Tutaj prezentujemy protokół do badania immunologii odrzucenia. Przedstawiony model chirurgiczny informuje o krótkim czasie operacji i zwięzłej technice. W zależności od kombinacji szczepu dawca-biorca, w przeszczepionej nerce może rozwinąć się ostre odrzucenie komórkowe lub przewlekłe uszkodzenie przeszczepu allogenicznego, zdefiniowane przez zwłóknienie śródmiąższowe i zanik kanalików słuchowych.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Przeszczep nerki u myszy: modele odrzucenia przeszczepu allogenicznego
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Odrzucenie przeszczepionej nerki u ludzi jest nadal główną przyczyną zachorowalności i śmiertelności. Mysi model przeszczepu nerki wiernie odwzorowuje zarówno techniczne, jak i patologiczne procesy zachodzące w przeszczepie nerki u ludzi. Chociaż istnieją mysie modele odrzucenia allogenicznego w narządach innych niż nerka i są one bardziej technicznie wykonalne, istnieją dowody na to, że różne narządy wywołują różne tryby i dynamikę odrzucenia, na przykład przebieg odrzucenia w czasie alloprzeszczepu serca i nerki różni się znacznie w niektórych kombinacjach szczepów. Model ten jest atrakcyjnym narzędziem z wielu powodów, pomimo wyzwań technicznych. Ponieważ haplotypy szczepu myszy wsobnych są dobrze scharakteryzowane, możliwe jest wybranie kombinacji dawcy i biorcy w celu modelowania ostrego odrzucenia przeszczepu allogenicznego poprzez przeszczepienie przez loci MHC klasy I i II. I odwrotnie, poprzez przeszczepianie między szczepami o podobnych haplotypach, można wywołać przewlekły proces, w którym w nerce przeszczepu allogenicznego rozwija się zwłóknienie śródmiąższowe i zanik kanalików wodnych. Zmodyfikowaliśmy technikę chirurgiczną, aby skrócić czas operacji i poprawić łatwość operacji, jednak nadal trzeba pokonać krzywą uczenia się, aby wiernie odtworzyć model. Badanie to dostarczy kluczowych punktów w procedurze chirurgicznej i wspomoże proces ustanawiania tej techniki.
Wprowadzenie
Udane przeszczepienie nerki w leczeniu niewydolności nerek zostało po raz pierwszy opisane w 1955 roku między bliźniętami jednojajowymi1, od tego czasu stało się rewolucyjnym sposobem leczenia pacjentów ze schyłkową niewydolnością nerek na całym świecie, oferując zarówno poprawę długości, jak i jakości życia2. Jednak długoterminowe przeżycie przeszczepu jest utrudnione przez wiele procesów patologicznych prowadzących do przewlekłego uszkodzenia przeszczepu allogenicznego3.
Odrzucenie przeszczepionej nerki u ludzi pozostaje główną przyczyną zachorowalności, pomimo znacznego postępu w schematach immunosupsesyjnych. Celem opracowania mysiego modelu przeszczepu nerki jest dokładne odtworzenie procesu i patologii występujących w przeszczepieniu nerkiu człowieka 4. Skoskiewicz i wsp. Po raz pierwszy opisano mysi model przeszczepu nerki w 1973 roku5. Chociaż wymagane są zaawansowane umiejętności mikrochirurgiczne, jest to cenne narzędzie z kilku powodów: genom myszy został dobrze scharakteryzowany i istnieje wiele różnych metod i technik eksperymentalnych dostępnych do badań na myszach.
Wiele grup korzystających z mysiego modelu przeszczepu nerki używało przeszczepionej nerki jako organu podtrzymującego życie, jednak w innych badaniach i w opisanej przez nas metodologii jedna z rodzimych nerek myszy biorcy jest pozostawiona in situ na czas trwania eksperymentu4. Zaletą jest to, że mysz przechodzi pojedyncze znieczulenie i operację, zmniejszając w ten sposób zachorowalność na mysz i ryzyko śmierci z powodu drugiego zabiegu. Dodatkowo mysz nie cierpi z powodu niepożądanych skutków stopniowej niewydolności nerek.
Chociaż modele odrzucenia allogenicznego istnieją w innych organach, takich jak serce i skóra, nie zawsze są one bezpośrednio związane z przeszczepem nerki. Istnieją dowody na to, że modele te wywołują różne tryby i dynamikę odrzucenia, na przykład przebieg odrzucenia w czasie w alloprzeszczepie serca i alloprzeszczepie nerkowym różni się znacznie w niektórych kombinacjach szczepów6. Opisaliśmy wzorce ostrego odrzucania alloprzeszczepu nerkowego u dawców BALB / c u nietransgenicznych myszy FVB / nj, model ten wykazał uszkodzenie za pośrednictwem komórek z akumulacją limfocytów T i makrofagów7. Alternatywnie opisaliśmy również model przewlekłego uszkodzenia przeszczepu allogenicznego, który wykazuje zwłóknienie śródmiąższowe i zanik kanalików słuchowych, co wynika z przeszczepienia nerki od dawców C57BL / 6BM12 do biorców C57BL / 6, ponieważ myszy te charakteryzują się pojedynczym niedopasowaniem loci MHC klasy II 8.
Wiele aspektów transplantacji zostało zbadanych przy użyciu mysiego modelu przeszczepu nerki, w tym ostre odrzucenie, odrzucenie komórkowe i humoralne, niedokrwienie uszkodzenia reperfuzyjnego i testowanie nowych środków terapeutycznych. Zmodyfikowaliśmy technikę chirurgiczną, aby skrócić czas operacji i poprawić łatwość operacji. W szczególności opisaliśmy równoczesne przygotowanie dawcy i biorcy oraz uproszczoną technikę zespolenia naczyniowego z wykorzystaniem ciągłego zespolenia z plastrem aortalnym. Ten film i manuskrypt dostarczą kluczowych punktów, które pomogą w ustaleniu tej techniki.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Odpowiednia krajowa i lokalna etyka instytucjonalna powinna być wprowadzona przed przeprowadzaniem eksperymentów na zwierzętach. W szczególności w Zjednoczonym Królestwie następujące eksperymenty zostały przeprowadzone na podstawie Ustawy o zwierzętach (procedury naukowe) z 1986 r. W przypadku, gdy dwóch mikrochirurgów jest dostępnych do jednoczesnej operacji, chirurg dawca powinien wykonać kroki od 1,1 do 1,16, a następnie od 3,1 do 3,5, podczas gdy chirurg biorca wykonuje czynności od 2,1 do 2,8. W przypadku jednego operatora kroki mogą być wykonywane sekwencyjnie.
1. Przygotowanie dawcy
Uwaga: Przedstawiona tutaj procedura dotyczy samców myszy C57BL/6BM12 dawców i biorców C57BL/6 w wieku od 8 do 16 tygodni o masie ciała większej niż 20 g. Jednak ta procedura może być odtwarzalnie wykonywana na różnych szczepach myszy. Dane przedstawione w sekcji wyników reprezentatywnych uzyskano od myszy C57BL/6, C57BL/6BM12 i BALB/c.
- Zabiegi należy przeprowadzać przy użyciu sterylnych narzędzi chirurgicznych i materiałów eksploatacyjnych (autoklawowanych), starając się, aby obszar operacyjny był jak najbardziej sterylny. Preparat dawcy należy wykonać jednocześnie z preparatem biorcy, jeśli dostępnych jest dwóch chirurgów.
- Znieczulić mysz wstrzyknięciem dootrzewnowym (igła 31G) medetomidyny (0,5 mg/kg) i chlorowodorku ketaminy (200 mg/kg). Powoduje to, że płaszczyzna znieczulenia jest utrzymywana przez 4 godziny, co zapewnia wystarczająco dużo czasu na wykonanie całej procedury. Znieczulenie uzupełniające nie jest konieczne.
- Upewnij się, że mysz jest znieczulona (brak reakcji na szczypanie palca).
- Ogol brzuch myszy i usuń luźne włosy za pomocą taśmy klejącej.
- Połóż mysz na plecach na sterylnie udrapowanej podgrzewanej macie i luźno unieruchamij kończyny sterylną taśmą maskującą.
- Monitoruj mysz przez cały czas trwania procedury pod kątem oparzeń termicznych. Jeśli to możliwe, użyj nieelektrycznego źródła ciepła.
- Nałóż smar do oczu i zdezynfekuj ścianę brzucha rozcieńczonym roztworem jodu.
- Wykonaj nacięcie w linii środkowej brzucha, aby wejść do jamy otrzewnej i włóż 3-centymetrowy retraktor brzuszny Calibri.
- Zastosuj podgrzaną sól fizjologiczną, aby jelita i obszar operacyjny były wilgotne i uniknęły niepotrzebnego wysuszenia wnętrzności.
- Przykryj mysz sterylnymi zasłonami i przesuń jelita w lewo operatora (po prawej stronie myszy), aby odsłonić aortę, żyłę główną i lewą nerkę.
- Przyłóż kleszcz zapadkowy do żołądka i pociągnij mocniej, aby całkowicie odsłonić główne naczynia i lewą nerkę. Zapakuj wilgotne sterylne waciki (2 mm x 2 mm) do jamy brzusznej, aby cofnąć tkanki z obszaru operacyjnego, takie jak płaty wątroby, pęcherzyki nasienne i jelita.
- Odizoluj lewą nerkę od otaczających przystawek, tłuszczu i lewego nadnercza w jamie otrzewnej, tępo wycinając tkankę łączną za pomocą kleszczy z cienką końcówką. Umieść zamknięte końcówki kleszczy między obszarami, które należy oddzielić i powoli pozwól, aby końcówki kleszczy otworzyły się, aby rozciąć przestrzeń.
- Odizoluj lewą żyłę nerkową, podwiązując, a następnie dzieląc lewą żyłę nadnerczy i lewą żyłę gonadalną nylonem 9/O. Umieść szew blisko żyły nerkowej.
- Podwiązać i podzielić moczowód szwem jedwabnym 7/O w pobliżu pęcherza moczowego, pozostawiając długie końce szwu. Te długie końce szwów będą używane podczas pobierania nerki i są niezbędne do zespolenia moczowodowego.
- Aby zmobilizować i w pełni wypreparować aortę i żyłę główną wyżej i niżej od tętnicy nerkowej i żyły, użyj kleszczyków z cienką końcówką, aby tępo wypreparować naczynia limfatyczne i tłuszcz z przodu i po bokach naczyń.
- Znajdź płaszczyznę tkanki między aortą a żyłą główną i powoli rozłóż kleszcze. Powoli otwórz końcówki kleszczy z cienką końcówką, aby rozprowadzić tkankę przy minimalnym urazie.
- Zawiąż luźny jedwab 7/O wokół aorty górnej i dolnej od tętnicy nerkowej, przesuwając kątowe kleszcze z cienką końcówką wokół tylnej części naczyń i przeciągając szew. Szwy te zostaną zaciśnięte przed pobraniem nerki, aby umożliwić wsteczną perfuzję roztworu University of Wisconsin.
2. Przygotowanie odbiorcy
Zgodnie z przygotowaniem dawcy wykonaj kroki od 1.2 do 1.8.
- Przesuń jelita w prawo operatora (w lewo myszy), aby odsłonić aortę, żyłę główną. Przykryj jelita sterylnym wacikiem nasączonym solą fizjologiczną.
- Wykonaj prawą nefrektomię, podwiązując prawą tętnicę nerkową i żyłę razem ze szwem jedwabnym 7/0, a następnie podziel.
- Podwiązać prawy moczowód szwem jedwabnym 7/O i podzielić.
- Zmobilizować i całkowicie wypreparować aortę i żyłę główną dolną do tętnicy nerkowej i żyły, jak opisano w krokach 1.14 i 1.15. Upewnij się, że należy przeprowadzić całkowite rozwarstwienie między aortą a żyłą główną. Zadbaj o zachowanie wewnętrznej tętnicy nasiennej, która biegnie przed żyłą główną i aortą wraz z pęczkiem limfatycznym.
- Zidentyfikuj naczynia lędźwiowe biegnące w zaotrzewnowej od żyły głównej i żyły do kręgosłupa, podwiązaj jedwabiem 9/O w ciągłości, nie ma potrzeby dzielenia naczyń.
- Zidentyfikuj wystarczającą ilość miejsca do umieszczenia klamer mikronaczyniowych z odstępem między nimi na zespolenia naczyniowe.
- Podawać heparynę dożylnie (5 jednostek) przez grzbietową żyłę prącia.
3. Pobieranie nerki od dawcy
Zaciśnij jedwabne opaski 7/O, które zostały umieszczone wokół dolnej i górnej aorty, aby odizolować nerkę od krążenia tętniczego.
- Wlej wsteczne zimno 0,2 – 0,5 ml roztworu University of Wisconsin za pomocą igły (31G) do aorty.
- Podziel aortę w szwach i podziel żyłę nerkową na jej styku z żyłą główną, aby usunąć nerkę i tętnicę nerkową o długości aorty. Podziel naczynia lędźwiowe wychodzące z aorty, jeśli są obecne, bez podwiązania.
- Umieść nerkę w zimnym roztworze soli fizjologicznej na sterylnym waciku w naczyniu hodowlanym.
- Poddaj eutanazji mysz dawcy przez zwichnięcie szyjki macicy.
4. Przeszczep nerki – przygotowanie nerki
- Utwórz łatkę aortalną, dzieląc ścianę aorty wzdłużnie naprzeciwko tętnicy nerkowej. Zidentyfikuj wszelkie światła naczyń w plastrach, które należy podwiązać lub unikać podczas wykonywania zespolenia tętniczego.
- Umieść szew 10/O od zewnątrz do wewnątrz światła żyły nerkowej powyżej, a drugi oddzielny szew niżej. Szwy używane do podziału żyły nadnerczy i żyły gonadalnej mogą być używane do orientacji naczynia.
- Umieść nerkę w prawym boku biorcy (ryc. 1.1) i upewnij się, że szwy są dobrze umieszczone, aby zapewnić wykonanie zespoleń naczyniowych bez splatania szwów w wacikach lub innych instrumentach.
5. Przeszczep nerki – zespolenie naczyniowe
Zastosuj najpierw zaciski mikronaczyniowe niżej, a następnie górnie, obejmujące żyłę główną i aortę.
- Wykonaj wentomię za pomocą igły (31G), nakłuwając przednią ścianę żyły głównej. Wypłukać krew z żyły głównej, wstrzykując około 50 μl 0,9% NaCl.
- Poszerzyć venotomię za pomocą kleszczy z cienką końcówką, otwierając je w obrębie wenotomii tak, aby długość była równa średnicy żyły nerkowej dawcy.
- Szew górny 10/O (który znajduje się już w świetle żyły nerkowej) należy umieścić najpierw na wierzchołku wenotomii (ryc. 1.2) i połączyć tylną ścianę zespolenia w szwie biegnącym, aż do osiągnięcia wierzchołka dolnego (ryc. 1.3).
- Założyć szew dolny 10/O i najpierw zawiązać pojedynczym węzłem (ryc. 1.4), a następnie przywiązać do szwu biegnącego od tylnej ściany.
- Za pomocą szwu dolnego utworzyć przednią ścianę zespolenia (ryc. 1.5) za pomocą szwu biegnącego i przywiązać do końca szwu górnego na wierzchołku górnym (ryc. 1.6).
- Utwórz aortomię, podnosząc ścianę aorty kleszczami i przecinając eliptyczną łatkę nożyczkami (w przybliżeniu aortomia powinna stanowić jedną piątą obwodu aorty i trzy razy więcej niż światło tętnicy nerkowej).
- Umieść szew 10/O w górnym punkcie łaty aortalnej od zewnątrz do wewnątrz (ryc. 1.7) i przejdź przez aortę, aby zawiązać na zewnątrz naczynia na górnym wierzchołku aortomii.
- Utworzyć zespolenie tętnicze z ciągłym szwem zaczynającym się wyżej (ryc. 1.8) zespolenie plastra dawcy z aortą biorcy, należy uważać, aby nie zwęzić zespolenia poprzez zbyt mocne zawiązanie szwu (ryc. 1.9).
- Najpierw usuń dolne zaciski naczyniowe, a następnie górny zacisk, aby ponownie zronić nerkę (ryc. 1.10 i 1.11). Widoczna perystaltyka moczowodu może być widoczna, jeśli zostanie osiągnięte odpowiednie ukrwienie moczowodu.
6. Przeszczep nerki – zespolenie moczowodu
- Oddziel wszelkie przyczepy pęcherza moczowego od ściany brzucha.
- Przełóż igłę (21G) od lewej do prawej strony pęcherza moczowego przez obie ściany.
- Umieść proste końcówki kleszczyków w świetle igły i przełóż obie z powrotem przez pęcherz tak, aby kleszcze przechodziły teraz od prawej do lewej strony pęcherza.
- Przeciągnąć szew na moczowodzie dawcy przez pęcherz moczowy tak, aby moczowód przeszedł w lewym ubytku pęcherza moczowego, a następnie wyszedł z prawej strony.
- Zszyj przydankę moczowodu do przydanki pęcherza moczowego trzema pojedynczymi przerwanymi szwami wokół punktu wejścia za pomocą nylonowego szwu 9/O na okrągłej igle.
- Przeciąć moczowód proksymalnie do ligatury, otwierając w ten sposób moczowód, aby umożliwić przepływ moczu i umożliwić wycofanie się końca moczowodu do trzonu pęcherza. Widoczne wydzielanie moczu może być obserwowane wraz z krwawieniem z naczyń okołomoczowodowych.
- Ubytek pęcherza moczowego po prawej stronie zamknąć pojedynczym przerwanym szwem jedwabnym 9/O.
7. Rekonwalescencja i opieka pooperacyjna
Zamień wnętrzności przewodu pokarmowego na brzuch w ich pierwotnej orientacji i zamknij ścianę brzucha, przybliżając mięśnie proste za pomocą wchłanialnego szwu 6/O.
- Przybliż skórę za pomocą metalowych klipsów do skóry.
- Częściowe odwrócenie znieczulenia polega na podskórnym wstrzyknięciu chlorowodorku atipamazolu (10 μl/g).
- Środek przeciwbólowy należy podawać podskórnie chlorowodorkiem buprenorfiny (0,05 mg/kg), a w celu wstrzyknięcia płynów podać 1 ml podskórnego 0,9% NaCl.
- Odzyskać mysz w komorze grzewczej w temperaturze 28 °C przez 24 do 48 godzin. Obserwuj mysz pod kątem choroby aż do zakończenia eksperymentu.
- Usuń metalowe klipsy do skóry 7 – 10 dni po operacji.
- Po zakończeniu eksperymentu należy poddać mysz eutanazji przez zwichnięcie szyjki macicy.
- Usuń i zbierz przeciwległą nerkę i przeszczep allogeniczny do analizy histologicznej.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Odrzucenie przeszczepu nerki można ocenić poprzez analizę histologiczną preparatów tkanek przeszczepionej nerki utrwalonych w methacarnie i zatopionych w parafinie (Rysunek 2). Izotransplantacja nerek między myszami syngenicznymi prowadzi do niedokrwienno-reperfuzyjnego uszkodzenia nerek, jednak do 4. tygodnia kanalikom udaje się zregenerować, a ich obraz histologiczny staje się porównywalny z nerkami natywnymi. Ostre odrzucenie można modelować poprzez transplantację nerek od myszy C57BL/6 do biorców BAL...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Najdokładniej opisanym sposobem wykonania zespolenia tętniczego jest użycie dystalnej aorty dawcy, z tętnicą nerkową w ciągu, w sposób end-to-side do aorty biorcy. Opisujemy stosowanie plastra aortalnego, podobnego do "plastra Carrella", odzwierciedlającego tę wykonywaną w przypadku przeszczepu nerki u ludzi, która naszym zdaniem jest wygodniejsza. Chociaż doniesienia w literaturze na temat czasu operacji dawcy i biorcy są rzadkie, uważamy, że preferowane jest użycie łaty aortalnej do aorty biorcy zamiast aorty od począt...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Finansowanie z Kidney Research UK, The Royal College of Surgeons of Edinburgh i Europejskiego Towarzystwa Transplantacji Narządów wsparło to badanie.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Narzędzia chirurgiczne | |||
| nożyczki preparacyjne | Narzędzia do nauki | 14072-10 | Do cięcia skóry |
| Zakrzywione nożyczki Castoviejo | Fine Science Tools | 15017-10 | Do cięcia tkanek |
| Nożyczki sprężynowe – proste | Fine Science Tools | 15000-08 | Do cięcia szwów |
| Kleszcze zębate 1x2 zęby | Fine Science Tools | 11021-12 | |
| 2 x kleszczyki z cienką końcówką (Dumont No.5) | Fine Science Tools | 11251-20 | |
| Kątowe kleszczyki z cienką końcówką (Dumont nr 5/45) | Narzędzia do nauki | 11253-25 | Do preparowania |
| Zakrzywione kleszcze z cienką końcówką (Dumont nr 7) | Narzędzia do nauki o naczyniach | 11273-22 | Przydatne do przechodzenia wokół naczyń |
| Zakrzywiony Crile Haemostat | Fine Science Tools | 1300-04 | |
| Aplikator z mikroklipsem z zamkiem | Fine Science Tools | 18056-14 | |
| 2 x Micro serfinens szerokość sprężyny 2 mm, długość szczęk 4 mm | Fine Science Tools | 18055-04 | Zaciski mikronaczyniowe |
| 2 x zwijacz drutu Colibri 3 cm | Fine Science Tools | 17000-03 | |
| Uchwyt na igły Castroviejo z zamkiem | Fine Science Tools | 120660-01 | |
| Aplikator do spinania ran | Fine Science Tools | 12031-07 | |
| Klipsy do ran 7 mm | Fine Science Narzędzia | 12032-07 | Usuń 7 do 10 dni po zabiegu |
| Sprzęt | |||
| Mikroskop piko OPMI | Carl Zeiss | S100 | |
| Termiczna jednostka kauteryzacyjna z cienką końcówką | Geiger | 150A | |
| Elektroniczna podkładka grzewcza | Cozee Cumfort | n/a | |
| Euroklav 23-S | Melag | n/a | Autoklaw< |
| 7/O Szew pleciony jedwabny | Pearsall | 30514 | |
| 10/O Szew Dafilon (poliamid) | B-Braun | ||
| 6/O Vicryl (plygalektyna) | Ethicon | W9537 | |
| Igła do ukosu zwykłego, 1 cal, 21G | Bection, Dickinson and Company | 305175 | Do zespolenia moczowodu |
| Igła do ukosu zwykła, 5/8 cala, 25G | Bection, Dickinson and Company | 305122 | |
| Igła do ukosu zwykła, 1/2 cala, 30G | Bection, Dickinson and Company | 304000 | |
| Igła insulinowa 1 ml, 29 G | Bection, Dickinson and Company | 324827 | |
| Igła insulinowa 0,3 ml, 30 g | Bection, Dickinson and Company | 324826 1 | |
| ml końcówka strzykawki | Bection, Dickinson and Company | 300184 | |
| strzykawki | Beamtion, Dickinson and Company | 302187 | |
| Wypall waciki papierowe | Kimberley-Clark | L40 | sterylizowane w autoklawie |
| Patyczki z waty | Johnson and Johnson | n/a | sterylizowane w autoklawie |
| Zwykłe serwety | Guardian | CB03 | sterylizowane w autoklawie |
| Naczynie do hodowli komórkowych 60mm x 15mm | Corning Incorporated | 430166 | |
| Pin dozujący | B-Braun | DP3500L / 413501 | Używany z NaCl 0,9% |
| Odczynniki i leki | |||
| (Lacri-Lube) Biała miękka parafina 57,3%, olej mineralny 42,5% i alkohole lanolinowe 0,2% | Allergan Ltd | 21956GB10X | |
| (Videne) Powidon-jod 10% | Ecolab Ltd | PL 04509/0041 | |
| (Vetalar V) Chlorowodorek ketaminy | Pfizer Animal Health | Vm 42058/4165 | 100mg/ml roztwór (dawka 200mg/kg) |
| (Domitor) Chlorowodorek medetymidyny | Orion Pharma | Vm 06043/4003 | 1mg/ml (dawka 0,5mg/kg) |
| (Vetergesic) Chlorowodorek bupernorfiny | Alsto Animal Health | VM 00063/4002 | 0,3 mg / ml (dawka 0,05 mg / kg) |
| (Antysedan) Hydrochoryd atypamezolu | Orion Pharma | VM 06043/4004 | 5 mg / ml (dawka 2 mg / kg) |
| University of Wisconsin Solution | Belzer Bridge to Life | n/d | dawka około 500 mikrolitrów/mysz |
| NaCl 0,9% | Baxter | FKE1323 | |
| Siarczan heparyny | niezastrzeżony | nie dotyczy | 5000 jednostek/ml (dawka 5 jednostek/mysz) |
Bibliografia
- Guild, W. R., Harrison, J. H., Merrill, J. P., Murray, J. Successful homotransplantation of the kidney in an identical twin. Trans. Am. Clin. Climatol Assoc. 67, 167-173 (1955).
- Wolfe, R. A., et al. Comparison of mortality in all patients on dialysis, patients on dialysis awaiting transplantation, and recipients of a first cadaveric transplant. N. Engl. J. Med. 341, 1725-1730 (1999).
- Nankivell, B. J., Alexander, S. I. Rejection of the Kidney Allograft. N. Engl. J. Med. 363, 1451-1462 (2010).
- Tse, G. H., Hughes, J., Marson, L. P. Systematic review of mouse kidney transplantation. Transplant International. 26, 1149-1160 (2013).
- Skoskiewicz, M., Chase, C., Winn, H. J., Russell, P. S. Kidney transplants between mice of graded immunogenetic diversity. Transplant. Proc. 5, 721-725 (1973).
- Zhang, Z., et al. Pattern of liver, kidney, heart, and intestine allograft rejection in different mouse strain combinations. Transplantation. 62, 1267-1272 (1996).
- Qi, F., et al. Depletion of cells of monocyte lineage prevents loss of renal microvasculature in murine kidney transplantation. Transplantation. 86, 1267-1274 (2008).
- Dang, Z., Mackinnon, A., Marson, L. P., Sethi, T. Tubular atrophy and interstitial fibrosis after renal transplantation is dependent on galectin-3. Transplantation. 93, 477-484 (2012).
- Jabs, W. J., et al. Heterogeneity in the Evolution and Mechanisms of the Lesions of Kidney Allograft Rejection in Mice. Am. J. Transplant. 3, 1501-1509 (2003).
- Lin, T., et al. Deficiency of C4 from Donor or Recipient Mouse Fails to Prevent Renal Allograft Rejection. Am. J. Pathol. 168, 1241-1248 (2006).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
