Artykuł metodologiczny

Projektowanie, obróbka powierzchniowa, posiewanie komórkowe i hodowla modułowych sieci neuronowych składających się z funkcjonalnie połączonych obwodów

DOI:

10.3791/52572

⸱

15 kwietnia 2015

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurobiology, George S. Wise Faculty of Life Sciences, Tel-Aviv University, 2Department of Neuroscience and Brain Technologies, Istituto Italiano di Tecnologia, 3School of Electrical Engineering, Tel-Aviv University, 4School of Physics and Astronomy, Tel-Aviv University, 5Department of Informatics, Bioengineering, Robotics and System Engineering, University of Genova

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten manuskrypt opisuje protokół do budowy in vitro modułowych sieci składających się z przestrzennie ograniczonych, funkcjonalnie połączonych obwodów neuronalnych. Maska polimerowa służy do modelowania warstwy białka w celu promowania adhezji komórkowej nad substratem hodowlanym. Platerowane neurony rosną na pokrytych obszarach, tworząc spontaniczne połączenia i wykazując aktywność elektrofizjologiczną.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mózg działa poprzez skoordynowaną aktywację i dynamiczną komunikację zespołów neuronalnych. Głównym otwartym pytaniem jest to, w jaki sposób szeroki repertuar motywów dynamicznych, które leżą u podstaw najróżniejszych funkcji mózgu, może wyłonić się z ustalonej topologicznej i modularnej organizacji obwodów mózgowych. W porównaniu z badaniami in vivo obwodów neuronalnych, które stwarzają nieodłączne trudności eksperymentalne, preparaty in vitro oferują znacznie większe możliwości manipulowania i badania właściwości strukturalnych, dynamicznych i chemicznych eksperymentalnych układów neuronalnych. W pracy opisano metodologię eksperymentalną in vitro, która pozwala na wyhodowanie sieci modułowych złożonych z przestrzennie odrębnych, funkcjonalnie połączonych zespołów neuronalnych. Protokół pozwala na kontrolowanie dwuwymiarowej (2D) architektury sieci neuronalnej na różnych poziomach złożoności topologicznej.

Pożądane wzorcowanie sieci można osiągnąć zarówno na zwykłych szkiełkach nakrywkowych, jak i na układach mikroelektrod osadzonych w podłożu. Mikroobrabiane struktury są wytłaczane na płytce krzemowej i wykorzystywane do tworzenia biokompatybilnych szablonów polimerowych, które zawierają negatywne cechy pożądanej architektury sieci. Szablony są umieszczane na podłożach hodowlanych podczas procedury powlekania powierzchni warstwą molekularną w celu promowania adhezji komórkowej. Po usunięciu szablonów neurony są platerowane i spontanicznie przekierowywane do pokrytych obszarów. Zmniejszając odległość między przedziałami, możliwe jest uzyskanie izolowanych lub połączonych ze sobą obwodów neuronalnych. Aby zapewnić przetrwanie komórek, komórki są hodowane wspólnie ze wspierającą siecią neuronalną, która znajduje się na obrzeżach naczynia hodowlanego. Przedstawiono elektrofizjologiczne i optyczne zapisy aktywności sieci modułowych uzyskane odpowiednio przy użyciu układów mikroelektrod osadzonych w podłożu oraz obrazowania wapniowego. Podczas gdy każdy moduł wykazuje spontaniczne synchronizacje globalne, występowanie synchronizacji między modułami jest regulowane przez gęstość połączeń między obwodami.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Eksperymentalne i teoretyczne dowody potwierdzają możliwość, że mózg działa poprzez skoordynowaną aktywację zespołów komórkowych1-5, które można uznać za dynamiczne jednostki funkcjonalne, które przejściowo oddziałują ze sobą, kształtując i leżąc u podstaw różnych stanów mózgu. Modularność funkcjonalna jest również zależna i związana ze strukturalną organizacją modularną obwodów mózgowych6,7. To, w jaki sposób funkcja i struktura obwodów mózgowych wzajemnie się kształtują, jest nadal jednym z głównych otwartych pytań w neurobiologii. Aby zapewnić głębsze zrozumienie tego pytania, ważne jest zidentyfikowanie optymalnych ram eksperymentalnych, w których możliwe jest rozwiązanie, przynajmniej częściowo, tych problemów. Ponieważ kontrolowana manipulacja czasoprzestrzenną dynamiką sieci neuronowych w eksperymentach in vivo jest wyzwaniem, rozwój modeli sieci neuronalnych in vitro cieszy się dużym zainteresowaniem ze względu na ich łatwą dostępność, monitorowanie, manipulację i modelowanie8,9. W ostatnich latach technologie in vitro wspierane zaawansowanymi metodami modelowania substratów pozwoliły na skłonienie sieci neuronalnych do opracowania szeregu predefiniowanych struktur modułowych3 oraz na zbadanie właściwości funkcjonalnych sieci o narzuconych topologiach10. W szczególności ostatnio zastosowano metody organizowania sieci poprzez nakładanie fizycznych ograniczeń4,11. Rzeczywiście, aby zbadać związek między strukturą a funkcją w sieciach neuronalnych oraz zapewnić uproszczoną, ale wiarygodną reprezentację oddziałujących na siebie zespołów neuronalnych, systemy in vitro powinny zapewnić wzajemnie połączone subpopulacje neuronów. Szeroko badane jednorodne kultury neuronalne 2D nie nakładają żadnych ograniczeń przestrzennych na samoorganizujące się emergentne okablowanie obwodów. Dlatego możliwym podejściem do kształtowania sztucznie połączonych zespołów komórkowych jest umieszczanie różnych populacji neuronów w przestrzennie odrębnych obszarach. Odległość między tymi obszarami nie przeszkadza w łączeniu między zespołami. Wykazano, że takie podejście, zapewniając znaczną kontrolę nad złożonością sieci, zapewnia bogatszy repertuar modeli synchronizacji6,7,12.

Aby ułatwić powtarzalne hodowanie modułowych zespołów neuronalnych, przedstawiono i opisano protokół składania samoorganizacji sieci w klastry neuronalne połączone aksonami i dendrytami. Struktura polimeryczna do fizycznego uwięzienia kultur neuronalnych została stworzona z polidimtheylsiloxanu (PDMS). PDMS jest elastomerem szeroko stosowanym do zastosowań biomedycznych ze względu na jego biokompatybilność, przezroczystość i przepuszczalność dla gazów13. PDMS jest przygotowywany i wyłączany z mikroobrabianych struktur SU8 207514,15 poprzez powlekanie przędzalnicze ciekłego PDMS na "masterze", jak opisano wcześniej w Jackman et al. 16 Uzyskane wzorzyste sieci neuronowe składają się z połączonych ze sobą modułów o różnej wielkości i udało się je uzyskać zarówno na szkiełkach nakrywkowych, jak i na matrycach mikroelektrod (MEA)17-20. Gęstość połączeń między modułami może zmieniać cechy synchronizacji sieci, od w pełni zsynchronizowanej sieci, typowej dla jednolitych kultur, do przejściowych stanów synchronizacji między modułami.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Procedura została wykonana zgodnie ze standardami NIH dotyczącymi opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych i została zatwierdzona przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu w Tel-Awiwie (numer zezwolenia – L-14-019).

1. Przygotowanie instrumentów i PDMS

  1. Przygotuj wafel (Tabela materiałów lub zamów wafel z laboratorium mikrofabrykacji), skalpel i pęsetę – sterylizacja nie jest konieczna.
  2. Przygotować roztwór poli-D-lizyny (PDL) w następujących warunkach: 4 mg/ml w 0,1 M buforze boranowym o pH 8 i przechowywać w temperaturze -20 °C.
  3. Przygotuj szablony PDMS zgodnie z następującą procedurą:
    1. Przygotować polidimetylosiloksan (PDMS, elastomer silikonowy) mieszając ze sobą bazę i utwardzacz w stosunku 10:1, a następnie mieszać 2 substancje przez około 5 minut.
    2. Umieść w komorze próżniowej dwa razy na 15 minut za każdym razem i sprawdź, czy pęcherzyki zniknęły.
    3. Gdy PDMS jest gotowy, przygotuj powlekarkę wirową: otwórz pokrętła azotu, aby umożliwić użycie gazu, umieść płytkę krzemową (rysunek 1A) na przędzarce i użyj podciśnienia, aby zapobiec jej przesuwaniu się.
    4. Wlej PDMS na wafel i aktywuj wirówkę na 1 minutę przy 1 000 obr./min (tworzy około 100 μm wysokości).
    5. Umieść wafel na płycie grzejnej w temperaturze 100 °C na 30 minut.
    6. Gdy PDMS stwardnieje, obrysuj krawędzie szablonu za pomocą PDMS za pomocą pipety Pasteura. Umieść wafel na płycie grzejnej w temperaturze 100 °C na 30 minut.
    7. Gdy brzegi PDMS stwardnieją, użyj skalpela, aby przyciąć szablony zgodnie z obramowaniami i oderwij silikonowy szablon od płytki (kwadratowy PDMS zawierający pojedynczy wzór).

2. Przygotowanie szalki Petriego i szkiełek nakrywkowych

  1. Przygotuj szkiełka nakrywkowe o średnicy 23 mm i wyczyść je zgodnie z następującą kolejnością:
    1. Umyć wodą destylowaną, 70% etanolem i acetonem.
    2. Umyć izopropanolem i szybkoschnąć azotem.
  2. Umieść wzorzyste szablony PDMS na szkiełku nakrywkowym i delikatnie dociśnij, aby sprawdzić, czy są mocno przymocowane do szklanej powierzchni. Umieścić w komorze próżniowej na 15 minut.
  3. Upuść 1 ml PDL na szablon. Włóż szkiełko nakrywkowe do komory próżniowej dwa razy na 20 minut za każdym razem i pozostaw PDL O/N do wyschnięcia.
  4. Przygotuj szalkę Petriego, aby utworzyć wspierającą sieć komórkową:
    1. Przykryj powierzchnię naczynia (3,5 cm) 1 ml PDL przez 2 godziny w suchej temperaturze regulowanej. Usuń kroplę PDL za pomocą pipety.
    2. Umyć wodą destylowaną i pozostawić do wyschnięcia. Umieść bardzo małą kroplę smaru silikonowego w każdym rogu szkiełka nakrywkowego.
  5. Umieść szkiełko nakrywkowe na środku szalki Petriego (tj. PDMS powinien być skierowany do góry) i delikatnie dociśnij, aby sprawdzić mocowanie.
  6. Delikatnie usuń PDMS z szkiełka nakrywkowego za pomocą pęsety. W celu sterylizacji wystawić na działanie promieniowania UV przez 7 minut.

3. Przygotowanie matrycy wieloelektrodowej (MEA)

  1. Wyczyść MEA w tej kolejności (tabela materiałów):
    1. Umyć wodą pod bieżącą wodą i 3 razy poddać sonikacji w skoncentrowanym, enzymatycznym detergencie.
    2. Sonikuj w wodzie destylowanej 3 razy.
    3. Umyj wodą destylowaną (w kapturze, końcówka 1 000 μl) 3 razy i umieść w świetle UV na 30 minut.
  2. Wspieranie przygotowania sieci:
    1. Przygotuj zaprojektowaną formę sieci wsporczej.
      1. Wlać PDMS do płytki 12-dołkowej (o średnicy 22 mm).
      2. Gdy PDMS stwardnieje, wyjmij formę i za pomocą skalpela wytnij otwór w środku, aby utworzyć kształt pierścienia.
      3. Umieść zaprojektowaną formę sieci nośnej na środku MEA (rysunek 2A) i przykryj resztę powierzchni PDL przez 2 godziny w temperaturze pokojowej.
    2. Usuń PDL za pomocą pipety i przemyj wodą destylowaną.
    3. Wyjmij formę i pozostaw do wyschnięcia (Rysunek 2A).
  3. Dopasuj szablon do MEA w następujący sposób:
    1. Umieść szablon na wyznaczonym mikromanipulatorze. Użyj odwróconego mikroskopu, aby dokładnie wyrównać wzorzystą strukturę do elektrod i opuść szablon, aż zostanie umieszczony na powierzchni MEA (Rysunek 2B).
      Uwaga: Kontakt z dobrze oczyszczonym MEA zapewnia konkurencyjną przyczepność między PDMS a samym MEA.
    2. Podnieś mikromanipulator i, jeśli to konieczne, użyj pęsety, aby wywrzeć niewielki nacisk nad PDMS, aby zapobiec jego odłączeniu się od MEA.
    3. Delikatnie dociśnij szablon do powierzchni MEA i użyj mikroskopu, aby sprawdzić, czy jest mocno przymocowany i dobrze wyrównany. (Rysunek 2C-D).
  4. Umieść MEA w komorze próżniowej na 15 minut; nałóż 1 ml kropli PDL na szablon.
  5. Włóż do komory próżniowej 2 razy po 20 minut. Pozostawić PDL do wyschnięcia O/N w inkubatorze.
  6. Przed poszyciem należy usunąć szablony PDMS z MEA i umyć sterylną wodą. Umieścić w świetle UV na 7 minut.

4. Sekcja i kultura

  1. Przygotuj kultury zgodnie z opisem w Herzog i in. 2011 21.

5. Poszycie

  1. Oblicz liczbę ogniw potrzebnych do posiewu za pomocą hemocytometru (optymalna gęstość w zależności od wielkości obwodu, jak omówiono w wyniku).
    1. Upewnij się, że komora licząca (hemocytometr) jest czysta i umieść na niej szkiełko nakrywkowe (do czyszczenia użyj alkoholu).
    2. Rozcieńczyć 10 μl zawiesiny komórek w 190 μl pożywki galwacyjnej (rozcieńczenie 1:20).
    3. Załadować 10 μl rozcieńczonych komórek na krawędź komory liczenia i powoli odpipetować komórki, pozwalając komorze napełnić się sama.
    4. Za pomocą odwróconego mikroskopu zwizualizuj siatkę hemocytometru. Określ liczbę komórek w komorze przez bezpośrednie liczenie (zdrowe komórki powinny być okrągłe). Policz komórki w dużym kwadracie bez tych, które przecinają krawędzie.
    5. Oblicz stężenie komórek:
      Całkowita liczba komórek/1000 μl = Całkowita liczba komórek × współczynnik rozcieńczenia ×10 4 (powierzchnia hemocytometru).
      Uwaga: Na przykład, jeśli współczynnik rozcieńczenia wynosił 20, a całkowita liczba zliczonych komórek wynosiła 100:
      100 × 20 × 104 = 0,1 x 107 komórek/1 000 μl lub 1 x 106/100 μl. Aby pokryć 6 komórek 0,75 x 10, należy pobrać z komórek 75 μl.
  2. Weź liczbę komórek potrzebnych do posiewu na pojedynczą szalkę MEA lub Petriego, ponownie zawieś komórki, aby zapobiec agregacji, i umieść je w środku, na górze obszaru wzoru (w razie potrzeby możliwe jest rozcieńczenie komórek w pożywce). W przypadku MEA umieść kroplę o pojemności 100 μl na środku. W przypadku szkiełka nakrywkowego umieść kroplę o pojemności 1 000 μl na środku.
  3. Inkubować posiane komórki w temperaturze 37 °C przez 40 minut. Dodać pożywkę galwaniczną do posianych komórek, do 1 ml na MEA i 2 ml na szkiełko nakrywkowe.
  4. Przechowywać w temperaturze 37 °C i co 4 dni rozcieńczać świeżym podłożem wzbogaconym w 0,5 Pen-Strep, 2% B-27 i 0,75% glutamaxu.
  5. Od 6/7 DIV, po zaobserwowaniu połączeń między wyspami, rozcieńczyć pożywkę 10 μl/ml FUDR (25 mg deoksyurydyny + 62,5 mg urydyny w 12,5 ml MEM (Minimum Essential Medium Eagle)) lub innym środkiem antymitotycznym, aby zapobiec przerostowi gleju.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Do kształtowania PDMS użyto formy SU8-2075 na płytce krzemowej o grubości około 100 μm. Wzór składał się z kwadratów o kilku wymiarach, o długości boku i odległości wahającej się od 200 do 700 μm (ryc. 1B). Rozmiar kwadratu został dobrany tak, aby pasował do pola widzenia obiektywu 10X (dla wysp o długości boku <800 μm) i 20X (dla wysp o długości boku <400 μm). Trzy parametry, a mianowicie gęstość posiewu ogniw, odległość między obwodami, wielkość obwodów są determinantami dla uzyskania obwodów mon...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisano protokół hodowli modułowych sieci neuronowych 2D in vitro składających się z funkcjonalnie połączonych ze sobą obwodów. Zabieg opiera się na modelowaniu warstwy kleju komórkowego. Tworzenie wzorów odbywa się za pomocą szablonów PDMS odtwarzających negatywną cechę pożądanej architektury sieciowej. Szablony PDMS definiują obszary, w których osadza się warstwa kleju komórkowego. Po pokryciu plateracją komórki spontanicznie łączą się z powlekanymi wyspami i samoorganizują się w aktywne, połączone ze sobą obw...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez Europejski Projekt BRIANBOW (FP7- Młodzi Odkrywcy, Autorzy chcieliby podziękować dr Jacopo Tessadori za przydatne komentarze do manuskryptu, oraz Silvii Chiappalone za jej pomoc w tworzeniu grafik użytych w filmie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
PDMS, Sylgard 184Komora próżniowa Dow Corning
NalgeneThermo5305-0609
Poli-D-lizyna PDLSigmaP7886
Smar silikonowy - SILICAID 1010aidchim LtdH3375
Powlekarka wirowaLaurell - Technologies CorporationWS-650-23
12-dołkowa płytka hodowlanaSigmaCLS3336
5-fluoro-2'-deoksyurydynaSigmaF0503
UrydynaSigmaU3003
MEA1060-Inv-BCwielokanałowe
TC02wielokanałowe
Pen StrepBiological Industries Beit Haemek03-033-1C
B-27Gibco17504044
glutaMAXGibco35050-038
MEM Minimum Essential Medium-EagleBiological Industries Beit Haemek01-025-1B
Mikro matryce elektrod 4QSystemy wielokanałoweInstrukcja czyszczenia 60-4QMEA1000iR-Ti-prhttp:// www.multichannelsystems.com
Mikrochemiawafla krzemowaSU8-2075Protokół przygotowania: http://www.microchem.com
Systemy Systemy :

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Buzsaki, G. Neural syntax: cell assemblies, synapsembles, and readers. Neuron. 68, 362-385 (2010).
  2. Meunier, D., Lambiotte, R., Bullmore, E. T. Modular and hierarchically modular organization of brain networks. Frontiers in Neuroscience. 4, 200(2010).
  3. Levy, O., Ziv, N. E., Marom, S. Enhancement of neural representation capacity by modular architecture in networks of cortical neurons. European Journal of Neuroscience. 35, 1753-1760 (2012).
  4. Berdondini, L., et al. A microelectrode array (MEA) integrated with clustering structures for investigating in vitro neurodynamics in confined interconnected sub-populations of neurons. Sensors and Actuators B-Chemical. 114, 530-541 (2006).
  5. Bisio, M., Bosca, A., Pasquale, V., Berdondini, L., Chiappalone, M. Emergence of bursting activity in connected neuronal sub-populations. PloS One. 9, e107400(2014).
  6. Shein Idelson, M., Ben-Jacob, E., Hanein, Y. Innate synchronous oscillations in freely-organized small neuronal circuits. PloS One. 5, e14443(2010).
  7. Shein-Idelson, M., Ben-Jacob, E., Hanein, Y. Engineered neuronal circuits: a new platform for studying the role of modular topology. Frontiers in Neuroengineering. 4, 10(2011).
  8. Bonifazi, P., et al. In vitro large-scale experimental and theoretical studies for the realization of bi-directional brain-prostheses. Front Neural Circuits. 7, 40(2013).
  9. Jungblut, M., Knoll, W., Thielemann, C., Pottek, M. Triangular neuronal networks on microelectrode arrays: an approach to improve the properties of low-density networks for extracellular recording. Biomedical Microdevices. 11, 1269-1278 (2009).
  10. Marconi, E., et al. Emergent functional properties of neuronal networks with controlled topology. PloS One. 7, e34648(2012).
  11. Taylor, A. M., Jeon, N. L. Microfluidic and compartmentalized platforms for neurobiological research. Critical Reviews in Biomedical Engineering. 39, 185-200 (2011).
  12. Sorkin, R., et al. Compact self-wiring in cultured neural networks. J Neural Eng. 3, 95-101 (2006).
  13. Mata, A., Fleischman, A. J., Roy, S. Characterization of polydimethylsiloxane (PDMS) properties for biomedical micro/nanosystems. Biomedical Microdevices. 7, 281-293 (2005).
  14. Campo, A. G. C. SU-8: a photoresist for high-aspect-ratio and 3D submicron lithography. Journal of Micromechanics and MicroengineeringEmail alert RSS feed. 17, 81-95 (2007).
  15. Liu, G. T. Y. Kan Y Fabrication of high-aspect-ratio microstructures using SU8 photoresist. Microsystem Technologies. 11, 343-346 (2005).
  16. Jackman, R. J., Duffy, D. C., Cherniavskaya, O., Whitesides, G. M. Using elastomeric membranes as dry resists and for dry lift-off. Langmuir. 15, 2973-2984 (1999).
  17. Pine, J. Recording action potentials from cultured neurons with extracellular microcircuit electrodes. Journal of Neuroscience Methods. 2, 19-31 (1980).
  18. Gross, G. W., Rieske, E., Kreutzberg, G. W., Meyer, A. New Fixed-Array Multi-Microelectrode System Designed for Long-Term Monitoring of Extracellular Single Unit Neuronal-Activity In vitro. Neuroscience Letters. 6, 101-105 (1977).
  19. Gross, G. W., Williams, A. N., Lucas, J. H. Recording of spontaneous activity with photoetched microelectrode surfaces from mouse spinal neurons in culture. Journal of Neuroscience Methods. 5, 13-22 (1982).
  20. Thomas, C. A., Springer, P. A., Loeb, G. E., Berwald-Netter, Y., Okun, L. M. A miniature microelectrode array to monitor the bioelectric activity of cultured cells. Experimental Cell Research. 74, 61-66 (1972).
  21. Herzog, N., Shein-Idelson, M., Hanein, Y. Optical validation of in vitro extra-cellular neuronal recordings. J Neural Eng. 8, 056008(2011).
  22. Maccione, A., et al. A novel algorithm for precise identification of spikes in extracellularly recorded neuronal signals. Journal of Neuroscience Methods. 177, 241-249 (2009).
  23. Dworak, B. J., Wheeler, B. C. Novel MEA platform with PDMS microtunnels enables the detection of action potential propagation from isolated axons in culture. Lab Chip. 9, 404-410 (2009).
  24. Georger, J. H., et al. Coplanar Patterns of Self-Assembled Monolayers for Selective Cell-Adhesion and Outgrowth. Thin Solid Films. 210, 716-719 (1992).
  25. Torimitsu, K., Kawana, A. Selective Growth of Sensory Nerve-Fibers on Metal-Oxide Pattern in Culture. Developmental Brain Research. 51, 128-131 (1990).
  26. Branch, D. W., Corey, J. M., Weyhenmeyer, J. A., Brewer, G. J., Wheeler, B. C. Microstamp patterns of biomolecules for high-resolution neuronal networks. Medical & Biological Engineering & Computing. 36, 135-141 (1998).
  27. Petrelli, A., et al. Nano-volume drop patterning for rapid on-chip neuronal connect-ability assays. Lab on a Chip. 13, 4419-4429 (2013).
  28. Boehler, M. D., Leondopulos, S. S., Wheeler, B. C., Brewer, G. J. Hippocampal networks on reliable patterned substrates. Journal of Neuroscience Methods. 203, 344-353 (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Szablony z PDMSwieloelektrodowe matryceobrazowanie wapniaobwody neuronalnehodowla in vitrofunkcjonalne po czeniawzorowanie pod o a

Powiązane artykuły