  40. Cranston, E. D., Gray, D. G. Formation of cellulose-based electrostatic layer-by-layer films in a magnetic field. Sci. Tech. Adv. Mater. 7, 319-321 (2006).
  41. Cranston, E. D., Gray, D. G. Morphological and optical characterization of polyelectrolyte multilayers incorporating nanocrystalline cellulose. Biomacromolecules. 7, 2522-2530 (2006).
  42. Jean, B., et al. Structural details of cellulose nanocrystals/polyelectrolytes multilayers probed by neutron reflectivity and AFM. Langmuir. 24, 3452-3458 (2008).
  43. Renneckar, S., Zink-Sharp, A., Esker Alan, R., Johnson Richard, K., Glasser Wolfgang, G. Cellulose Nanocomposites. ACS Symposium Series. , 78-96 (2006).
  44. Podsiadlo, P., et al. Layer-by-layer assembled films of cellulose nanowires with antireflective properties. Langmuir. 23, 7901-7906 (2007).
  45. Jean, B., et al. Non-electrostatic building of biomimetic cellulose-xyloglucan multilayers. Langmuir. 25, 3920-3923 (2009).
  46. de Mesquita, J. P., et al. Biobased nanocomposites from layer-by-layer assembly of cellulose nanowhiskers with chitosan. Biomacromolecules. 11, 473-480 (2010).
  47. Wågberg, L., et al. The build-up of polyelectrolyte multilayers of microfibrillated cellulose and cationic polyelectrolytes. Langmuir. 24, 784-795 (2008).
  48. Aulin, C., et al. Buildup of polyelectrolyte multilayers of polyethyleneimine and microfibrillated cellulose studied by in situ dual-polarization interferometry and quartz crystal microbalance with dissipation. Langmuir. 24, 2509-2518 (2008).
  49. Aulin, C., et al. Self-organized films from cellulose I nanofibrils using the layer-by-layer technique. Biomacromolecules. 11, 872-882 (2010).
  50. Azizi Samir, M. A., et al. Review of recent research into cellulosic whiskers, their properties and their application in nanocomposite field. Biomacromolecules. 6, 612-626 (2005).
  51. Siró, I., Plackett, D. Microfibrillated cellulose and new nanocomposite materials: a review. Cellulose. 17, 459-494 (2010).
  52. Eichhorn, S., et al. Review: current international research into cellulose nanofibres and nanocomposites. J. Mat. Sci. 45, 1-33 (2010).
  53. Habibi, Y., et al. Cellulose nanocrystals: chemistry, self-assembly, and applications. Chem. Rev. 110, 3479 (2010).
  54. Teeri, T. T., et al. Biomimetic engineering of cellulose-based materials. Trends Biotechnol. 25, 299-306 (2007).
  55. Saito, T., et al. Homogeneous suspensions of individualized microfibrils from TEMPO-catalyzed oxidation of native cellulose. Biomacromolecules. 7, 1687-1691 (2006).
  56. Pillai, K. V., Renneckar, S. Cation-π Interactions as a Mechanism in Technical Lignin Adsorption to Cationic Surfaces. Biomacromolecules. 10, 798-804 (2009).
  57. Notley, S. M., Norgren, M. Adsorption of a strong polyelectrolyte to model lignin surfaces. Biomacromolecules. 9, 2081-2086 (2008).
  58. Aulin, C., et al. Buildup of polyelectrolyte multilayers of polyethyleneimine and microfibrillated cellulose studied by in situ dual-polarization interferometry and quartz crystal microbalance with dissipation. Langmuir. 24, 2509-2518 (2008).
  59. Argun, A. A., et al. Highly conductive, methanol resistant polyelectrolyte multilayers. Adv. Mater. 20, 1539-1543 (2008).
  60. Li, Q., Renneckar, S. Molecularly thin nanoparticles from cellulose: isolation of sub-microfibrillar structures. Cellulose. 16, 1025-1032 (2009).
  61. Höök, F., et al. Variations in coupled water, viscoelastic properties, and film thickness of a Mefp-1 protein film during adsorption and cross-linking: a auartz crystal microbalance with dissipation monitoring, ellipsometry, and surface plasmon resonance study. Anal. Chem. 73, 5796-5804 (2001).
  62. Naderi, A., Claesson, P. M. Adsorption properties of polyelectrolyte-surfactant complexes on hydrophobic surfaces studied by QCM-D. Langmuir. 22, 7639-7645 (2006).
  63. Kaufman, E. D., et al. Probing protein adsorption onto mercaptoundecanoic acid stabilized gold nanoparticles and surfaces by quartz crystal microbalance and z-potential measurements. Langmuir. 23, 6053-6062 (2007).
  64. Glasser, W. G., Barnett, C. A., Sano, Y. Classification of lignins with different genetic and industrial origins. J. Appl. Polym. Sci.: Appl. Polym. Symp. , (1983).
  65. Van de Steeg, H. G. M., et al. Polyelectrolyte adsorption: a subtle balance of forces. Langmuir. 8, 2538-2546 (1992).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Montaż warstwa po warstwiemikrowaga kwarcowamikroskopia sił atomowychskaningowa mikroskopia elektronowapolimerowe nanokompozytypodłoże z octanu celulozypolielektrolit PDDA
W kierunku biomimiki drewna: wytwarzane wolnostojące folie z nanocelulozy, ligniny i syntetycznej polikacji
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.