Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Implantacja żelu fibrynowego do płuca myszy w celu zbadania angiogenezy specyficznej dla płuc

9.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/52012

⸱

21 grudnia 2014

 , 
1Vascular Biology Program, Department of Surgery, Boston Children's Hospital and Harvard Medical School

W tym artykule

Podsumowanie

Rekapitulacja mikrośrodowiska specyficznego dla danego narządu, która stymuluje miejscową angiogenezę, jest niezbędna do skutecznej regeneracji uszkodzonych tkanek. W niniejszym raporcie przedstawiono nowatorską metodę wszczepiania żeli fibrynowych na powierzchnię płuc żywej myszy w celu zbadania, w jaki sposób mikrośrodowisko specyficzne dla płuc moduluje angiogenezę i regenerację pęcherzyków płucnych u dorosłych myszy.

Streszczenie

Ostatnie znaczące postępy w badaniach nad komórkami macierzystymi i technikach bioinżynieryjnych poczyniły ogromne postępy w wykorzystaniu biomateriałów do regeneracji i naprawy uszkodzeń w prostych tkankach w dziedzinie ortopedii i periodontologicznej. Jednak próby regeneracji struktur i funkcji bardziej złożonych trójwymiarowych (3D) narządów, takich jak płuca, nie były zbyt udane, ponieważ biologiczne procesy regeneracji narządów nie zostały dobrze zbadane. Staje się jasne, że angiogeneza, czyli tworzenie nowych naczyń krwionośnych, odgrywa kluczową rolę w regeneracji narządów. Nowo powstałe naczynia krwionośne nie tylko dostarczają tlen, składniki odżywcze i różne składniki komórek, które są niezbędne do regeneracji narządów, ale także dostarczają sygnałów instruktażowych do regenerujących się lokalnych tkanek. Dlatego, aby skutecznie zregenerować płuca u osoby dorosłej, konieczne jest zrekapitulowanie specyficznych dla płuc mikrośrodowisk, w których angiogeneza napędza regenerację miejscowych tkanek płucnych. Chociaż konwencjonalne testy angiogenezy in vivo, takie jak podskórna implantacja hydrożeli bogatych w macierz zewnątrzkomórkową (ECM) (np. fibryny lub żele kolagenowe lub mieszanina białkowa Matrigel - ECM wydzielana przez komórki mięsaka myszy Engelbreth-Holm-Swarm), są szeroko stosowane do badania ogólnych mechanizmów angiogenezy, angiogeneza specyficzna dla płuc nie została dobrze scharakteryzowana, ponieważ metody ortotopowej implantacji biomateriałów w płucach nie były dobrze znane Ustanowione. Celem tego protokołu jest wprowadzenie unikalnej metody wszczepiania żelu fibrynowego na powierzchnię płuc żywej dorosłej myszy, co pozwoli na pomyślną rekapitulację angiogenezy pochodzącej z płuc gospodarza wewnątrz żelu. Takie podejście umożliwia naukowcom zbadanie mechanizmów, za pomocą których specyficzne dla płuc mikrośrodowisko kontroluje angiogenezę i regenerację pęcherzyków płucnych zarówno w warunkach normalnych, jak i patologicznych. Ponieważ wszczepione biomateriały uwalniają i dostarczają sygnały fizyczne i chemiczne do sąsiednich tkanek płucnych, implantacja tych biomateriałów na chore płuca może potencjalnie znormalizować sąsiednie chore tkanki, umożliwiając naukowcom opracowanie nowych podejść terapeutycznych dla różnych rodzajów chorób płuc.

Wprowadzenie

Ogólnym celem tego protokołu jest wprowadzenie metody wszczepiania żelu fibrynowego na powierzchnię płuc dorosłej myszy, co pozwala badaczom scharakteryzować molekularne mechanizmy rozwoju naczyń płucnych i pęcherzyków płucnych, oraz wykorzystać tę wiedzę do opracowania materiałów biomimetycznych zdolnych do podsumowania fizjologicznego tworzenia naczyń płucnych i pęcherzyków płucnych w leczeniu różnych chorób płuc.

Ponad 35 milionów Amerykanów cierpi na przewlekłe choroby płuc, w tym przewlekłą obturacyjną chorobę płuc i zwłóknienie płuc. Pacjenci ci mają długotrwałe przewlekłe objawy ze strony układu oddechowego, takie jak duszność, ucisk w klatce piersiowej, dokuczliwy kaszel i zmęczenie, które znacznie upośledzają ich codzienne życie 1-3. Pomimo ogromnych wysiłków włożonych w opracowanie skutecznych terapii tych chorób płuc, obecnie nie ma na nie lekarstwa; W związku z tym jakość życia tych pacjentów jest niska, a koszty ekonomiczne i ludzkie są wysokie 4-7. Obecnie przeszczep płuc jest jedynym sposobem na uratowanie pacjentów ze schyłkową przewlekłą chorobą płuc. Jednak ze względu na niedobór dawców przeszczepów, wysokie koszty, poważne powikłania i niski wskaźnik przeżycia 8-11, przeszczep nie jest optymalnym podejściem. Niedawny szybki postęp w technikach inżynierii tkankowej umożliwił naukowcom bioinżynierię wszczepialnych płuc poprzez ponowne zasiedlenie zdecelularyzowanych całych płuc różnymi typami komórek progenitorowych lub indukowanych pluripotencjalnych komórek macierzystych (iPS) 12,13. Jednak te bioinżynieryjne płuca funkcjonują u zwierząt gospodarzy tylko przez kilka godzin po implantacji 12,14,15. Wykorzystanie biomateriałów do regeneracji złożonych struktur i funkcji płuc również zakończyło się niepowodzeniem. Może to wynikać z faktu, że kluczowe procesy biologiczne, które rządzą regeneracją płuc u dorosłych, nie zostały dobrze zbadane. W płucach tworzenie się układu naczyniowego jest jednym z najwcześniejszych i najważniejszych zdarzeń podczas rozwoju i regeneracji 16-21. Nowo powstałe naczynia krwionośne w płucach nie tylko dostarczają tlen, składniki odżywcze i różne składniki komórkowe niezbędne do tworzenia narządów, ale także dostarczają pouczających sygnałów regulacyjnych do otaczających komórek 22-25. Tak więc angiogeneza odgrywa kluczową rolę w regeneracyjnej alveolaryzacji w płucach dorosłych 24,26,27. Ponadto rozregulowana angiogeneza przyczynia się do przewlekłych chorób płuc, takich jak przewlekła obturacyjna choroba płuc (POChP) 28, dysplazja oskrzelowo-płucna (BPD) 21-23 i zwłóknienie płuc 29. W związku z tym, aby opracować bardziej skuteczne strategie inżynierii płuc lub leczenia przewlekłych chorób płuc, konieczne jest zrozumienie podstawowych mechanizmów angiogenezy specyficznej dla płuc.

Każdy organ wykazuje unikalne właściwości mechaniczne i chemiczne, które mogą różnić się między stanami fizjologicznymi i patologicznymi 30-33. Te specyficzne dla narządów mikrośrodowiska regulują zachowanie komórek śródbłonka i koordynują tworzenie sieci naczyniowej w sposób specyficzny dla narządu 24,34-36. W związku z tym, aby opracować skuteczniejsze strategie regeneracji płuc, należy zrozumieć mechanizm leżący u podstaw angiogenezy specyficznej dla płuc. Podczas gdy konwencjonalne testy angiogenezy in vivo, takie jak podskórna implantacja hydrożelu, są szeroko stosowane w badaniach nad angiogenezą 37-39, metody te nie podsumowują angiogenezy specyficznej dla narządu. Niedawno opracowano nowatorską metodę wszczepiania Matrigelu do elastycznej formy w płucu myszy i wykazano, że skutecznie rekrutuje naczynia krwionośne i komórki nabłonka płuc do żeli 22. To unikalne podejście pozwoli naukowcom zbadać mechanizm angiogenezy specyficznej dla płuc, a także interakcje między naczyniami krwionośnymi a nienaczyniowymi komórkami płuc w warunkach fizjologicznych i patologicznych. Ponieważ 1) Matrigel nie nadaje się do stosowania klinicznego; 2) elastyczna forma używana do odlewania żelu może wpływać na interakcje między hydrożelami a tkanką płucną gospodarza oraz 3) elastyczna forma na płucach potencjalnie powoduje upośledzenie funkcji płuc i ból podczas oddychania, jako bardziej istotne klinicznie podejście, matryca fibryny 3D zawierająca czynniki angiogenne (czynnik wzrostu śródbłonka naczyniowego (VEGF) / podstawowy czynnik wzrostu fibroblastów (bFGF)) została wszczepiona do płuca myszy bez odlewania w elastycznej formie, i z powodzeniem dokonał rekapitulacji angiogenezy pochodzącej z płuc gospodarza. Wiadomo, że żel fibrynowy, włókienka polimerowe wytwarzane z fibrynogenu rozszczepionego trombiną, wychwytuje różne czynniki angiogenne, takie jak bFGF i VEGF, w celu przyspieszenia angiogenezy in vivo 40,41. Ze względu na swoje zdolności regeneracyjne i biodegradowalny charakter 42, żel fibrynowy jest szeroko stosowany w dziedzinie inżynierii tkankowej.

Ten artykuł przedstawia nowatorskie i unikalne podejście do wszczepiania żelu fibrynowego na powierzchnię płuc żywej dorosłej myszy i pokazuje, że angiogeneza pochodząca z płuc gospodarza jest rekapitulowana w żelach in vivo. Ta metoda, która umożliwia naukowcom badanie angiogenezy specyficznej dla płuc, prawdopodobnie doprowadzi do opracowania nowych podejść terapeutycznych dla różnych rodzajów chorób płuc i znacznie przyspieszy wysiłki na rzecz skutecznej regeneracji płuc u dorosłych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

UWAGA: Badanie na zwierzętach in vivo zostało przeprowadzone w ścisłej zgodności z zaleceniami zawartymi w Przewodniku dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych National Institutes of Health. Protokół został sprawdzony i zatwierdzony przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Szpitala Dziecięcego w Bostonie (numery protokołu: 13-10-2526R,14-02-2568R). Wszystkie leki stosowane w tym protokole są klasy farmaceutycznej i są przygotowywane w sterylnych warunkach.

1. Przygotowanie żelu fibrynowego

  1. Przygotuj żel fibrynowy, który zawiera VEGF i bFGF.
    1. Rozmrozić roztwory podstawowe fibrynogenu i trombiny, które są przechowywane w temperaturze -80 °C do temperatury pokojowej (25 °C).
    2. Dodać trombinę (stężenie końcowe: 2,5 U/ml), CaCl2 (stężenie końcowe: 45 mM), VEGF (stężenie końcowe: 0-100 ng/ml) i bFGF (stężenie końcowe: 0-100 ng/ml) do roztworu fibrynogenu (stężenie końcowe: 12,5 mg/ml w 0,9% roztworze chlorku sodu 43-45) w probówce o pojemności 1,5 ml.
    3. Delikatnie wymieszać, pipetując.
    4. Delikatnie odpipetować 200 μl mieszaniny na sterylne plastikowe naczynie kroplami za pomocą końcówki pipety p200.
    5. Inkubować krople w temperaturze 37 °C przez 30-60 minut, aż zastygną.
      UWAGA: Zestalony żel można przechowywać w szczelnie zamkniętym plastikowym naczyniu w temperaturze pokojowej (25 °C) przez kilka godzin przed implantacją (ryc. 1a).
  2. Przed implantacją przyciąć żel fibrynowy do kostek o wymiarach około 3 x 3 x 3 mm za pomocą małych nożyczek chirurgicznych.

2. Przygotowanie myszy

  1. Znieczulić dorosłą mysz (8-12 tygodni) przez dootrzewnowe (IP) wstrzyknięcie ketaminy (100 mg / kg) i ksylazyny (10 mg / kg) i potwierdzić, że mysz jest odpowiednio znieczulona, szczypiąc palec u nogi myszy.
    1. Użyj maści weterynaryjnej na oczy myszy, aby zapobiec wysuszeniu podczas eksperymentu.
  2. Ogol futro po lewej stronie klatki piersiowej myszy.
  3. Wykonaj intubację dotchawiczą myszy.
  4. Umieść mysz na stojaku do intubacji pod kątem 70° i przytrzymaj mysz w miejscu, zaczepiając jej górne siekacze o małą gumkę znajdującą się w górnej części stojaka.
  5. Delikatnie cofnij język na bok za pomocą kleszczy.
  6. Wizualizacja krtani za pomocą światłowodowego oświetlacza mikroskopu na gęsiej szyi.
  7. Wprowadzić elastyczny cewnik dotchawiczy (21 G) do tchawicy.
  8. Upewnij się, że mysz spontanicznie oddycha w płynny sposób (regularne 100-150 oddechów/min, brak paradoksalnego lub płytkiego oddychania).
  9. Umieść mysz w pozycji leżącej pod mikroskopem preparacyjnym.
  10. Przewietrzyć mechanicznie mysz za pomocą respiratora dla gryzoni (150 oddechów/min i 7 ml/kg objętości oddechowej).
  11. Policz żebra, aby zlokalizować przestrzeń międzyżebrową między 4. a 5. żebrem.
  12. Stwórz sterylne pole nad obszarem, dokładnie wycierając alkoholem i jodonem powidonu. Odpowiednio przykryj pole operacyjne sterylnym obłożeniem chirurgicznym.

3. Chirurgia myszy

  1. Po miejscowym wstrzyknięciu 0,25% bupiwakainy (200 μl) w skórę należy wykonać poprzeczne nacięcie skóry (o długości około 1 cm) w przestrzeni międzyżebrowej za pomocą nożyczek preparacyjnych.
  2. Po wstrzyknięciu 0,25% bupiwakainy (200 μl) do mięśnia międzyżebrowego, należy wykonać nacięcie mięśniowe między 4. a 5. żebrem za pomocą cienkich małych nożyczek.
  3. Włóż zwijacz preparacyjny między żebra, aby w pełni uwidocznić lewe płuco.
    1. Zeskrob niewielki obszar (1 x 1 mm kwadratowy) opłucnej trzewnej środka lewego płuca za pomocą cienkich kleszczy.
    2. Delikatnie uciskaj obszar za pomocą sterylnego bawełnianego wacika, aż krwawienie i wycieki powietrza zostaną całkowicie opanowane.
    3. Nałożyć niewielką ilość świeżej mieszaniny fibrynogenu/trombiny (kleju fibrynowego) (krok 1.1.2. 20 μl) na obszar za pomocą końcówki pipety p200.
  4. Delikatnie umieść jeden żel fibrynowy (krok 1.2) za pomocą małych kleszczy na obszarze (ryc. 1b).
    1. Upewnij się, że żel jest dobrze zamocowany w okolicy podczas ruchów oddechowych płuc.
  5. Upewnij się, że nie ma masywnego wycieku powietrza ani krwawienia z płuc.
  6. Zamknij nacięcia (warstwy mięśniowe i skórne) za pomocą wchłanialnego szwu, którego nie trzeba usuwać.
  7. Odessać klatkę piersiową za pomocą igły 27 G i strzykawki o pojemności 1 ml, aby zapobiec odmie opłucnowej.
  8. Zakończ wentylację mechaniczną.

4. Odzyskiwanie myszy

  1. Upewnij się, że mysz spontanicznie oddycha w płynny sposób (regularne 100-150 oddechów/min, bez paradoksalnego lub płytkiego oddychania).
  2. IP wstrzyknąć 1 ml wstępnie podgrzanego 0,9% NaCl, aby zapobiec odwodnieniu.
  3. Pozwól myszy odzyskać sprawność na podkładce z krążącą ciepłą wodą.
  4. Wyjmij rurkę dotchawiczą po upewnieniu się, że mysz ma stabilny oddech.
  5. Wstrzyknąć meloksykam (5 mg/kg, wstrzyknięcie podskórne (SC), przez 3 dni jako pooperacyjny środek przeciwbólowy.
  6. Uważnie monitoruj ruchy myszy w odstępach co najmniej 15 minut, aż stanie się mostkowa (zdolna do przewrócenia się na brzuch i pozostania w pozycji pionowej) i przytomna.
  7. Po wyzdrowieniu wróć mysz do nowej klatki odizolowanej od myszy bez operacji.
  8. Codziennie po zabiegu chirurgicznym należy monitorować miejsce operacyjne pod kątem objawów infekcji (zaczerwienienie, obrzęk, wydzielina), podstawowych funkcji biologicznych zwierzęcia (przyjmowanie pokarmu i wody, oddawanie moczu, kału, przyrost masy ciała), a także klinicznych objawów niepokoju (piloerekcja, zmniejszona lokomocja).

5. Zbieranie płuc

  1. 7 do 30 dni po implantacji należy poddać mysz eutanazji za pomocą CO2 za pośrednictwem źródła sprężonego gazu.
  2. Wykonaj nacięcie między czubkiem wyrostka ksyloidalnego a wcięciem mostkowym (sternotomia środkowa) i zbierz całe płuco z wszczepionym żelem do analizy histologicznej i biochemicznej, przecinając tchawicę i preparując wszystkie połączenia z sercem, płucami i tchawicą.
  3. Utrwalić wszczepiony żel z płucami z 4% roztworem paraformaldehydu przez noc w temperaturze 4 ºC, zatopić w związku OCT i wykonać seryjne odcinki schodkowe o grubości 30 μm.
  4. Wykonać analizy histologiczne (barwienie hematoksyliną i eozyną) i immunohistochemiczne (marker śródbłonka: CD31, marker nabłonkowy: akwaporyna (AQP)5 i białko powierzchniowo czynne (SP)-B) przy użyciu mikroskopu konfokalnego 22,37,40.
  5. Kompiluj stosy przekrojów optycznych (o grubości 30 μm), aby utworzyć trójwymiarowe obrazy komórek śródbłonka i nabłonka płuc za pomocą oprogramowania do analizy obrazów 3D 37.
  6. Określ ilościowo rzutowane obszary nowo powstałych naczyń krwionośnych za pomocą oprogramowania do analizy obrazu 46.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Aby zbadać, czy tworzenie naczyń krwionośnych pochodzących z płuc gospodarza zostaje odtworzone wewnątrz biomateriałów wszczepionych do płuc, żele fibrynowe uzupełnione głównymi czynnikami angiogennymi VEGF i bFGF (po 0, 10 i 100 ng/ml każdy) zostały wszczepione na powierzchnię żywych płuc myszy, zgodnie z opisem zastosowania Matrigel 22. Żele fibrynowe 47 zawierające te angiogenne czynniki wzrostu zostały przygotowane zgodnie z Rysunkiem 1a. Po torakotomii niewielki obszar powierzc...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W artykule przedstawiono nową metodę implantacji biomateriałów na powierzchni płuc żywej dorosłej myszy. Dzięki temu systemowi angiogeneza pochodząca z płuc gospodarza jest z powodzeniem rekapitulowana wewnątrz materiału. System ten pozwala naukowcom badać przesłuchy między komórkami śródbłonka, innymi komórkami (np. komórkami nabłonka, komórkami mezenchymalnymi, komórkami odpornościowymi) i różnymi komponentami ECM, które są wymagane do miejscowej angiogenezy 50-53 i regeneracji pęcherzyków płucnych ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez fundusze American Heart Association (A.M.), U.S. Department of Defense (BC074986) oraz Boston Children's Hospital Faculty Career Development Fellowship (T.M., A.M.). Autorzy dziękują Amandzie Jiang i Elisabeth Jiang za pomoc techniczną.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Fibrynogen z ludzkiego łożyskaSigmaF4883Do wytwarzania fibryny w żelu
Trombina z osocza bydlęcegoSigmaT9549Do wytwarzania fibryny w żelu
Rekombinowana mysz VEGF 164R& D493-MVDo suplementacji fibryny
żel Rekombinowany mysz bFGFR& D3139-FBDo suplementacji żelem fibrynowym
Stanowisko do intubacji gryzoniBraintree Scientific INCRIS 100Do intubacji
Światłowodowe źródło światłaFisher Scientific12-565-35Do intubacji
21 G Elastyczny cewnikB.Braun4251652-02Do intubacji
RespiratorMiniVent Aparat HarvardCGS-8009Do wentylacja
Stemi DV4 SteromikroskopFisher Scientific12-070-515Do operacji
Szew absobowalnyEthiconPDP304Szew chirurgiczny
Przeciwciało przeciwko CD31BD Biosciences553370Przeciwciało immunohistochemiczne
przeciwko AQP5AbcamAB78486Immunohistochemia
Przeciwciało przeciwko SP-BAbcamAB40876Immunohistochemia

Bibliografia

  1. Donaldson, G. C., Seemungal, T. A., Bhowmik, A., Wedzicha, J. A. Relationship between exacerbation frequency and lung function decline in chronic obstructive pulmonary disease. Thorax. 57, 847-852 (2002).
  2. Lopez-Campos, J. L., Calero, C., Quintana-Gallego, E. Symptom variability in COPD: a narrative review. Int J Chron Obstruct Pulmon Dis. 8, 231-238 (2013).
  3. Ley, B., Collard, H. R., King, T. E. Clinical course and prediction of survival in idiopathic pulmonary fibrosis. Am J Respir Crit Care Med. 183, 431-440 (2011).
  4. Ferrer, M., et al. Chronic obstructive pulmonary disease stage and health-related quality of life. The Quality of Life of Chronic Obstructive Pulmonary Disease Study Group. Ann Intern Med. 127, 1072-1079 (1997).
  5. Reardon, J. Z., Lareau, S. C., ZuWallack, R. Functional status and quality of life in chronic obstructive pulmonary disease. Am J Med. 119, 32-37 (2006).
  6. De Vries, J., Kessels, B. L., Drent, M. Quality of life of idiopathic pulmonary fibrosis patients. Eur Respir J. 17, 954-961 (2001).
  7. Sullivan, S. D., Ramsey, S. D., Lee, T. A. The economic burden of COPD. Chest. 117, 5S-9S (2000).
  8. Orens, J. B., Garrity, E. R. General overview of lung transplantation and review of organ allocation. Proc Am Thorac Soc. 6, 13-19 (2009).
  9. Benden, C. Specific aspects of children and adolescents undergoing lung transplantation. Curr Opin Organ Transplant. 17, 509-514 (2012).
  10. Lyu, D. M., Zamora, M. R. Medical complications of lung transplantation. Proc Am Thorac Soc. 6, 101-107 (2009).
  11. Trulock, E. P., et al. Registry of the International Society for Heart and Lung Transplantation: twenty-fourth official adult lung and heart-lung transplantation report-2007. J Heart Lung Transplant. 26, 782-795 (2007).
  12. Weiss, D. J. Current status of stem cells and regenerative medicine in lung biology and diseases. Stem Cells. 32, 16-25 (2013).
  13. Ghaedi, M., et al. Human iPS cell-derived alveolar epithelium repopulates lung extracellular matrix. J Clin Invest. 123, 4950-4962 (2013).
  14. Ott, H. C., et al. Regeneration and orthotopic transplantation of a bioartificial lung. Nat Med. 16, 927-933 (2010).
  15. Petersen, T. H., et al. Tissue-engineered lungs for in vivo implantation. Science. 329, 538-541 (2010).
  16. Tuyl, M., et al. Angiogenic factors stimulate tubular branching morphogenesis of sonic hedgehog-deficient lungs. Dev Biol. 303, 514-526 (2007).
  17. Galambos, C., deMello, D. E. Molecular mechanisms of pulmonary vascular development. Pediatr Dev Pathol. 10, 1-17 (2007).
  18. McGrath-Morrow, S. A., et al. Vascular endothelial growth factor receptor 2 blockade disrupts postnatal lung development. Am J Respir Cell Mol Biol. 32, 420-427 (2005).
  19. White, A. C., Lavine, K. J., Ornitz, D. M. FGF9 and SHH regulate mesenchymal Vegfa expression and development of the pulmonary capillary network. Development. 134, 3743-3752 (2007).
  20. Zhao, L., Wang, K., Ferrara, N., Vu, T. H. Vascular endothelial growth factor co-ordinates proper development of lung epithelium and vasculature. Mech Dev. 122, 877-886 (2005).
  21. Stenmark, K. R., Abman, S. H. Lung vascular development: implications for the pathogenesis of bronchopulmonary dysplasia. Annu Rev Physiol. 67, 623-661 (2005).
  22. Mammoto, T., et al. LRP5 Regulates Development of Lung Microvessels and Alveoli through the Angiopoietin-Tie2 Pathway. PLoS ONE. 7, e41596(2012).
  23. Mammoto, T., Jiang, E., Jiang, A., Mammoto, A. ECM structure and tissue stiffness control postnatal lung development through the LRP5-Tie2 signaling system. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 49, 1009-1018 (2013).
  24. Ding, B. S., et al. Endothelial-derived angiocrine signals induce and sustain regenerative lung alveolarization. Cell. 147, 539-553 (2011).
  25. Crivellato, E. The role of angiogenic growth factors in organogenesis. Int J Dev Biol. 55, 365-375 (2011).
  26. Sakurai, M. K., et al. Vascular endothelial growth factor accelerates compensatory lung growth after unilateral pneumonectomy. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 292, 742-747 (2007).
  27. Panigrahy, D., et al. Epoxyeicosanoids promote organ and tissue regeneration. Proc Natl Acad Sci U S A. 110, 13528-13533 (2013).
  28. Voelkel, N. F., Douglas, I. S., Nicolls, M. Angiogenesis in chronic lung disease. Chest. 131, 874-879 (2007).
  29. Hanumegowda, C., Farkas, L., Kolb, M. Angiogenesis in pulmonary fibrosis: too much or not enough. Chest. 142, 200-207 (2012).
  30. Levental, K. R., et al. Matrix crosslinking forces tumor progression by enhancing integrin signaling. Cell. 139, 891-906 (2009).
  31. Mammoto, A., Mammoto, T., Ingber, D. E. Mechanosensitive mechanisms in transcriptional regulation. J Cell Sci. 125, 3061-3073 (2012).
  32. Westermann, D., et al. Role of left ventricular stiffness in heart failure with normal ejection fraction. Circulation. 117, 2051-2060 (2008).
  33. Merchante, N., et al. Liver stiffness predicts clinical outcome in human immunodeficiency virus/hepatitis C virus-coinfected patients with compensated liver cirrhosis. Hepatology. 56, 228-238 (2012).
  34. Ding, B. S., et al. Inductive angiocrine signals from sinusoidal endothelium are required for liver regeneration. Nature. 468, 310-315 (2010).
  35. Fidler, I. J. Angiogenic heterogeneity: regulation of neoplastic angiogenesis by the organ microenvironment. J Natl Cancer Inst. 93, 1040-1041 (2001).
  36. Folkman, J. How is blood vessel growth regulated in normal and neoplastic tissue? G.H.A. Clowes memorial Award lecture. Cancer Res. 46, 467-473 (1986).
  37. Mammoto, A., et al. A mechanosensitive transcriptional mechanism that controls angiogenesis. Nature. 457, 1103-1108 (2009).
  38. Malinda, K. M. In vivo matrigel migration and angiogenesis assay. Methods Mol Biol. 467, 287-294 (2009).
  39. Norrby, K. In vivo models of angiogenesis. J Cell Mol Med. 10, 588-612 (2006).
  40. Mammoto, T., Jiang, A., Jiang, E., Mammoto, A. Platelet rich plasma extract promotes angiogenesis through the angiopoietin1-Tie2 pathway. Microvasc Res. 89, 15-24 (2013).
  41. Mosesson, M. W. Fibrinogen and fibrin structure and functions. J Thromb Haemost. 3, 1894-1904 (2005).
  42. Bensaid, W., et al. A biodegradable fibrin scaffold for mesenchymal stem cell transplantation. Biomaterials. 24, 2497-2502 (2003).
  43. Teichert-Kuliszewska, K., et al. Biological action of angiopoietin-2 in a fibrin matrix model of angiogenesis is associated with activation of Tie2. Cardiovasc Res. 49, 659-670 (2001).
  44. Lafleur, M. A., Handsley, M. M., Knauper, V., Murphy, G., Edwards, D. R. Endothelial tubulogenesis within fibrin gels specifically requires the activity of membrane-type-matrix metalloproteinases (MT-MMPs). J Cell Sci. 115, 3427-3438 (2002).
  45. Collen, A., et al. Aberrant fibrin formation and cross-linking of fibrinogen Nieuwegein, a variant with a shortened Aalpha-chain, alters endothelial capillary tube formation. Blood. 97, 973-980 (2001).
  46. Mammoto, T., et al. Mechanochemical Control of Mesenchymal Condensation and Embryonic Tooth Organ Formation. Dev Cell. 21, 758-769 (2011).
  47. Murphy, K. C., Leach, J. K. A reproducible, high throughput method for fabricating fibrin gels. BMC Res Notes. 5, 423(2012).
  48. Matar, A. F., Hill, J. G., Duncan, W., Orfanakis, N., Law, I. Use of biological glue to control pulmonary air leaks. Thorax. 45, 670-674 (1990).
  49. Thetter, O. Fibrin adhesive and its application in thoracic surgery. Thorac Cardiovasc Surg. 29, 290-292 (1981).
  50. Rahbarghazi, R., et al. Juxtacrine and paracrine interactions of rat marrow-derived mesenchymal stem cells, muscle-derived satellite cells, and neonatal cardiomyocytes with endothelial cells in angiogenesis dynamics. Stem Cells Dev. 22, 855-865 (2013).
  51. Nucera, S., Biziato, D., De Palma, M. The interplay between macrophages and angiogenesis in development, tissue injury and regeneration. Int J Dev Biol. 55, 495-503 (2011).
  52. Joensuu, K., et al. Interaction between marrow-derived human mesenchymal stem cells and peripheral blood mononuclear cells in endothelial cell differentiation. Scand J Surg. 100, 216-222 (2011).
  53. Takakura, N. Role of intimate interactions between endothelial cells and the surrounding accessory cells in the maturation of blood vessels. J Thromb Haemost. 9 Suppl 1, 144-150 (2011).
  54. Plantier, L., Boczkowski, J., Crestani, B. Defect of alveolar regeneration in pulmonary emphysema: role of lung fibroblasts. Int J Chron Obstruct Pulmon Dis. 2, 463-469 (2007).
  55. Belair, D. G., Murphy, W. L. Specific VEGF sequestering to biomaterials: influence of serum stability. Acta Biomater. 9, 8823-8831 (2013).
  56. Wong, C., Inman, E., Spaethe, R., Helgerson, S. Fibrin-based biomaterials to deliver human growth factors. Thromb Haemost. 89, 573-582 (2003).
  57. Stolzing, A., Colley, H., Scutt, A. Effect of age and diabetes on the response of mesenchymal progenitor cells to fibrin matrices. Int J Biomater. 2011, 378034(2011).
  58. Vailhe, B., Ronot, X., Tracqui, P., Usson, Y., Tranqui, L. In vitro angiogenesis is modulated by the mechanical properties of fibrin gels and is related to alpha(v)beta3 integrin localization. In Vitro Cell Dev Biol Anim. 33, 763-773 (1997).
  59. Kniazeva, E., Kachgal, S., Putnam, A. J. Effects of extracellular matrix density and mesenchymal stem cells on neovascularization in vivo. Tissue Eng Part A. 17, 905-914 (2011).
  60. Angio, C. T., Maniscalco, W. M. The role of vascular growth factors in hyperoxia-induced injury to the developing lung. Front Biosci. 7, 1609-1623 (2002).
  61. Kasahara, Y., et al. Inhibition of VEGF receptors causes lung cell apoptosis and emphysema. J Clin Invest. 106, 1311-1319 (2000).
  62. Owen, C. A. Roles for proteinases in the pathogenesis of chronic obstructive pulmonary disease. Int J Chron Obstruct Pulmon Dis. 3, 253-268 (2008).
  63. Demedts, I. K., et al. Elevated MMP-12 protein levels in induced sputum from patients with COPD. Thorax. 61, 196-201 (2006).
  64. Haq, I., et al. Association of MMP-2 polymorphisms with severe and very severe COPD: a case control study of MMPs-1, 9 and 12 in a European population. BMC Med Genet. 11, 7(2010).
  65. Mercer, P. F., et al. MMP-9, TIMP-1 and inflammatory cells in sputum from COPD patients during exacerbation. Respir Res. 6, 151(2005).
  66. Matute-Bello, G., et al. Essential role of MMP-12 in Fas-induced lung fibrosis. Am J Respir Cell Mol Biol. 37, 210-221 (2007).
  67. Sivakumar, P., Gupta, S., Sarkar, S., Sen, S. Upregulation of lysyl oxidase and MMPs during cardiac remodeling in human dilated cardiomyopathy. Mol Cell Biochem. 307, 159-167 (2008).
  68. Gomperts, B. N., Strieter, R. M. Stem cells and chronic lung disease. Annu Rev Med. 58, 285-298 (2007).
  69. Lau, A. N., Goodwin, M., Kim, C. F., Weiss, D. J. Stem cells and regenerative medicine in lung biology and diseases. Mol Ther. 20, 1116-1130 (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Implantacja elu fibrynowegoangiogeneza w p ucach myszyregeneracja naczyniowatworzenie p cherzyk w p awnychanaliza histologicznaanaliza immunohistochemicznawentylacja mechanicznaintubacja dotchawiczael fibrynogenowo trombinowykonfokalne obrazowanie fluorescencyjne
Implantacja żelu fibrynowego do płuca myszy w celu zbadania angiogenezy specyficznej dla płuc
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.