Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Chirurgiczne pobieranie, izolacja i ekspansja in vitro ludzkich komórek pochodzących z więzadła krzyżowego przedniego do zastosowań w inżynierii tkankowej

11.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/51597

⸱

30 kwietnia 2014

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Medical Microbiology, Immunology & Cell Biology, Southern Illinois University School of Medicine, 2Division of Orthopaedics and Rehabilitation, Department of Surgery, Southern Illinois University School of Medicine, 3Department of Electrical and Computer Engineering, Biomedical Engineering Program, Southern Illinois University Carbondale, 4University of Illinois at Springfield

W tym artykule

Podsumowanie

Do przyszłych zastosowań jako łatka do naprawy częściowych zerwań więzadła krzyżowego przedniego (ACL), ludzkie komórki pochodzące z ACL zostały wyizolowane z tkanki uzyskanej podczas procedur rekonstrukcyjnych, namnażone in vitro i wyhodowane na rusztowaniach inżynierii tkankowej. Następnie przeprowadzono adhezję komórkową i morfologię, aby potwierdzić biokompatybilność na powierzchni rusztowania.

Streszczenie

Uraz ACL jest często spotykanym problemem u osób aktywnych. Nawet częściowe zerwanie tego wewnątrzstawowego więzadła kolana prowadzi do braków biomechanicznych, które upośledzają funkcję i stabilność. Obecne opcje leczenia częściowych zerwań ACL obejmują zarówno nieoperacyjne, zachowawcze leczenie, jak i wiele opcji chirurgicznych, takich jak: modyfikacja termiczna, naprawa pojedynczego pęczka, całkowita rekonstrukcja i rekonstrukcja uszkodzonej części więzadła natywnego. Niewiele badań, jeśli w ogóle, wykazało, że jakakolwiek pojedyncza metoda leczenia jest konsekwentnie lepsza, a w wielu przypadkach pacjenci nadal wykazują trwałą niestabilność i inne choroby współistniejące.

Celem tego badania jest zidentyfikowanie potencjalnego źródła komórek do wykorzystania w rozwoju łatki inżynierii tkankowej, która mogłaby zostać zaimplementowana do naprawy częściowo zerwanego ACL. Opracowano nowatorski protokół do ekspansji komórek pochodzących od pacjentów poddawanych rekonstrukcji ACL. Aby wyizolować komórki, zmieloną tkankę hACL uzyskaną podczas rekonstrukcji ACL trawiono w roztworze kolagenazy. Ekspansję przeprowadzono przy użyciu pożywki DMEM/F12 uzupełnionej 10% płodową surowicą bydlęcą (FBS) i 1% penicyliną/streptomycyną (P/S). Komórki były następnie przechowywane w temperaturze -80 ºC lub w ciekłym azocie w pożywce zamrażającej składającej się z DMSO, FBS i pożywki ekspandującej. Po rozmrożeniu komórki pochodzące z hACL zostały następnie wysiane na rusztowanie inżynierii tkankowej, PLAGA (kwas polimlekowo-ko-glikolowy) i polistyren kontrolny do hodowli tkankowej (TCPS). Po 7 dniach wykonano SEM w celu porównania adhezji komórkowej do PLAGA w porównaniu z kontrolnym TCPS. Morfologię komórkową oceniano za pomocą barwienia immunofluorescencyjnego. Mikrofotografie SEM (Scanning Electron Microscope) wykazały, że komórki rosły i przylegały zarówno do powierzchni PLAGA, jak i TCPS, a do 7 dnia zlewały się na całej powierzchni. Barwienie immunofluorescencyjne wykazało normalne, nienaprężone wzorce morfologiczne na obu powierzchniach. Technika ta jest obiecująca pod kątem zastosowań w regeneracji i rekonstrukcji ACL.

Wprowadzenie

Więzadło krzyżowe przednie (ACL) jest często uszkadzane więzadło wewnątrzstawowe kolana. Rocznie w Stanach Zjednoczonych zgłaszanych jest około 200 000 urazów (ACL). Ponad 75% pacjentów doświadczających urazu ACL decyduje się na ortopedyczną chirurgię rekonstrukcyjną 1,2,3,4. Interwencja chirurgiczna jest często wskazana ze względu na z natury słaby potencjał gojenia3. Rekonstrukcja ACL jest zwykle wykonywana za pomocą autoprzeszczepu lub ścięgna alloprzeszczepu. Autoprzeszczep i przeszczep allogeniczny stanowią złoty standard w rekonstrukcji, ponieważ mogą pochwalić się wysokimi wskaźnikami sukcesu, a naprawa szwów pierwotnych, inna opcja leczenia, wykazała wskaźnik niepowodzeń sięgający 94% 5,6,7.

Częściowe zerwania ACL stanowią od 10% do 28% wszystkich zerwań ACL8. W badaniu prospektywnym Noyes i wsp. oszacowali, że 50% pacjentów z częściowymi łzami dotykającymi więcej niż połowy ACL rozwinęło się do całkowitej niewydolności ACL po leczeniu nieoperacyjnym9. Inne badania wskazują na utrzymującą się niestabilność i pogorszenie funkcji, a mniej niż 30% pacjentów jest w stanie powrócić do poziomu aktywności sprzed urazu 9,10,11,12,13. Możliwości leczenia są ograniczone i obejmują metody zachowawcze, termokurczliwość pozostałego ACL lub rekonstrukcję ACL. W ostatnim czasie wzrosło zainteresowanie rozszerzoną naprawą pierwotną. Techniki te wykorzystują leki biologiczne w celu poprawy naprawy szwów pierwotnych14. Ostatnie badania próbowały pobrać mezenchymalne komórki macierzyste pochodzące z hACL w celu obejścia ograniczeń przeszczepów,31,32 ale ważność i skuteczność tych komórek jest nadal nieznana. Idealnym źródłem komórek do zastosowań w inżynierii tkankowej wydają się być niemezejymalne komórki fibroblastów pochodzące z hACL.

Obecne badania koncentrują się na zidentyfikowaniu odpowiedniego materiału matrycowego i źródła komórek dla zaprojektowanego rusztowania. Jest to standardowa procedura, w której zerwany ACL jest wyrzucany jako odpad chirurgiczny podczas operacji rekonstrukcyjnej, jednak to uszkodzone więzadło może być wysokiej jakości źródłem pozyskiwania komórek potrzebnych do rozwoju i wzmocnienia idealnej wymiany ACL za pomocą inżynierii tkankowej. Nasze laboratorium opracowało protokół ekspansji in vitro tych pobranych komórek pochodzących z hACL. Korzystając z zaprojektowanej matrycy 2D nasączonej komórkami pochodzącymi z hACL, zaprojektowaliśmy plaster, który może potencjalnie wspomóc częściową naprawę ACL i wzmocnić zerwane więzadła.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Odzyskanie chirurgiczne

Uwaga: Uzyskano zgodę IRB na pobranie kikuta ACL podczas operacji rekonstrukcji ACL. Przyznano zwolnienie z IRB, ponieważ używany kikut ACL był na ogół wyrzucany jako odpad chirurgiczny. Do pobrania kikuta ACL wykorzystano 20 pacjentów.

  1. Podać pacjentowi znieczulenie ogólne i przedoperacyjne antybiotyki zgodnie z protokołem instytucji.
  2. Załóż opaskę uciskową i napompuj 100 mg powyżej skurczowego ciśnienia krwi.
  3. Ułóż pacjenta w pozycji leżącej. Wykonaj poziome przednio-boczne nacięcie kolanem w zgięciu 30-45° dla portalu 5 mm i włóż artroskopowy trokar i kamerę do worka nadrzepkowego pod kątem 30°.
  4. Wykonaj rutynową artroskopię diagnostyczną.
  5. Wprowadź wcięcie i opłucz błoniastą błonę maziową nad rozdartym ACL.
  6. Użyj golarki 4.5 mm i ablatora, aby zidentyfikować kikut ACL.
  7. Użyj kaczego dzioba prosto gorzkiego, aby zebrać wiele próbek z pozostałego pnia ACL.
  8. Przechowywać próbkę w roztworze soli fizjologicznej w sterylnym pojemniku.
  9. Wyślij próbki do patologii w celu odkodowania i ostatecznej dostawy do laboratorium.
  10. Powrót do zdrowia pacjenta i opieka pooperacyjna zgodnie z protokołem instytucji.

2. Trawienie tkanek i izolacja hACL

  1. Przenieś ludzką tkankę ACL otrzymaną z patologii na szalkę Petriego ze sterylną solą fizjologiczną/PBS (sól fizjologiczna buforowana fosforanami).
  2. Zmiel tkankę za pomocą sterylnych nożyczek na 1-2 mm3 kawałki i umyj zmieloną tkankę solą fizjologiczną co najmniej 3 razy.
  3. Trawić zmieloną tkankę z 0,4% kolagenazą w pożywce DMEM/F-12 (50/50, 1x) uzupełnionej 10% płodową surowicą bydlęcą (FBS) i 1% penicyliną/streptomycyną przez 4-6 godzin w temperaturze 37 °C.
  4. Odwirować komórki w stężeniu 1 000 x g przez 5 minut, a następnie ponownie zawiesić komórki w pożywce.
  5. Przemyć komórki pożywką 2-3 razy, a następnie wysiewać/hodować w kolbach T-25 przez 2-3 dni.

3. Ekspansja komórkowa, zamrażanie i rozmrażanie

  1. Użyj mikroskopu świetlnego, aby uwidocznić komórki hodowane przez 2-3 dni w kolbie T-25.
  2. Utrzymuj komórki w temperaturze 37 °C w pożywce DMEM/F-12 (50/50, 1x) uzupełnionej 10% płodową surowicą bydlęcą (FBS) i 1% penicyliną/streptomycyną (P/S).
    Uwaga: Zmień pożywkę, gdy komórki wykazują przyleganie i standardową morfologię. Użyj mikroskopu świetlnego, aby obserwować komórki.
  3. Przemyć zlewające się komórki PBS w 7 dniu (~1,3 X 106 komórek/kolbę). Dodać trypsynę (0,5 g/l) i inkubować komórki w temperaturze 37 °C przez 5 minut. Dodaj pożywkę do zawieszonych komórek, aby zneutralizować trypsynę. Podzielić mieszaninę pożywki i komórki między trzy kolby T-25.
  4. Przemyć zlewające się komórki PBS, dodać trypsynę (0,5 g/l) i ponownie zawiesić je w pożywce zamrażającej zawierającej DMSO, FBS i kompletną pożywkę (DMEM/F-12 Medium + 10% FBS + 1% P/S) w stosunku 1:2:7.
  5. Fiolki kriogeniczne należy przechowywać w temperaturze -80 °C, jeśli komórki zostaną zużyte w ciągu miesiąca, i w ciekłym azocie, jeśli komórki będą przechowywane przez dłuższy czas.
  6. Rozmrozić fiolki w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C w celu ponownego użycia.
    Uwaga: Zazwyczaj przeżywa 90-95% komórek.

4. Produkcja rusztowania 2-D z kwasu polimlekowo-ko-glikolowego (PLAGA)

  1. Rozpuścić 1 g PLAGA w 12 ml dichlorometanu w 20 ml fiolce scyntylacyjnej i wirować roztwór przez 8 godzin ze stałą prędkością (800 obr./min).
    Uwaga: Szczegółowy opis w Gupta et al.15
  2. Przenieść rozpuszczony roztwór na szklaną szalkę Petriego wyłożoną fluorowanym papierem ochronnym.
  3. Umieść szalkę Petriego pod okapem próżniowym na 30 minut. Pozostaw szalkę Petriego w temperaturze -20 °C na noc, a następnie w temperaturze pokojowej. Umieść szalki Petriego w liofilizarze, aby zapewnić całkowite odparowanie rozpuszczalnika w celu uzyskania cienkich warstw polimeru.
  4. Umieścić folie polimerowe w eksykatorze na 24 godziny.
  5. Pokrój folie polimerowe na okrągłe krążki o średnicy 12 mm i przechowuj je w eksykatorze do czasu, gdy będą potrzebne.

5. Skaningowa mikroskopia elektronowa (SEM)

  1. Umyj komórki (50 000 komórek/dysk) wysiane na kontrolnym TCPS i rusztowaniu PLAGA PBS 7 dni po wysiewie.
  2. Użyj 1,5% aldehydu glutarowego w 0,1 M buforze kakodylanu do utrwalenia komórek i 2,5% OsO4 w 0,1 M buforze kakodylanu do utrwalenia.
  3. Przemyć utrwalone komórki 0,1 M buforem kakodylowym. Wysuszyć utrwalone ogniwa za pomocą seryjnego odwadniania etanolem (50%, 70%, 80%, 90% i 100%) przez 15 minut każda, a następnie wysuszyć w heksametyldisilazanie (HMDS) przez noc.
  4. Odpowietrzyć komorę systemu napylania SEM za pomocą zaworu guzikowego i podnieść górną płytę.
  5. Umieścić wysuszone próbki w komorze. Opuść górną płytę.
  6. Przełącz pokrętło sterujące na pompę, aby rozpocząć opróżnianie komory.
  7. Otwórz zawór wycieku argonu. Poczekaj, aż podciśnienie spadnie do 0,05 mbar.
  8. Pokryj wysuszone próbki cienką warstwą (0,13 nm) złota/palladu.
  9. Przywróć zawór wycieku argonu do pozycji zamkniętej.
  10. Wyłącz pokrętło sterujące
    11. .
  11. Odpowietrzyć komorę za pomocą zaworu guzikowego i podnieść górną płytę.
  12. Wyjąć próbki i przechowywać je w eksykatorze przez 24 godziny.
  13. Obserwuj próbki pod skaningowym mikroskopem elektronowym.

6. Barwienie immunofluorescencyjne

  1. Umyj komórki (50 000 komórek/dysk) wysiane na kontrolnym TCPS i rusztowaniu PLAGA PBS 7 dni po wysiewie.
  2. Napraw komórki za pomocą 70% etanolu (na zimno) przez 10 minut.
  3. Inkubować utrwalone komórki w temperaturze pokojowej z 1% albuminą surowicy bydlęcej (BSA) w PBS zawierającym 0,05% Triton X-100 przez 20 minut.
  4. Zanurz próbki w 1% Tween w temperaturze pokojowej na 20 minut.
  5. Dodać mysie przeciwciało monoklonalne anty-β-aktyny (1:400) i inkubować komórki przez noc w temperaturze 4 °C.
  6. Umyj komórki 0,05% Tween. Dodać przeciwciało drugorzędowe (kozi anty-mysie F (ab') 2 fragment IgG sprzężony z sondą fluorescencyjną, 1:400) do komórek i inkubować przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej.
  7. Umyj komórki PBS. Wybarwić komórki barwnikiem jądrowym i zamontować przy użyciu 80% glicerolu.
  8. Obserwuj komórki pod mikroskopem konfokalnym.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Model roboczy pobierania chirurgicznego, trawienia tkanek i izolacji komórek pochodzących z ludzkiego więzadła krzyżowego przedniego (hACL) przedstawiono na Rysunku 1. Komórki migrowały z eksplantatów i przylgnęły do kolb T-25. Komórki te hodowano przez 3 dni, a następnie poddano wizualizacji pod mikroskopem świetlnym (Rysunek 2). Do 7. dnia uzyskano konfluentną monowarstwę. Obecność zdrowych, żywotnych komórek wskazała na pomyślne pobranie i hodowlę komórek pochodzących z hACL.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Głównym celem tego badania rusztowania hACL/2D było wykorzystanie uzyskanych komórek w plastrze do zwiększenia pierwotnej naprawy częściowych rozdarć ACL. Nieoperacyjne leczenie częściowych zerwań ACL może obejmować krótki okres unieruchomienia, usztywnienia, progresywny program rehabilitacji i regularne kontrole 13,16,17. Jednak wiele badań pokazuje, że leczenie zachowawcze u sportowców wiązało się ze słabymi wynikami i niepowodzeniami. Buckley i wsp. ocenili 25 pacjentów z częściowymi zerwaniami ACL...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

Autorzy chcieliby podziękować funduszowi startowemu i grantowi badawczemu wydziału chirurgii z Southern Illinois University, School of Medicine; oraz grantowi Memorial Medical Foundation.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
szalka PetriegoFisher Scientific08-757-103C
Sól fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS)Fisher ScientificBP3994
KolagenazaGibco17018-029Przechowywać pod adresem 4 ° C
DMEM/F-12Cellgro10-092-CVSklep pod adresem 4 °C. Ciepły w 37 ° C kąpiel wodna przed użyciem.
Płodowa surowica bydlęca (FBS)Gibco10082Przechowywać w -80 i #176; C
Penicylina/StreptomycynaLonza17-602ESklep pod adresem 4 °
Probówki wirówkowe C - 15 mlKolby Corning430790
T-25BD Falcon3013
Mieszanina trypsyny-versenuLonza17-161EPrzechowywać pod adresem 4 °C. Ciepło w 37 i #176; C kąpiel wodna przed użyciem.
DMSOFisher ScientificBP231-100Ciecz palna. Może powodować podrażnienie skóry, oczu i dróg oddechowych.
Fiolki kriogeniczneCorning430489
PLAGAPurac BiomaterialsPurasorb PLG8523Przechowywać w temperaturze -80 ° C
Dyski TCPSFisher Scientific12-545-82
DichlorometanFisher ScientificAC36423-0010Możliwe zagrożenie rakiem. Przechowywać w suchym, chłodnym miejscu.
Papier Bytacgobin performance plastics1420652
Fiolka scyntylacyjnaFisher Scientific03-339-21G
Albumina surowicy bydlęcej (BSA)Sigma AldrichA7906Przechowywać pod adresem 4 i #176; C
TweenFisher ScientificBP337-500
mysie przeciwciało anty-&beta-aktynowe (1° Ab)Sigma AldrichA5441Sklep pod adresem -20 ° C
kozie przeciwciało anty-myszy (2° Ab)Sygnalizacja komórkowa4408Przechowuj pod adresem -20 i # 176; C
Hoechst dyeSigma Aldrich14530Przechowuj pod adresem -20 ° C
GlycerolFisher ScientificBP229-1
Aldehyd glutarowyFisher ScientificBP2547-1Działa toksycznie przez drogi oddechowe i po połknięciu. Powoduje oparzenia wszystkimi drogami narażenia.
HexamethyldisilazanFisher ScientificAC43085-1000Łatwopalna ciecz i para. Powoduje oparzenia wszystkimi drogami narażenia.
Sterylne nożyczkiMcKesson25-716
WirówkaEppendorf5804R
Mikroskop świetlnyOlympusCK40
Kąpiel wodnaThermo scientific2845
VortexLabnetVX-200
Szklane płytki Petriegofisher ScientificS31473
Acu-PunchAcuderm Inc.P1225Acu-Punch został użyty do cięcia 12 mm krążków
Kacodylate BuforSigma Aldrich97068Ciecz łatwopalna, rakotwórcza i drażniąca.
Tetratlenek osmuSigma Aldrich201030Wysoce toksyczny
Triton X-100Sigma AldrichT8787Szkodliwy po połknięciu
EtanolDecon Labs2705Przechowywać z dala od źródeł ciepła, iskier, płomieni i innych form zapłonu.
Znieczulenie ogólne/regionalneAmphastar pharmaceuticals1% Lidokaina, 0,25% Bupiwakaina, Środki znieczulające do indukcji i leczenia podtrzymującego
AntybiotykiHospira0409-0805-01Ancef 1 g dożylnie
Trokar artroskopowySmith i siostrzeniec
Kamera artroskopowaSmith i siostrzeniec
Chwytak artroskopowy i gorzka golarkaArthrex
4,5 mmArthrex
stali nierdzewnejArthrex
Napylarka do napylaniaPolaronE5400
Saint interferencyjne ze

Bibliografia

  1. Johnson, R. J. The anterior cruciate ligament: A dilemma in sports medicine. Int J Sports Med. 3, 71-79 (1982).
  2. Owings, M. F., Kozak, L. F. Ambulatory and inpatient procedures in the United States, 1996. Vital Health Stats. 13, 1-119 (1998).
  3. Frank, C. B., Jackson, D. W. The science of reconstruction of the anterior cruciate ligament. J Bone Joint Surg Am. 79, 1556-1576 (1997).
  4. Miyasaka, K. C., Daniel, D. M., Stone, M. L., Hirshman, P. The incidence of knee ligament injuries in the general population. Am J Knee Surg. 4, 3-8 (1991).
  5. Taylor, D. C., Posner, M., Curl, W. W., Feagin, J. A. Isolated tears of the anterior cruciate ligament: over 30 year follow-up of patients treated with arthrotomy and primary repair. Am J Sports Med. 37 (1), 65-71 (2009).
  6. Liljedahl, S. O., Lindvall, N., Wetterfors, J. Early diagnosis and treatment of acute ruptures of the anterior cruciate ligament: a clinical and arthrographic study of forty-eight cases. J Bone Joint Surg Am. 47, 1503-1513 (1965).
  7. Oensten, M., Lysholdm, J., Gillquist, J. Suture of fresh ruptures of the anterior cruciate ligament: A 5 year follow up. Acta Orthop Scan. 55, 270 (1984).
  8. Buckley, S. L., Barrack, R. L., Alexander, A. H. The natural history of conservatively treated partial anterior cruciate ligament tears. Am J Sports Med. 17 (2), 221-225 (1989).
  9. Noyes, F. R., Mooar, L. A., Moorman, C. T. 3rd, McGinnis, H. G. Partial tears of the anterior cruciate ligament. Progression to complete ligament deficiency. J Bone Joint Surg Br. 71 (5), 825-833 (1989).
  10. Bak, K., Scavenius, M., Hansen, S., Norring, K., Jensen, K. H., Jorgensen, U. Isolated partial rupture of the anterior cruciate ligament. Long term followup of 56 cases. Knee Surg Sports Traumatol Arthrosc. 5 (2), 66-71 (1997).
  11. Fritschy, D., Panoussopoulos, A., Wallensten, R., Peter, R. Can we predict the outcome of a partial rupture of the anterior cruciate ligament? A prospective study of 43 cases. Knee Surg Sports Traumatol Arthrosc. 5 (1), 2-5 (1997).
  12. Sommerlath, K., Odensten, M., Lysholm, J. The late course of acute partial anterior cruciate ligament tears. A nine to 15 year follow-up evaluation. Clin Orthop. , 281-2152 (1992).
  13. Barrack, R. L., Buckley, S. L., Bruckner, J. D., Kneisl, J. S., Alexander, A. H. Partial versus complete acute anterior cruciate ligament tears: the results of nonoperative treatment. J Bone Joint Surg Br. 72 (4), 622-624 (1990).
  14. Murray, M. M. Current status and potential of primary ACL repair. Clin Sports Med. 28 (1), 51-61 (2009).
  15. Gupta, A., et al. Single walled carbon nanotube composites for bone tissue engineering. J Orthop Res. 9, 1374-1381 (2013).
  16. Fruensgaard, S., Johannsen, H. V. Incomplete ruptures of the anterior cruciate ligament. J Bone Joint Surg Br. 71, 526-530 (1989).
  17. Sandberg, R., Balkfors, B., Nilsson, B., Westlin, N. Operative versus non-operative treatment of recent injuries to the ligaments of the knee. A prospective randomized study. J Bone Joint Surg Am. 69, 1120-1126 (1987).
  18. Lamar, D. S., Bartolozzi, A. R., Freedman, K. B., Nagda, S. H., Fawcett, C. Thermal modification of partial tears of the anterior cruciate ligament. Arthroscopy. 21 (7), 809-814 (2005).
  19. Indelli, P. F., Dillingham, M. F., Fanton, G. S., Schurman, D. J. Monopolar thermal treatment of symptomatic anterior cruciate ligament instability. Clin Orthop. 407, 138-147 (2003).
  20. Smith, D. B., Carter, T. R., Johnson, D. H. High failure rate for electrothermal shrinkage of the lax anterior cruciate ligament: a multicenter follow-up past 2 years. Arthroscopy. 24 (6), 637-641 (2008).
  21. Buda, R., Ferruzzi, A., Vannini, F., Zambelli, L., Di Caprio, F. Augmentation technique with semitendinosus and gracilis tendons in chronic partial lesions of the ACL: clinical and arthrometric analysis. Knee Surg Sports Traumatol Arthrosc. 14 (11), 1101-1107 (2006).
  22. Sekiya, J. K., Golladay, G. J., Wojtys, E. M. Autodigestion of a hamstring anterior cruciate ligament autograft following thermal shrinkage: a case report and sentinel of concern. J Bone Joint Surg Am. 82 (10), 1454-1457 (2000).
  23. Farquharson-Roberts, M. A., Osborne, A. H. Partial rupture of the anterior cruciate ligament of the knee. J Bone Joint Surg Br. 65, 32-34 (1983).
  24. Rue, J. P., Ghodadra, N., Bach, B. R. Jr Femoral tunnel placement in single-bundle anterior cruciate ligament reconstruction: a cadaveric study relating transtibial lateralized femoral tunnel position to the anteromedial and posterolateral bundle femoral origins of the anterior cruciate ligament. Am J Sports Med. 36, 73-79 (2008).
  25. Carey, J. L., Dunn, W. R., Dahm, D. L., Zege, S. L., Spindler, K. P. A systematic review of anterior cruciate ligament reconstruction with autograft compared with allograft. J Bone Joint Surg. 91, 2242-2450 (2009).
  26. Murray, M. M., Martin, S. D., Martin, T. L., Spector, M. Histological changes in the human anterior cruciate ligament after rupture. J Bone Joint Surg Am. 82, 1387-1397 (2000).
  27. Andrish, J., Holmes, R. Effects of synovial fluid on fibroblasts in tissue culture. Clin Orthop Relat Res. (138), 279-283 (1979).
  28. Murray, M. M., Spindler, K. P., Ballard, P., et al. Enhanced histologic repair in a central wound in the anterior cruciate ligamentwith a collagen-platelet-rich plasma scaffold. J Orthop Res. 25, 1007-1017 (2007).
  29. Carter, T. R. Anterior cruciate ligament thermal shrinkage. Clin Sports Med. 21, 693-700 (2002).
  30. Perry, J. J., Higgins, L. D. Anterior and posterior cruciate ligament rupture after thermal treatment. Arthroscopy. 16, 732-736 (2000).
  31. Cheng, M. T., Yang, H. W., Chen, T. H., Lee, O. K. Isolation and characterization of multipotent stem cells from human cruciate ligaments. Cell Prolif. 42 (4), 448-460 (2009).
  32. Matsumoto, T., et al. Isolation and characterization of human anterior cruciate ligament-derived vascular stem cells. Stem Cells Dev. 21 (6), 859-872 (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

komórki pochodzące z ACLizolacja komórektrawienie kolagenaząekspansja komórekrusztowanie PLAGAskaningowa mikroskopia elektronowabarwienie immunofluorescencyjnepolistyren do hodowli tkankowej
Chirurgiczne pobieranie, izolacja i ekspansja in vitro ludzkich komórek pochodzących z więzadła krzyżowego przedniego do zastosowań w inżynierii tkankowej
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.