Eksperymentalny model krwotoku podpajęczynówkowego (SAH) z kontrolowanym ciśnieniem śródczaszkowym u królika łączy standardowe procedury — kaniulację tętnicy podobojczykowej i przezskórne nakłucie cisterna magna, co umożliwia dokładne naśladowanie ludzkich stanów patofizjologicznych po SAH. Przedstawiamy instrukcje krok po kroku i omawiamy kluczowe punkty chirurgiczne dla udanego eksperymentalnego tworzenia SAH.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Model przetoczkowy krwi królika do badania ostrych i późnych następstw krwotoku podpajęczynówkowego: aspekty techniczne
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Wczesne uszkodzenie mózgu i opóźniony skurcz naczyń mózgowych przyczyniają się do niekorzystnych wyników po krwotoku podpajęczynówkowym (SAH). Powtarzalne i kontrolowane modele zwierzęce, które symulują oba warunki, są obecnie rzadkością. Dlatego potrzebne są nowe modele, aby naśladować stany patofizjologiczne człowieka wynikające z SAH.
Ten raport opisuje techniczne niuanse modelu SAH z przetoką krwi królika, który umożliwia kontrolę ciśnienia śródmózgowego (ICP). Pomiędzy układem tętniczym a przestrzenią podpajęczynówkową umieszcza się zastawkę pozaustrojową, która umożliwia SAH niezależny od egzaminatora w zamkniętej czaszce. Opisano krok po kroku instrukcje proceduralne i niezbędny sprzęt, a także kwestie techniczne dotyczące produkcji modelu przy minimalnej śmiertelności i zachorowalności. Opisano ważne szczegóły niezbędne do pomyślnego chirurgicznego stworzenia tego solidnego, prostego i spójnego modelu królika SAH kontrolowanego przez ICP.
Wprowadzenie
Tętniakowy krwotok podpajęczynówkowy (SAH) jest jednym z najbardziej zagrażających życiu stanów neuropatologicznych, często prowadzącym do trwałego uszkodzenia neurologicznego lub śmierci1. Wcześniejsze badania koncentrowały się na opóźnionym skurczu naczyń mózgowych (DCVS) jako podstawowej etiologii deficytów neurologicznych związanych z SAH2. Jednak ogólnie słabe wyniki kliniczne pacjentów cierpiących na SAH po leczeniu skurczu naczyń doprowadziły do rozszerzenia zakresu badań o skutki wczesnego uszkodzenia mózgu (EBI) po SAH3. Lepsze zrozumienie znaczenia zarówno EBI, jak i DCVS w przyczynianiu się do złych wyników klinicznych po SAH jest niezbędne do opracowania skuteczniejszych strategii terapeutycznych.
Do tej pory, pojedyncze i podwójne autologiczne wstrzyknięcie krwi do cisterna magna było standardową metodą indukcji SAH w badaniu DCVS2-6. Chociaż model ten jest powszechnie stosowany w poprzednich badaniach, najprawdopodobniej nie odtwarza kluczowych zmian neuropatologicznych związanych z EBI7 indukowanym przez SAH. Natomiast perforacja wewnątrznaczyniowa powoduje ciężkie ostre zmiany patofizjologiczne, które częściowo naśladują objawy EBI7.
Ten raport opisuje nowatorski model SAH u królika, zaprojektowany tak, aby umożliwić badanie zarówno EBI, jak i DCVS, umożliwiając tym samym dokładniejsze scharakteryzowanie patologii wywołanej przez SAH8-10. Dzięki opisanej technice standardowy model cisterna magna jest dostosowywany poprzez połączenie układu tętniczego tętnicy podobojczykowej i cisterna magna za pomocą zastawki pozaustrojowej. Przepływ krwi jest w ten sposób powiązany z fizjologią królika i napędzany przez gradient ciśnienia między krwią tętniczą a ciśnieniem śródczaszkowym. Krwawienie ustaje, gdy ciśnienie śródmózgowe (ICP) zrówna się z rozkurczowym ciśnieniem krwi, a krew w układzie zastawkowym ulega krzepnięciu. Wykorzystanie fizjologii gospodarza zmniejsza indukcję SAH zależną od egzaminatora, prowadząc do bardziej spójnego modelu SAH, który niezawodnie wytwarza zarówno fenotypy EBI, jak i DCVS3,8-10.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Do tej procedury użyto trzymiesięcznych samic królików nowozelandzkich o wadze 2,5 – 3,5 kg. Badanie zostało przeprowadzone zgodnie z wytycznymi National Institutes of Health dotyczącymi opieki i wykorzystania zwierząt doświadczalnych oraz za zgodą Komitetu ds. Opieki nad Zwierzętami Kantonu Berno w Szwajcarii (zatwierdzenie #105/13). Wszystkie zabiegi chirurgiczne zostały przeprowadzone w sterylnych warunkach w Eksperymentalnym Instytucie Chirurgicznym Zakładu Badań Klinicznych Szpitala Uniwersyteckiego w Bernie w Szwajcarii. Anestezjolog weterynaryjny monitorował zwierzęta podczas operacji i podczas rekonwalescencji.
1. Preparacja, ułożenie i kaniulacja tętnicy podobojczykowej u zwierząt
- Wywołać znieczulenie ogólne u królika za pomocą domięśniowego wstrzyknięcia ketaminy (30 mg/kg; Ketalar, 50 mg/ml) i ksylazyna (6 mg/kg; Xylapan 20 mg/ml) i kontrolować głębokość znieczulenia, sprawdzając reakcję królika na szkodliwą stymulację (np. szczypanie palca). Patrz punkt 1.7 w przypadku pozytywnej odpowiedzi.
- Ściągnij dolne powieki obu oczu i nałóż niewielką ilość maści na powieki, aby zapobiec wysuszeniu i dalszemu podrażnieniu.
- Cewnikować żyłę ucha bocznego za pomocą wentylonu 20 G (cewnik naczyniowy 20 G), przymocować taśmą klejącą i podłączyć do worka grawitacyjnego zawierającego 0,9% chlorku sodu (500 ml/24 godz.) i ketaminę (40 mg/kg/godz.) / ksylazynę (4 mg/kg/godz.) w celu ciągłego znieczulenia dożylnego (dożylnego). Podawać dodatkowe leki przeciwbólowe co 15 minut dożylnie (fentanyl, 1 mcg/kg). Uwaga: Unikaj znieczulenia gazami lotnymi, co wiąże się ze zmniejszonym CPP, zwiększeniem CBF i zmniejszeniem tempa metabolizmu tlenu w mózgu. 11 Znieczulenie dożylne zapewnia bardziej idealne właściwości neuroanestezjologii poprzez zachowanie CBF i zwężenia naczyń krwionośnych mózgu,12 co ma ogromne znaczenie podczas badania skurczu naczyń mózgowych. Ponadto, chociaż śmiertelność jest zwiększona u zwierząt oddychających spontanicznie, może to lepiej naśladować ludzką sytuację ostrego SAH.
- Dostarczyć tlen (1 - 2 l/min) przez maskę oddechową, która umożliwia monitorowanie dwutlenku węgla w trakcie oddychania (EtCO2 ).
- Zainstaluj 3-kanałowy elektrokardiogram (EKG). Umieść trzy elektrody podskórne w układzie trójkątnym po brzusznej stronie królika; W szczególności umieść jedną elektrodę w prawej środkowej części klatki piersiowej (w odległości od sterylnego pola golenia dla kaniulacji tętnicy podobojczykowej) i dwie elektrody w dolnej części brzucha rozmieszczone na obu kończynach.
- Monitoruj głębokość znieczulenia co 15 minut podczas operacji, śledząc częstość oddechów, tętno (HR) monitorowane na podstawie sygnału EKG i reakcję na szkodliwą stymulację.
- W przypadku pozytywnej odpowiedzi na szkodliwą stymulację (szczypanie palca u nogi), należy dostosować głębokość znieczulenia za pomocą bolusa ketaminy (6 mg/kg) dożylnie i bolusa ksylazyny (0,05 mg/kg) dożylnie i.v. i/lub dodatkowego bolusa przeciwbólowego z fentanylem (1 mcg/kg) dożylnie.
- Ułóż królika w pozycji leżącej na płycie do rozgrzewania ciała, przechylając głowę o 20° w dół i obracając ją lekko przeciwnie w stronę, na której będzie odsłonięta tętnica podobojczykowa.
- Nałóż maść do oczu i przygotuj obszar do operacji, goląc włosy nad prawym mięśniem piersiowym wokół środkowej jednej trzeciej obojczyka oraz nad czaszką czołową, ciemieniową i potyliczną, szyją i nad prawą tętnicą udową wspólną.
- Dezynfekuj skórę przez 3 minuty środkiem antyseptycznym o szerokim spektrum działania, np. jodonem powidonu.
- Przykryj królika sterylnymi prześcieradłami. Wszystkie dalsze procedury należy wykonywać w sterylnych warunkach i często stosować miejscowo 4% chlorowodorek papaweryny i roztwór antybiotyku (siarczan neomycyny 5 mg / ml), aby zapobiec skurczowi naczyń tętniczych poprzez manipulację naczyń krwionośnych i miejscowe infekcje.
- Naciekać mięsień piersiowy środkami miejscowo znieczulającymi (lidokaina 1%, maksymalnie 6 mg/kg). Wykonaj przymostkowe nacięcie skóry i przygotuj mięsień piersiowy. Za pomocą mikroskopu wypreparuj tętnicę podobojczykową i zabezpiecz ją bliższą i dystalną ligaturą (4-0 szwy polifilamentowe) wokół odsłoniętego końca. Trzymaj jedną ligaturę blisko bliższej kontroli na miejscu, aby zabezpieczyć cewnik i podwiązać naczynie dystalnie.
- Wykonaj arteriotomię w ścianie tętnicy podobojczykowej, nacinając tętnicę zakrzywionymi mikronożyczkami i kaniuluj tętnicę podobojczykową wstecznie za pomocą małego wewnątrznaczyniowego 3-drogowego kranu. Zabezpiecz cewnik za pomocą podwiązania węzła dwuwęzłowego w kierunku dystalnej ligatury, aby zapobiec skręceniu lub zgięciu tętnicy bliższej części tętnicy oraz uniknąć poślizgu lub masywnego krwawienia.
2. Monitorowanie ciśnienia krwi i gazometrii krwi tętniczej
- Podłącz 3-kierunkowy kurek zatrzymujący do i) kaniuli wewnątrznaczyniowej do analizy gazometrii krwi tętniczej (ABG), pH, PaCO2, PaO2, wodorowęglanu, nadmiaru zasady i SO2, ii) inwazyjnego urządzenia do pomiaru ciśnienia krwi tętniczej oraz iii) urządzenia zastawkowego.
- Pobieraj próbki krwi pod kątem statusu ABG (PaCO2, PaO2) i stale monitoruj standardowe parametry sercowo-naczyniowe i oddechowe (ciśnienie krwi, HR, EKG, częstość oddechów i CO2 u końca oddechu) i przesyłaj dane przez analogowy interfejs wyjściowy do przetwornika analogowo-cyfrowego/rejestratora danych i przechowuj.
UWAGA: Ciśnienie zostanie wyzerowane na poziomie serca przed i po każdej sesji, a kalibracja ciśnienia przetwornika analogowego/cyfrowego i systemu rejestracji danych zostanie wykonana raz przed rozpoczęciem serii.
3. Podstawowa angiografia odejmowania cyfrowego
- Umieść zewnętrzne urządzenie do wymiarowania (małą kulę) nad obydwoma kątami żuchwy w celu kalibracji angiogramu.
UWAGA: Pozwala to na dokładne porównanie pomiarów post hoc średnicy naczynia podstawowego i następczego. - Wykonać cyfrową angiografię subtrakcyjną (DSA) przez wsteczne wstrzyknięcie bolusa dotętniczego niejonowego jopamidolu (0,6 ml/kg, 5 ml/s przez 2 sekundy) przez tętnicę kaniulowaną i przepłukać kaniulę natychmiast po wstrzyknięciu bolusa solą fizjologiczną, aby zapobiec jej zamknięciu.
- Uzyskaj obrazy (7 obrazów w ciągu 14 sekund) układu kręgowo-podstawnego za pomocą szybkiego sekwencyjnego zapisu angiografii w pozycji skośnej lewej przedniej pod kątem 5°.
- Naciekać obszar wokół prawej tętnicy udowej wspólnej środkami znieczulającymi miejscowo (lidokaina 1%, maksymalnie 6 mg/kg). Wykonaj małe pachwinowe nacięcie skóry. Używając mikroskopu do wizualizacji, wypreparuj wspólną tętnicę udową i zabezpiecz ją bliższą i dystalną ligaturą (4-0 szwów polifilamentowych) wokół odsłoniętego końca.
- Po arterionomii kanulować tętnicę udową za pomocą pochewki 5-F. Przepłucz boczny port osłony solą fizjologiczną.
- Wprowadzić cewnik 5-F do tętnicy ramienno-głowowej przez osłonkę pod fluoroskopią. Utwórz mapę drogową, a następnie przesuń przewód prowadowy do układu kręgowo-podstawnego. Wstrzyknąć bolus niejonowego jopamidydolu (0,6 ml/kg, 5 ml/s w 2 sekundy) dla DSA zgodnie z opisem w kroku 3.2.
4. Obrót do pozycji leżącej
- Zgodnie z wyjściowym DSA należy przestawić królika z pozycji leżącej na plecach na pozycji leżącej. Należy uważać, aby nie manipulować ani nie zmieniać położenia cewników wewnątrztętniczych.
- Umieść głowę w uchwycie na głowę pod kątem 30°, skierowaną głową w dół.
5. Przebicie Cisterna Magna
- Zdezynfekuj skórę na głowie i szyi powidonem 3 razy po 1 minutę i przykryj obszar operacyjny sterylnymi prześcieradłami.
- Igłę dostępu do kręgosłupa pediatrycznego o wymiarach 22 G x 40 mm należy wprowadzić przezskórnie do cisterna magna bez wcześniejszego nacięcia skóry lub przemieszczenia mięśni.
- Upewnij się, że zwierzę jest w pełni znieczulone, upewniając się, że nie ma reakcji na przytrzaśnięcie palca u nogi przed zsunięciem igły wzdłuż kostnej zewnętrznej wypukłości potylicznej, aż do wykrycia szczeliny; nie popychaj igły dalej.
- Potwierdź prawidłowe ułożenie igły, obserwując przez kilka minut spontaniczne kapanie płynu mózgowo-rdzeniowego z głową królika pochyloną w dół pod kątem 20°.
6. Instalacja monitorowania ciśnienia śródczaszkowego i przepływu krwi w mózgu
- Po nacięciu skóry w linii środkowej i galei włóż mały retraktor chirurgiczny.
- Wykonaj trzy okrągłe osteotomie (o średnicy 2 mm) za pomocą szybkoobrotowego mikrowiertła w przedniej części czaszki zgodnie z zewnętrznymi punktami orientacyjnymi czaszki (ryc. 1)9, tj. nad opuszką węchową i obustronną czołową w celu umieszczenia urządzenia do neuromonitoringu, jeśli to konieczne. Użyj linijki ze skalą milimetrową, aby określić współrzędne rozmieszczenia otworów zadziorów w następujący sposób: Monitorowanie ciśnienia śródczaszkowego (ICP) w linii środkowej źrenicy, od jednego do dwóch mm od linii środkowej; intraparenchymalne sondy laserowo-dopplerowskie od czterech do pięciu mm z przodu i z boku bregmy (ryc. 1).
- Wizualizuj oponę twardą i wykonuj skrupulatną hemostazę: użyj wosku kostnego do hemostazy kości ze względu na jego działanie tamponadowe i wykonaj miejscową hemostazę za pomocą dwubiegunowej koagulacji opony twardej.
- Umieść końcówkę monitora ciśnienia śródczaszkowego (ICP) w prawej opuszce węchowej na głębokość 2 mm, a następnie skalibruj.
- Umieść dwie laserowo-dopplerowskie sondy przepływowo-cienkoigłowe za pomocą zewnętrznego systemu zacisków i włóż je do odpowiednich otworów w prawej i lewej półkuli czołowej po stronie układu komorowego, tj. w linii środkowej, aby uniknąć zakłóceń płynu mózgowo-rdzeniowego. Umieść sondy igłowe na głębokości 2.5 mm.
- Po umieszczeniu sond do neuromonitoringu należy uszczelnić wszystkie otwory w zadziorach grubą zatyczką z wosku kostnego, aby czaszka była szczelna.
- Pomiar wyjściowych parametrów średniego ciśnienia tętniczego krwi (MAP), ICP i przepływu krwi w mózgu (CBF) za pomocą monitora wieloparametrowego i czterokanałowego laserowo-dopplerowskiego monitora perfuzji krwi tkankowej.
7. Indukcja bocznikowa
- Podłącz igłę dostępu do rdzenia kręgowego w cisterna magna do wcześniej cewnikowanej tętnicy podobojczykowej za pomocą rurki do monitorowania ciśnienia wypełnionej krwią. Użyj 3-kierunkowego kranu do pomiaru ciśnienia krwi i jako portu pobierania próbek krwi.
UWAGA: Nasilenie SAH zależy od ilości krwi i można je z grubsza oszacować na podstawie rozległości skrzepów podpajęczynówkowych w czasie pobierania mózgu5,11. - Stale monitorować MAP, HR, EKG, częstość oddechów i CO2 w końcówce oddechu przy częstotliwości próbkowania 1 Hz od 6 minut przed do co najmniej 20 minut po SAH.
- Upewnij się, że zwierzę jest w pełni znieczulone, upewniając się, że nie ma reakcji na uszczypnięcie palca u nogi przed otwarciem połączenia zastawkowego między tętnicą podobojczykową a cisterna magna w celu wywołania SAH przez gradient ciśnienia.
UWAGA: Kontrolowany SAH można osiągnąć, zamykając bocznik w dowolnym punkcie czasowym (np. na żądanym poziomie ICP). - Rejestruj wartości w stanie ustalonym w okresie około 15 minut.
- Po osiągnięciu szczytu ICP należy utrzymać igłę dostępu rdzeniowego na miejscu, aż ICP powróci do stanu ustalonego zbliżonego do wartości wyjściowych. Jeśli plateau ICP utrzymuje się przez ponad 10 sekund lub jeśli ICP zmniejsza się spontanicznie, zamknij bocznik.
- Usuń sondy cienkoigłowe CBF i sondę ICP, zatkaj otwory w zadziorach woskiem kostnym, usuń wszystkie cewniki (w tym cewnik podobojczykowy, ponieważ manipulacja cewnika z kolejnym krwawieniem wiąże się z wysoką zachorowalnością i śmiertelnością oraz zwiększa częstość infekcji), wykonaj rygorystyczne irygowanie ran siarczanem neomycyny i zszyj skórę.
8. Postępowanie pooperacyjne
- Zabieg trwa około 2 godzin. Ze względu na okres półtrwania ketaminy i ksylazyny, czas rekonwalescencji zwierzęcia jest dość krótki - około 1 godziny. Podczas rekonwalescencji zwierzęta są trzymane pod lampą grzewczą. Dodatkowe płyny nie są dostarczane. Podczas tej początkowej fazy rekonwalescencji pooperacyjnej należy stosować buprenorfinę w dawce 0,02 mg/kg s.c. co 8 godzin przez 24 godziny.
- Nałóż przezskórne plastry z matrycą fentanylową uwalniające 12,5 μg/h w ogoloną okolicę szyi zwierząt, aby uzyskać skuteczną analgezję w ciągu następnych 72 godzin.
- Nie pozostawiaj zwierzęcia bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą na mostku.
- Nie należy zwracać zwierzęcia, które przeszło operację w towarzystwie innych zwierząt, dopóki nie zostanie w pełni wyleczone.
9. Kontynuacja cyfrowej angiografii subtrakcyjnej w celu oceny DCVS w dniu 3
- Wykonaj kroki od 1.1 do 3.6 zgodnie z powyższym opisem.
- Poddać zwierzęta eutanazji przez wstrzyknięcie dotętnicze tiopentalu sodu (40 mg/kg) (Pentothal, Ospedalia AG, Hünenberg, Szwajcaria). W przypadkach, gdy potrzebna jest histologia i immunohistochemia, należy wykonać perfuzję wewnątrzsercową w RT przy ciśnieniu perfuzji 100 cmH2O.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Opisany w niniejszym raporcie model przeciągu krwi królika w SAH powoduje wystąpienie EBI w hipokampie (Rysunek 2A, B), korze podstawnej (Rysunek 2A, B) oraz w naczyniach mózgowych (Rysunek 2C) już 24 h po urazie i wykazuje charakterystyczny rozkład krwi (Rysunek 2D)8. Ponadto model ten wywołuje umiarkowany do ciężkiego stopień DCVS w trzeciej dobie po indukcji SAH (Rysunek 3)10. Śmiertelność wynosi...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Model zastawki wytwarza patologię podobną do obserwowanej u ludzi po ostrym SAH3,8,10. Sugeruje się, że EBI może nasilać, utrzymywać, a nawet wyzwalać DCVS12, i jako taki model ten może pomóc w badaniu zarówno wczesnej, jak i późnej fazy DCVS, w tym interakcji EBI i DCVS po SAH. W szczególności powtarzalne techniki monitorowania DCVS in vivo , w tym DSA13, angiografia tomografii komputerowej14 i przezczaszkowy Doppler15 , są łatwiej stosowane u królików niż ...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Żaden. Autorzy nie mają żadnego interesu finansowego ani komercyjnego w żadnym z użytych leków, materiałów lub sprzętu. Nie otrzymano żadnych konkretnych funduszy na te prace. Autorzy ponoszą wyłączną odpowiedzialność za projekt i przebieg prezentowanego badania i nie zgłaszają konfliktu interesów dotyczącego materiałów i metod wykorzystanych w tym badaniu lub ustaleń określonych w artykule. Potwierdzają one przestrzeganie norm etycznych. Badanie zostało przeprowadzone zgodnie z wytycznymi National Institutes of Health dotyczącymi opieki i wykorzystania zwierząt doświadczalnych oraz za zgodą Komitetu ds. Opieki nad Zwierzętami Kantonu Berno w Szwajcarii (zatwierdzenie #109/07 i #107/09).
Podziękowania
Autorzy dziękują Laurie von Melchner, Bern University Hospital, Department of Neurosurgery, Bern, Szwajcaria, za korektę i redakcję manuskryptu oraz Paskusowi Jeremiahowi, Boston Children's Hospital, Boston, MA za korektę wstępnego szkicu. Doceniamy umiejętne zarządzanie opieką nad zwierzętami, znieczulenie i pomoc operacyjną ze strony Daniela Mettlera, DVM, Maxa Müllera, DVM, Daniela Zalokara i Olgici Beslac, Eksperymentalnego Instytutu Chirurgicznego, Wydziału Badań Klinicznych, Uniwersytetu w Bernie, Berno, Szwajcaria. Dziękujemy Michaelowi Lenschowi, naczelnemu pielęgniarzowi ds. badań na Wydziale Intensywnej Terapii Szpitala Uniwersyteckiego w Bernie i na Uniwersytecie w Bernie w Bernie w Szwajcarii, za monitorowanie danych w czasie rzeczywistym i przetwarzanie parametrów fizjologicznych. Dziękujemy Edinowi Nevzatiemu, Carlowi Muroi i Salome Erhardt za ich doskonałą pomoc techniczną i operacyjną w laboratorium.
Ta praca była wspierana przez Departament Intensywnej Terapii Szpitala Uniwersyteckiego w Bernie i Uniwersytetu w Bernie, Berno, Szwajcaria, Departament Badań Klinicznych, Uniwersytet w Bernie, Berno, Szwajcaria, oraz Fundusz Badawczy z Kantonsspital Aarau, Aarau, Szwajcaria. Dziękujemy firmie Elsevier za zgodę na przedruk rysunków 1 i 2.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Sprzęt | |||
| Mikroskop operacyjny | Zeiss, Jena, Niemcy | Mikroskop chirurgiczny Zeiss, OPMI-MD | |
| Sprzęt chirurgiczny | B. Braun, Niemcy | Kleszcze medyczne nr 5; nożyczki do naczyń 8 cm; mikroklips 4 mm | |
| Respirator | Hugo Sachs | ||
| Maszynka do strzyżenia włosów | Maszynka chirurgiczna 3M | Zestaw startowy 9667A | |
| Ciepła płyta do ciała | FHC | ||
| Analizator parametrów krytycznych krwi | Radiometr, Kopenhaga, Dania | ABL 725 | |
| Monitorowanie pracy serca | Camino Multi-Parameter Monitor, Integra, Plainsboro, NJ, US | AP-05 | |
| Analiza oprogramowania | BIOPAC Systems, Inc., Goleta, CA, USA | Oprogramowanie Biopac MP100 i acqKnowledge, wersja 3.8.1 | |
| Analiza oprogramowania | ImagePro Discovery, MediaCybernetics, Silver Spring, MD, USA | Wersja Image-Pro Plus | |
| Aparatura do angiografii | DFP 2000 A-Toshiba | MIIXR0001EAA | |
| monitor ICP | Camino Laboratories, San Diego, Kalifornia, USA | Monitor ICP, model 110-4B | |
| Monitor przepływu krwi | Oxford Optronix Ltd., Oxford, Wielka Brytania | Roztwór mikrosferyczny CAL KIT | |
| Laserowo-dopplerowskie sondy przepływowe cienkoigłowe | Oxford Optronix Ltd., Oxford, Wielka Brytania | MNP110XP, średnica 0,48 mm | |
| Rurka ciśnieniowa | B. Braun, Germay | PE 1,0 mm i razy 2,0 mm | |
| Monitor anestezjologiczny | GE Medical Systems, Szwajcaria | Materiał monitora Datex S5 | |
| Cewnik | |||
| naczyniowy 20 G | dożylny Smiths Medical | Jelco, REF 4057 | |
| Trzykanałowy cewnik do żyły centralnej 5,5 F | Złącza, Tagelswangen, Szwajcaria | Cewnik silikonowy STH-C040 | |
| igła 22 G x 40 mm | Emergo Group Inc., Holandia | ||
| Szybkoobrotowa mikrowiertarka | Stryker, Solothurn, Szwajcaria | 5400-15 | |
| Wosk kostny | Ethicon, Johnson & Johnson,NJ, Stany Zjednoczone | ETHW31G | |
| Kleszcze dwubiegunowe | Aesculap, Inc., PA, Stany Zjednoczone | US349SP | |
| Ketamin | Dowolny produkt generyczny | ||
| Ksylazyna | Dowolny produkt generyczny | ||
| Buprenorfina | Dowolny produkt generyczny | ||
| Fentanyl | Dowolny produkt generyczny | ||
| Transdermalne plastry z matrycą fentanylową | Dowolny produkt generyczny | ||
| Lidokaina 1% | Dowolny produkt generyczny | ||
| 4% papaweryny HCl | Każdy produkt generyczny | ||
| Siarczan neomycyny | Research Organics Inc., OH, USA | Dowolny produkt generyczny | |
| Powidon-jod | Każdy produkt generyczny | ||
| 0,9% chlorek | Dowolny produkt generyczny | ||
| Iopamidol | Abott Laboratories, IL, USA | Dowolny produkt generyczny | |
| 3-0 szew wchłanialny | Ethicon Inc., USA | VCP824G | |
| 5-0 szew niewchłanialny | Ethicon Inc., USA | 8618G | |
| 4-0 nici polifilamentowe | Ethicon Inc., USA | VCP284G |
Bibliografia
- Taylor, T. N., et al. Lifetime cost of stroke in the United States. Stroke; a journal of cerebral circulation. 27, 1459-1466 (1996).
- Kikkawa, Y., Kameda, K., Hirano, M., Sasaki, T., Hirano, K. Impaired feedback regulation of the receptor activity and the myofilament Ca2+ sensitivity contributes to increased vascular reactiveness after subarachnoid hemorrhage. Journal of cerebral blood flow and metabolism : official journal of the International Society of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 30, 1637-1650 (2010).
- Marbacher, S., Fandino, J., Kitchen, N. D. Standard intracranial in vivo animal models of delayed cerebral vasospasm. British journal of neurosurgery. 24, 415-434 (2010).
- Marbacher, S., Neuschmelting, V., Graupner, T., Jakob, S. M., Fandino, J. Prevention of delayed cerebral vasospasm by continuous intrathecal infusion of glyceroltrinitrate and nimodipine in the rabbit model in vivo. Intensive care medicine. 34, 932-938 (2008).
- Zhou, M. L., et al. Comparison between one- and two-hemorrhage models of cerebral vasospasm in rabbits. Journal of neuroscience. 159, 318-324 (2007).
- Vatter, H., et al. Time course in the development of cerebral vasospasm after experimental subarachnoid hemorrhage: clinical and neuroradiological assessment of the rat double hemorrhage model. Neurosurgery. 58, 1190-1197 (2006).
- Lee, J. Y., Sagher, O., Keep, R., Hua, Y., Xi, G. Comparison of experimental rat models of early brain injury after subarachnoid hemorrhage. Neurosurgery. 65, 331-343 (2009).
- Marbacher, S., et al. A new rabbit model for the study of early brain injury after subarachnoid hemorrhage. Journal of neuroscience. 208, 138-145 (2012).
- Marbacher, S., et al. Outer skull landmark-based coordinates for measurement of cerebral blood flow and intracranial pressure in rabbits. Journal of neuroscience methods. 201, 322-326 (2011).
- Marbacher, S., et al. Extra-intracranial blood shunt mimicking aneurysm rupture: intracranial-pressure-controlled rabbit subarachnoid hemorrhage model. Journal of neuroscience. 191, 227-233 (2010).
- Sugawara, T., Ayer, R., Jadhav, V., Zhang, J. H. A new grading system evaluating bleeding scale in filament perforation subarachnoid hemorrhage rat model. J Neurosci Methods. 167, 327-334 (2008).
- Macdonald, R. L. Delayed neurological deterioration after subarachnoid haemorrhage. Nature reviews. Neurology. 10, 44-58 (2014).
- Zhang, Z. W., et al. Platelet-derived growth factor-induced severe and chronic vasoconstriction of cerebral arteries: proposed growth factor explanation of cerebral vasospasm. Neurosurgery. 66, 728-735 (2010).
- Laslo, A. M., Eastwood, J. D., Chen, F. X., Lee, T. Y. Dynamic CT perfusion imaging in subarachnoid hemorrhage-related vasospasm. AJNR. American journal of neuroradiology. 27, 624-631 (2006).
- Shao, Z., et al. Effects of tetramethylpyrazine on nitric oxide/cGMP signaling after cerebral vasospasm in rabbits. Brain research. 1361, 67-75 (2010).
- Bederson, J. B., Germano, I. M., Guarino, L. Cortical blood flow and cerebral perfusion pressure in a new noncraniotomy model of subarachnoid hemorrhage in the rat. Stroke; a journal of cerebral circulation. 26, 1086-1091 (1995).
- Veelken, J. A., Laing, R. J., Jakubowski, J. The Sheffield model of subarachnoid hemorrhage in rats. Stroke; a journal of cerebral circulation. 26, 1279-1283 (1995).
- Zakhartchenko, V., et al. Cell-mediated transgenesis in rabbits: chimeric and nuclear transfer animals. Biology of reproduction. 84, 229-237 (2011).
- Capecchi, M. R. Gene targeting in mice: functional analysis of the mammalian genome for the twenty-first century. Nature reviews. Genetics. 6, 507-512 (2005).
- Flisikowska, T., et al. Efficient immunoglobulin gene disruption and targeted replacement in rabbit using zinc finger nucleases. PloS one. 6, e21045(2011).
- Nakajima, M., et al. Effects of aging on cerebral vasospasm after subarachnoid hemorrhage in rabbits. Stroke. 32, 620-628 (2001).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
Tagi
Model krwotoku podp oneczniowegokontrola ci nienia wewn trzczaszkowegokaniulacja t tnicy podobojczykowejcyfrowa angiografia subtrakcyjnaumieszczenie sondy neuromonitoringowejig a do dost pu do kana u kr gowegomonitorowanie przep ywu krwi m zgowejwczesne uszkodzenie m zguop niony skurcz naczy m zgowych
