Artykuł metodologiczny

Mysi model nieodwracalnej i odwracalnej jednostronnej niedrożności moczowodu

31.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/52559

⸱

20 grudnia 2014

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1MRC Centre for Inflammation Research, University of Edinburgh

W tym artykule

Podsumowanie

Mysi model nieodwracalnej jednostronnej niedrożności moczowodu (UUO) jest prezentowany razem z modelem odwracalnego UUO, w którym niedrożność moczowodu jest łagodzona przez zespolenie przerwanego moczowodu z pęcherzem moczowym. Modele te umożliwiają badanie stanu zapalnego i bliznowacenia nerek, a także przebudowy tkanek.

Streszczenie

Niedrożność nerek może wpływać na nerki natywne lub przeszczepione i powodować uszkodzenie nerek oraz bliznowacenie. Przedstawiono model nefropatii obturacyjnej wywołanej jednostronną niedrożnością moczowodu (UUO), która może być nieodwracalna (UUO) lub odwracalna (R-UUO). W nieodwracalnym modelu UUO moczowód może być niedrożny przez różne okresy czasu w celu wywołania coraz cięższego zapalenia nerek i bliznowacenia śródmiąższowego zwłóknienia. W odwracalnym modelu R-UUO moczowód jest niedrożny w celu wywołania wodonercza, rozszerzenia kanalików i stanu zapalnego. Po upływie odpowiedniego czasu niedrożność moczowodu zostaje chirurgicznie odwrócona poprzez zespolenie przerwanego, wcześniej niedrożnego moczowodu z pęcherzem moczowym, aby umożliwić całkowitą dekompresję nerki i przywrócenie przepływu moczu do pęcherza. Nieodwracalny model UUO został wykorzystany do zbadania różnych aspektów zapalenia i bliznowacenia nerek, w tym patogenezy choroby i testowania potencjalnych terapii przeciwzapalnych lub przeciwzwłóknieniowych. Bardziej wymagający model R-UUO został wykorzystany przez niektórych badaczy i oferuje znaczny potencjał badawczy, ponieważ umożliwia badanie procesów zapalnych i immunologicznych oraz przebudowy tkanek w uszkodzonej i zbliznowaciałej nerce po usunięciu szkodliwego bodźca. W rezultacie, model R-UUO oferuje badaczom możliwość zbadania rozwiązania zapalenia nerek wraz z kluczowymi aspektami naprawy tkanek. Te modele eksperymentalne mają znaczenie dla chorób u ludzi, ponieważ u pacjentów często występuje niedrożność dróg nerkowych, która wymaga dekompresji i często pozostają ze znaczną resztkową niewydolnością nerek, która nie ma obecnie opcji leczenia i może prowadzić do ostatecznej niewydolności nerek.

Wprowadzenie

Ogólnym celem opisanego tutaj eksperymentalnego modelu jest wywołanie nefropatii obturacyjnej poprzez jednostronną niedrożność moczowodu (UUO), która może być albo nieodwracalna (UUO), albo odwracalna (R-UUO). Przedstawiono prosty nieodwracalny model UUO, w którym lewy moczowód jest trwale zablokowany przez podwiązanie szwem lub przez zastosowanie klipsa podwiązującego. Powoduje to znaczne poszerzenie moczowodu wraz ze zmniejszonym przepływem krwi przez nerki i filtracją kłębuszkową. Histologia nerek wykazuje poszerzenie kanalików oraz coraz cięższe śródmiąższowe zapalenie i zwłóknienie nerek. Nieodwracalne UUO jest użytecznym modelem i zostało przyjęte przez wielu badaczy w badaniach zarówno nad zapaleniem nerek, jak i zwłóknieniem. 1-4 Chociaż nieodwracalny model UUO wymaga pewnej wiedzy chirurgicznej, jest stosunkowo prosty i często wykorzystywany do poszukiwania wglądu w patogenezę śródmiąższowego uszkodzenia nerek i wynikającego z niego zwłóknienia. Zaprezentowano również rzadziej stosowany model R-UUO, wykorzystujący modyfikację metody pierwotnie opisanej przez Tapmeiera i wsp. 5 Model R-UUO ma duży potencjał w przyszłości w zakresie badania procesów zapalnych i immunologicznych, regeneracji komórek i tkanek, a także późniejszej przebudowy tkanek po usunięciu szkodliwego bodźca.

Bardziej wymagający model R-UUO był używany przez ograniczoną liczbę badaczy, a niektóre grupy stosowały znacznie inną technikę chirurgiczną niż opisana tutaj6,7, choć z interesującymi wynikami. W przedstawionym modelu R-UUO moczowód jest podwiązany w celu wywołania całkowitej niedrożności moczowodu przez okres wystarczający do wywołania pożądanego poziomu uszkodzenia i zwłóknienia: w opisanej tu metodzie wybrano 7 dni UUO. Niedrożność moczowodu zostaje odwrócona, a nerka może ulec dekompresji przez okres określony przez badacza, zanim myszy zostaną pozbawione, a nerka usunięta do analizy: w opisanej tutaj metodzie wybrano 7 dni dekompresji, chociaż wybrano dłuższy okres, gdyby badano ustąpienie stanu zapalnego i zwłóknienia. Chociaż opisana tutaj metoda wymaga znacznej wiedzy chirurgicznej, ma kilka zalet w porównaniu z innymi modelami R-UUO. Zastosowanie rurki z tworzywa sztucznego o miękkich ściankach do niedrożnego moczowodu zapobiega nadmiernemu poszerzeniu moczowodu, co ułatwia późniejszą manipulację i zespolenie moczowodu. Ponadto w opisywanym modelu R-UUO moczowód jest podzielony, co pozwala na usunięcie wszelkich zalegających osadów i zanieczyszczeń z moczem. Potwierdza to, że pozostałe światło moczowodu jest udrożnione i opatentowane przed zespoleniem z pęcherzem moczowym.

Eksperymenty wykorzystujące zarówno nieodwracalne, jak i odwracalne modele UUO mogą dostarczyć badaczom potężnego wglądu w molekularne i komórkowe mechanizmy zarówno urazu, jak i późniejszego ustąpienia i regeneracji. Tak więc opisany tutaj model R-UUO byłby bardzo istotny dla badaczy zainteresowanych pozapalną przebudową tkanek i tym, jak można to modulować.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Ogólne wytyczne: Eksperymenty na zwierzętach były przeprowadzane zgodnie z wytycznymi i przepisami nałożonymi przez Ustawę o zwierzętach (procedury naukowe) z 1986 roku. Ten protokół i towarzyszący mu protokół wideo są przeznaczone zarówno dla standardowego UUO, jak i R-UUO, który może być wykonywany na wielu odmianach myszy. Na załączonym filmie obie procedury są wykonywane na samcach myszy C57BL/6 w wieku 8 tygodni. Dane przedstawione w sekcji wyników reprezentatywnych uzyskano od samców myszy FVB/n.

UWAGA: Ten protokół i towarzyszący mu film szczegółowo opisują, jak wykonać standardowe UUO i R-UUO z wykorzystaniem lewego moczowodu, jednak te same techniki można łatwo zastosować do prawego moczowodu.

1. Przygotowanie zwierząt i laparotomia

  1. Wszystkie zabiegi wykonuj za pomocą sterylnych (autoklawowanych) narzędzi i materiałów eksploatacyjnych.
  2. Wstrzyknąć dootrzewnowo chlorowodorek ketaminy (70 mg / kg) i chlorowodorek medetomidyny (1 mg / kg) w celu znieczulenia myszy. Uwaga: Czas trwania powstałej płaszczyzny znieczulenia wynosi 4 godziny i nie jest wymagane znieczulenie dodatkowe.
  3. Potwierdź głębokość znieczulenia poprzez utratę odruchów, np. uszczypnięcie palca u nogi.
  4. Usuń wszystkie włosy otaczające obszar nacięcia i przygotuj skórę brzucha do zabiegu poprzez zastosowanie rozcieńczonego roztworu chlorheksydyny.
  5. Umieść mysz na podgrzewanej podkładce chirurgicznej w pozycji leżącej na plecach i przymocuj kończyny do podkładki za pomocą taśmy klejącej o niskiej przyczepności.
  6. Podczas zabiegu należy monitorować mysz pod kątem oznak oparzeń termicznych w wyniku podgrzanej podkładki chirurgicznej. Jeśli to możliwe, użyj nieelektrycznego źródła ciepła.
  7. Podawać leki przeciwbólowe przez podskórne wstrzyknięcie chlorowodorku buprenorfiny (0,06 mg/kg) i stosować lubrykant do oczu, aby zapobiec wysuszeniu rogówki.
  8. Wykonaj laparotomię w linii środkowej i nacięcie jałowej linii białej za pomocą nożyczek oddzielających tkanki, aby uzyskać dostęp do jamy otrzewnej.
  9. Ułóż mysz i włóż retraktor colibri do nacięcia.

2. Jednostronna niedrożność moczowodu

  1. Za pomocą wysterylizowanych patyczków kosmetycznych odsłaniamy lewy moczowód poprzez przemieszczenie jelit w kierunku prawej strony jamy brzusznej i przykrywamy je zwilżonymi zasłonami.
  2. Za pomocą kleszczy kątowych odizoluj i podnieś lewy moczowód.
  3. Aby utworzyć niedrożność moczowodu, należy dwukrotnie podwiązać lewy moczowód czarnym plecionym jedwabnym szwem 6/O w dowolnym miejscu między pęcherzem moczowym a miednicą nerkową. W przypadku długoterminowych eksperymentów należy stosować wchłanialny szew do wszystkich operacji jamy brzusznej. Alternatywnie do moczowodu można przyłożyć klips podwiązujący.
  4. Aby odizolować pęcherz moczowy od moczowodu, podziel moczowód między dwa szwy.
  5. Ostrożnie włóż jelita do jamy otrzewnej.
  6. Postępuj zgodnie z krokami wymienionymi w sekcji 4 – Rekonwalescencja i opieka pooperacyjna, aby zamknąć nacięcie i odwrócić znieczulenie.

3. Przygotowanie do odwracalnej jednostronnej niedrożności moczowodu

  1. Przygotuj mysz do zabiegu chirurgicznego i odizoluj lewy moczowód zgodnie z opisem w krokach od 1.1 do 2.2 powyżej.
  2. Aby utworzyć niedrożność moczowodu, którą można odwrócić, należy dwukrotnie podwiązać lewy moczowód czarnym plecionym jedwabnym szwem 6/O w pobliżu pęcherza. Pozostaw jeden koniec górnego szwu długi, ponieważ zostanie on użyty do zakotwiczenia miękkościennej plastikowej rurki w miejscu wokół moczowodu.
  3. Wykonaj podłużną szczelinę w miękkościennej plastikowej rurce o długości 5 mm, tak aby można ją było rozchylić, aby umożliwić przyłożenie jej do moczowodu. Można użyć dowolnej rurki silikonowej z tworzywa sztucznego o miękkich ściankach o średnicy wewnętrznej 1 mm i średnicy zewnętrznej 2 mm.
  4. Delikatnie umieść miękkościenną plastikową rurkę wokół moczowodu. Upewnij się, że długi szew wyłania się ze środka szczeliny w rurce po jej zamknięciu wokół moczowodu.
  5. Umieść pleciony jedwabny szew o długości 6/O wokół miękkościennej rurki otaczającej moczowód i zawiąż raz. Teraz umieść długi koniec szwu, wyłaniający się ze środka szczeliny w rurce, wzdłużnie w poprzek rurki tak, aby leżał na wierzchu wcześniej zawiązanego szwu.
  6. Zawiąż szew znajdujący się wokół rurki dwukrotnie, aby zakotwiczyć rurkę i długi koniec szwu w okolicy moczowodu.
    Uwaga: Aby zapobiec tworzeniu się zrostów na moczowodzie i miękkościennym plastikowym drensie, na obszar wokół rurki można nałożyć roztwór zmniejszający przyczepność.
  7. Ostrożnie włóż jelita do jamy otrzewnej.

4. Rekonwalescencja i opieka pooperacyjna

  1. Zamknij otrzewną ściegiem kocowym za pomocą czarnego plecionego jedwabnego szwu 5/O i przybliż skórę za pomocą metalowych spinek do skóry.
  2. Aby zminimalizować ryzyko infekcji pooperacyjnej, nałóż na skórę brzucha środek antyseptyczny, taki jak roztwór jodu/alkoholu.
  3. Częściowo odwrócone znieczulenie chlorowodorkiem atipamezolu (2 mg/kg) podskórnie.
  4. Płyny należy podawać we wstrzyknięciu podskórnym 1 ml podgrzanej soli fizjologicznej.
  5. Monitoruj mysz, aż odzyska przytomność.
  6. Pozwól myszy dojść do siebie w ogrzewanym pudełku utrzymywanym w temperaturze 29 °C przez 24 godziny. Można również podać zwilżone jedzenie, aby zachęcić do przyjmowania płynów i składników odżywczych.
  7. Pozostaw mysz do odzyskania sił, aby wywołać pożądany poziom niedrożności, zwykle 7 dni.
  8. W przypadku długotrwałych eksperymentów regeneracyjnych należy zapewnić bieżące leki przeciwbólowe. Jeśli mysz ma być w rekonwalescencji dłużej niż 7 dni, należy usunąć klipsy skórne 7 dni po zabiegu.
  9. Po wywołaniu pożądanego poziomu niedrożności należy albo odwrócić UUO, jak opisano poniżej, albo poddać mysz eutanazji przez zwichnięcie szyjki macicy i pobrać nerki do analizy histopatologicznej.

5. Odwracalna jednostronna niedrożność moczowodu

  1. Aby wykonać zabieg R-UUO, należy przygotować mysz, która została przygotowana do zabiegu R-UUO, do zabiegu zgodnie z opisem w krokach od 1.1 do 1.7.
  2. Jeśli występują, usuń klipsy skórne i podziel lub usuń szwy w otrzewnej, aby uzyskać dostęp do jamy brzusznej. Uwaga: Jeśli moczowód został zatkany w długotrwałym eksperymencie, klipsy do skóry powinny zostać usunięte 7 dni po aplikacji.
  3. Przygotuj mysz i odizoluj lewy moczowód zgodnie z opisem w krokach od 1.8 do 2.2.
  4. Za pomocą kleszczy pod kątem uwolnij miękkościenną plastikową rurkę z wszelkich błoniakowatych tkanek, które mogły się utworzyć.
  5. Przeciąć skalpelem szew przytrzymujący plastikową rurkę wokół zatkanego moczowodu i usunąć rurkę.
  6. Potwierdź udane UUO, oceniając obecność wodonercza w lewej nerce, nerka również powinna wydawać się blada.
  7. Podziel moczowód między szwy.
  8. Umieść pozostałą długość moczowodu, przymocowanego do nerki, na małym kawałku sterylnej gazy. Zostanie to wykorzystane do zebrania osadu moczowego i martwych komórek, które spłyną z moczowodu i miedniczki nerkowej po usunięciu szwu.
  9. Podziel moczowód powyżej, ale w pobliżu szwu i pozwól nerce spłynąć na gazę. Pozostaw dolny szew, najbliżej pęcherza, nienaruszony. Ma to na celu zapewnienie, że mocz nie będzie wyciekał z pęcherza do jamy otrzewnej.
  10. Po opróżnieniu moczowodu i miedniczki nerkowej nałóż długi szew jedwabny w kolorze czarnym 6/O na koniec pozostałej długości moczowodu. Zostanie to wykorzystane do wspomożenia zespolenia moczowodu z pęcherzem moczowym wykonanego później.
  11. Postępuj zgodnie z poniższymi krokami, aby zespoleć pozostałą długość moczowodu z pęcherzem moczowym:
    1. Obróć moczowód tak, aby leżał przed swoim pierwotnym położeniem i leżał nad nerką.
    2. Umieścić pojedynczy szew sczepiający z monofilamentu poliamidowego 9/O w odległości 2 mm od końca moczowodu tak, aby wychodził w kierunku pęcherza moczowego. Należy zwrócić uwagę, aby szew pozostał w płaszczu mięśniowym i nie dostał się do światła moczowodu. Szew sczepiany zostanie użyty do zakotwiczenia moczowodu w pęcherzu moczowym.
    3. Aby utworzyć kanał przez pęcherz, przełóż igłę 21G po przekątnej przez pęcherz tak, aby wychodziła w kierunku przedniej (brzusznej) ściany pęcherza.
    4. Oprzeć igłę z oczkiem w skosie igły 21G. Za pomocą igły 21G należy przeprowadzić igłę z oczkiem przez pęcherz moczowy. Igła z oczkiem zostanie użyta do wprowadzenia moczowodu przez pęcherz moczowy.
    5. Przeciągnąć szew sczepiający 9/O, nałożony na moczowód w kroku 5.11.2, przez pierwsze nacięcie w pęcherzu moczowym i na zewnątrz przez ścianę pęcherza przylegającą do punktu wejścia. Gdy moczowód zostanie przepuszczony przez pęcherz moczowy, zostanie on przywiązany, aby zakotwiczyć moczowód w pęcherzu.
    6. Umieścić długi szew jedwabny 6/O w kolorze czarnym plecionym nałożony na koniec moczowodu w kroku 5.10 przez igłę z oczkiem.
    7. Ostrożnie wyjąć igłę z oczkiem z pęcherza moczowego, upewniając się, że moczowód jest również przeciągnięty przez pęcherz.
    8. Gdy moczowód wyłoni się z pęcherza, wyjmij igłę z oczkiem i przyłóż zacisk do długiego szwu na końcu moczowodu, aby zapobiec cofnięciu się do pęcherza.
    9. Aby zakotwiczyć moczowód w pęcherzu moczowym, należy zawiązać szew 9/O z monofilamentu poliamidowego, nałożony w kroku 5.11.5.
    10. Nałożyć dodatkowe pojedyncze szwy opaskowe z monoamidu 9/O zgodnie z opisem w krokach 5.11.2 i 5.11.5 w dwóch miejscach wokół punktu wejścia, aby mocno zakotwiczyć moczowód w pęcherzu moczowym.
    11. Używając tylnej części otwartych nożyczek, lekko odepchnij ścianę pęcherza do tyłu, aby odsłonić więcej wyłaniającego się moczowodu.
    12. Podziel moczowód powyżej długiego szwu znajdującego się na końcu moczowodu. Moczowód powinien cofnąć się do trzonu pęcherza moczowego. Zwykle obserwuje się mocz wypływający z otworu w pęcherzu, potwierdzając otwarte światło moczowodu.
    13. Zamknąć ranę wylotową w pęcherzu moczowym szwem monofilamentowym z poliamidu 9/O.
  12. Ostrożnie włóż jelita do jamy otrzewnej.
  13. Zapewnij opiekę pooperacyjną zgodnie z opisem w krokach od 4.1 do 4.8.
  14. Pozwól myszy dojść do siebie, aż nerka zostanie zdekompresowana, zwykle 7 dni.
  15. W eksperymentalnym punkcie końcowym należy poddać mysz eutanazji przez zwichnięcie szyjki macicy i pobrać nerki do analizy histopatologicznej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Wygląd nerki ulega wyraźnej zmianie po wystąpieniu niedrożności moczowodu; z czasem staje się ona bledsza i napięta w badaniu palpacyjnym (Rycina 1). Dochodzi do narastającego rozszerzenia miedniczki nerkowej oraz moczowodu powyżej miejsca niedrożności. Wraz z wydłużeniem czasu trwania nefropatii obturacyjnej nerka staje się coraz bardziej zanikowa, a przewlekła niedrożność prowadzi do znacznego ścieńczenia kory i rdzenia nerki. Po usunięciu niedrożności moczowodu kolor nerki staje się ciemniejszy w miar...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Niedrożność nerek może wpływać na nerki natywne lub przeszczepione i powodować uszkodzenie nerek i bliznowacenie. Model R-UUO ma znaczenie dla chorób u ludzi, ponieważ u pacjentów często występuje niedrożność dróg nerkowych wtórna do przerostu gruczołu krokowego, tylnych zastawek cewki moczowej itp., która wymaga dekompresji u pacjentów często pozostawionych ze znaczną resztkową niewydolnością nerek, która nie ma obecnie opcji leczenia i może ostatecznie prowadzić do schyłkowej niewydolności nerek. 8,9 Przedst...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konkurencyjnych ani sprzecznych interesów.

Podziękowania

Niniejsze badanie było wspierane przez granty z Kidney Research UK (ST4/2011), Cunningham Trust (CT11/14), Mrs AE Hogg Charitable Trust for Kidney Research oraz Renal Endowment Fund of the Royal Infirmary of Edinburgh.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
nożyczki preparacyjneNarzędzia do nauki14072-10
Nożyczki sprężynowe – prosteNarzędzia do nauki15000-10
Kleszcze zębateNarzędzia do nauki o napięciu11021-12
Kleszcze kątowe x 2Narzędzia do nauki00649-11
Kleszcze prosteNarzędzia do naukiprostej 00632-11
Zwijacz drutu Colibri 3 cmFine Science Tools17000-03
Uchwyt na igły Castroviejo z zamkiemFine Science Tools12565-14
Aplikator do spinania ranFine Science Tools12031-07
Klipsy do ran 7 mmFine Science Tools12032-07
Castroviejo mikro uchwyt na igły z zamkiemFine Science Tools12060-01
Mikroskop piko OPMICarl ZeissS100
Elektroka grzewczaCozee Comfortn/a
6/O jedwabny szew plecionyHarvard Apparatus72-3287
9/O Szew dafilonowy (poliamidowy)B-BraunG1111434
/O pleciony jedwabny szewHarvard Apparatus51-7680
Zwykła igła skośna, 1 cal, 21GBecton, Dickinson and Company305175
1 ml końcówka strzykawkiCzeki papierowe Becton, Dickinson and Company300184
WypallKimberley-ClarkL40Sterylizowane (autoklaw)
Patyczki z watyJohnson and Johnsonn/aSterylizowane (autoklaw)
Zwykłe serwetyGuardianCB03Sterylizowane (autoklaw)
z gumy silikonowej o miękkich ściankachRurki silikonowe - średnica wewnętrzna 1,0 mm; średnica zewnętrzna 2,0 mm; grubość ścianki 0,6 mm
(Lacri-Lube) Biała miękka parafina 57,3%, olej mineralny 42,5% i alkohole lanolinowe 0,2%Allergan Ltd21956GB10X
(Videne) Jod powidonu 10%Ecolab LtdPL 04509/0041
(Vetalar V) Chlorowodorek ketaminyPfizer Animal HealthVm 42058/4165100mg/ml roztwór
(Domitor) Chlorowodorek medetomidynyOrion PharmaVm 06043/40031mg/ml
(wetergezyjny) Chlorowodorek bupernorfinyAlsto Animal HealthVm 00063/40020,3 mg/ml
(Antisedan) Hydrochoryd atipamezoluOrion PharmaVm 06043/40045mg/ml
(Adept) 4% IcodextrinBaxterRoztwór redukujący przyczepność
NaCl 0,9%BaxterFKE1323
prostej 5Rurki

Bibliografia

  1. Chevalier, R. L., Forbes, M. S., Thornhill, B. A. Ureteral obstruction as a model of renal interstitial fibrosis and obstructive nephropathy. Kidney Int. 75, 1145-1152 (2009).
  2. Kipari, T., et al. Nitric oxide is an important mediator of renal tubular epithelial cell death in vitro and in murine experimental hydronephrosis. Am J Pathol. 169, 388-399 (2006).
  3. Henderson, N. C., et al. Galectin-3 expression and secretion links macrophages to the promotion of renal fibrosis. Am J Pathol. 172, 288-298 (2008).
  4. Kitamoto, K., et al. Effects of liposome clodronate on renal leukocyte populations and renal fibrosis in murine obstructive nephropathy. J Pharmacol Sci. 111, 285-292 (2009).
  5. Tapmeier, T. T., et al. Reimplantation of the ureter after unilateral ureteral obstruction provides a model that allows functional evaluation. Kidney Int. 73, 885-889 (2008).
  6. Cochrane, A. L., et al. Renal structural and functional repair in a mouse model of reversal of ureteral obstruction. J Am Soc Nephrol. 16, 3623-3630 (2005).
  7. Puri, T. S., et al. Chronic kidney disease induced in mice by reversible unilateral ureteral obstruction is dependent on genetic background. Am J Physiol Renal Physiol. 298, F1024-F1032 (2010).
  8. Heikkila, J., Holmberg, C., Kyllonen, L., Rintala, R., Taskinen, S. Long-term risk of end stage renal disease in patients with posterior urethral valves. J Urol. 186, 2392-2396 (2011).
  9. Ravanan, R., Tomson, C. R. Natural history of postobstructive nephropathy: a single-center retrospective study. Nephron Clin Pract. 105, c165-c170 (2007).
  10. Bascands, J. L., Schanstra, J. P. Obstructive nephropathy: insights from genetically engineered animals. Kidney Int. 68, 925-937 (2005).
  11. Park, H. C., et al. Postobstructive regeneration of kidney is derailed when surge in renal stem cells during course of unilateral ureteral obstruction is halted. Am J Physiol Renal Physiol. 298, F357-F364 (2010).
  12. Manson, S. R., Niederhoff, R. A., Hruska, K. A., Austin, P. F. Endogenous BMP-7 is a critical molecular determinant of the reversibility of obstruction-induced renal injuries. Am J Physiol Renal Physiol. 301, F1293-F1302 (2011).
  13. Manson, S. R., Niederhoff, R. A., Hruska, K. A., Austin, P. F. The BMP-7-Smad1/5/8 pathway promotes kidney repair after obstruction induced renal injury. J Urol. 185, 2523-2530 (2011).
  14. Chaves, L. D., et al. Contrasting effects of systemic monocyte/macrophage and CD4+ T cell depletion in a reversible ureteral obstruction mouse model of chronic kidney disease. Clin Dev Immunol. 2013, 836-989 (2013).
  15. Haque, M. E., et al. Longitudinal changes in MRI markers in a reversible unilateral ureteral obstruction mouse model: preliminary experience. J Magn Reson Imaging. 39, 835-841 (2014).
  16. Bai, Z. M., et al. Arterially transplanted mesenchymal stem cells in a mouse reversible unilateral ureteral obstruction model: in vivo bioluminescence imaging and effects on renal fibrosis. Chinese Med J. 126, 1890-1894 (2013).
  17. Chaabane, W., et al. Renal functional decline and glomerulotubular injury are arrested but not restored by release of unilateral ureteral obstruction (UUO). Am J Physiol Renal Physiol. 304, F432-F439 (2013).
  18. Thornhill, B. A., Burt, L. E., Chen, C., Forbes, M. S., Chevalier, R. L. Variable chronic partial ureteral obstruction in the neonatal rat: a new model of ureteropelvic junction obstruction. Kidney Int. 67, 42-52 (2005).
  19. Thornhill, B. A., Chevalier, R. L. Variable partial unilateral ureteral obstruction and its release in the neonatal and adult mouse. Methods Mol Biol. 886, 381-392 (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Odwracalny model UUOnieodwracalny model UUOprocedura podwi zania moczowodutechnika anastomozy moczowoduanaliza dekompresji nerekbadanie przebudowy tkankichirurgiczny model mysiocena wodniaka moczowoduocena w knienia

Powiązane artykuły