Badanie skuteczności środków farmakologicznych w docelowym modelu dostarczania osierdzia u świń

Podsumowanie

Opracowaliśmy model dla świń do docelowego dostarczania środków farmakologicznych w przestrzeni osierdziowej/płynie. Stosując to podejście, można badać względne korzyści podawanych leków w przypadku indukowanego migotania przedsionków, względnych okresów refrakcji i/lub ochrony niedokrwiennej.

Streszczenie

Do tej pory, wiele środków farmakologicznych stosowanych w leczeniu lub zapobieganiu arytmii w przypadkach otwartego serca powoduje niepożądane ogólnoustrojowe skutki uboczne. Na przykład leki przeciwarytmiczne podawane dożylnie mogą powodować spadki ciśnienia ogólnoustrojowego u już upośledzonego pacjenta kardiologicznego. Podczas wykonywania zabiegów na otwartym sercu chirurdzy często tworzą mały port lub tworzą kołyskę osierdzia, aby stworzyć odpowiednie pola do operacji. Dostęp ten daje możliwości docelowego dostarczania farmakologicznego (antyarytmiczne lub niedokrwienne środki kondycjonujące) bezpośrednio do tkanki mięśnia sercowego bez niepożądanych skutków ubocznych.

Opracowaliśmy model świni do testowania środków farmakologicznych do docelowego dostarczania w płynie osierdziowym. W pełni znieczulone każde zwierzę zostało wyposażone w cewnik Swan-Ganz, a także cewniki ciśnieniowe lewej i prawej komory, a przewody stymulacyjne umieszczono w uszku prawego przedsionka i prawej komorze. Następnie wykonano sternotomię przyśrodkową i stworzono kołyskę dostępu osierdziowego; W uszku lewego przedsionka umieszczono elektrodę do stymulacji wgłębnej, a w lewej komorze dwubiegunową elektrodę. Za pomocą programatora i systemu mapowania serca określono okres refrakcji węzła przedsionkowo-komorowego (AVN), przedsionków i komór. Ponadto wywołano migotanie przedsionków (AF) przy użyciu stymulatora trawy i obserwowano czas w migotaniu przedsionków. Pomiary te wykonano przed zabiegiem, a także 30 min i 60 min po leczeniu osierdzia. Dla wybranych badań dodano dodatkowe punkty czasowe. Serce zostało następnie kardiochirurgicznie i reanimowane w czterokomorowym trybie pracy. Pomiary ciśnienia i funkcji były rejestrowane przez 1 godzinę po reanimacji. Ten model strategii leczenia pozwolił nam zaobserwować działanie środków farmakologicznych, które mogą zmniejszać częstość występowania zaburzeń rytmu serca i/lub uszkodzeń niedokrwiennych, w trakcie i po operacji na otwartym sercu.

Wprowadzenie

Obecnie w procedurach na otwartym sercu, klinicyści stosują leki przeciwarytmiczne i inne środki lecznicze ogólnoustrojowo. Jednak może to być problematyczne dla wielu pacjentów, zwłaszcza tych, którzy są już klinicznie upośledzeni. Na przykład leczenie dożylne może powodować ogólnoustrojowe spadki ciśnienia krwi lub dysfunkcję nerek; Ponadto mogą powodować problemy z zarządzaniem znieczuleniem i / lub inne długoterminowe skutki uboczne.

Tutaj stworzyliśmy model do testowania skuteczności podawania środków farmakologicznych do przestrzeni osierdziowej. Na przykład, podejście to może być wykorzystane do testowania leków antyarytmicznych, badania związków, które mogą zwiększać czynność serca i/lub promować regenerację mięśnia sercowego po zabiegach chirurgicznych. Zaobserwowano korzyści w docelowym podawaniu leków do przestrzeni osierdzia w porównaniu z podawaniem dożylnym: np. nasze laboratorium wykazało, że miejscowe dostarczanie leków przeciwarytmicznych, takich jak metoprolol, chroni przed występowaniem arytmii, jednocześnie minimalizując obniżenie ciśnienia krwi ¹. Ta strategia dostarczania docelowego daje również możliwość podawania wyższych stężeń ogniskowych przy jednoczesnej minimalizacji poziomów ogólnoustrojowych. Na przykład wysoki poziom dożylnie dostarczanych stężeń kwasów tłuszczowych może powodować hemolizę, ale poród osierdziowy minimalizuje ten problem ².

Ten paradygmat badania składa się z trzech głównych celów do określenia skuteczności związków dostarczanych przez osierdzie: 1) określenie in situ okresów oporności węzła komorowego przedsionkowego, przedsionków i komór, przed leczeniem oraz 30 i 60 minut po leczeniu; 2) względne obciążenie migotaniem przedsionków in situ przed leczeniem oraz 30 i 60 minut po leczeniu (często dodawano dodatkowe punkty czasowe) 3) analiza funkcjonalna serca po jego reanimacji ³ w tym monitorowanie hemodynamiczne, częstość akcji serca, metabolizm serca (mleczan i glukoza) pobrane z zatoki wieńcowej, frakcja wyrzutowa (EF%) i grubość ściany komory (cm) monitorowane co 10 minut po reanimacji Ten model strategii leczenia pozwolił nam zaobserwować działanie środków farmakologicznych, które mogą zmniejszać częstość występowania zaburzeń rytmu serca i (lub) uszkodzeń niedokrwiennych, w trakcie i po operacji na otwartym sercu lub przeszczepie.

Protokół

Niniejszy protokół został zatwierdzony przez Komisję ds. Opieki i Korzystania ze Zwierząt (Institutional Animal Care and Use Committee) Uniwersytetu Minnesoty.

Rysunek 1. Schemat paradygmatu badania Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

1. Przygotowanie chirurgiczne świni

1. Podaj świni (70-80 kg) 5-7 mg/kg tiletaminy/zilazipamu drogą domięśniową. Wprowadź cewnik do żyły usznej i podaj 5-7 mg/kg metoheksytalu drogą dożylną. Intubuj zwierzę rurką endotrachealną i zapewnij wentylację.
2. Podawaj izofluran w stężeniu >1,2% MAC w mieszaninie powietrza i tlenu, aby utrzymać chirurgiczną płaszczyznę znieczulenia. Przed jakimikolwiek manipulacjami upewnij się, że zwierzę znajduje się w głębokiej płaszczyźnie znieczulenia, sprawdzając brak napięcia żuchwy i utrzymując znieczulenie powyżej minimalnego stężenia pęcherzykowego dla świń. Wstępna kontrola głębokości znieczulenia polega na potwierdzeniu braku napięcia żuchwy, a poziom izofluranu jest monitorowany w sposób ciągły przez cały czas trwania procedury (>1,5 MAC), aby zapewnić głęboką płaszczyznę znieczulenia.
3. Ostrożnie odsłoń prawą zewnętrzną żyłę szyjną i tętnicę szyjną, stosując kauteryzację i rozdzielanie tępym narzędziem. Wprowadź cewnik Swan-Gaza 8,5F do zewnętrznej żyły szyjnej i nadmuchaj balon do 1,5 cc. Następnie przeprowadź go przez prawy przedsionek do komory i przez zastawkę płucną do tętnicy płucnej, aż do momentu wyczucia ciśnienia klinowego.
4. Wypuść powietrze z balonu i pozostaw cewnik w tej pozycji. Za pomocą balonu zmierz ciśnienie w prawym przedsionku oraz ciśnienie w tętnicy płucnej. Dodatkowo zmierz ciśnienie klinowe lub ciśnienie w płucach (a jeśli płuca są uznane za zdrowe, zmierz również ciśnienie w lewym przedsionku).  
   UWAGA: Cewnik ten umożliwia również szacowanie rzutu serca.
5. Wprowadź dodatkowy balonowy cewnik ciśnieniowy 5,0F do zewnętrznej żyły szyjnej i do prawej komory w celu ciągłego pomiaru ciśnienia.
6. Wprowadź balonowy cewnik ciśnieniowy 5,0F do tętnicy szyjnej, przeprowadź go przez zastawkę aortalną i pozostaw w lewej komorze. Przelej wszystkie cewniki ciśnieniowe 20 jednostkami/ml soli fizjologicznej z heparyną, podłączając je do przetwornika ciśnienia, a następnie zarejestruj wszystkie dane ciśnieniowe z lewej komory, prawej komory (oraz szacowany rzut serca), ciśnienie w tętnicy płucnej oraz ciśnienie w prawym przedsionku.
7. W celu monitorowania obwodowego wprowadź cewnik 18F do odgałęzienia tętnicy udowej, aby umożliwić monitorowanie ciśnienia tętniczego lub gazometrii krwi w czasie rzeczywistym. Podczas procedury rejestruj częstotliwość akcji serca i temperaturę.
8. Ostrożnie odsłoń lewą zewnętrzną żyłę szyjną, stosując kauteryzację i rozdzielanie tępym narzędziem. Wprowadź do żyły szyjnej dwa wprowadzacze do hemostazy 11,0F i zabezpiecz je szwami z jedwabiu 0. Do wprowadzaczy wprowadź cewniki sterowalne.
9. Pod kontrolą fluoroskopową umieść elektrody z aktywną fiksacją w prawym przedsionku oraz w wierzchołku prawej komory.
   UWAGA: Elektroda fiksacyjna to chirurgicznie wszczepiony drut, który łączy serce z wszczepionym stymulatorem.
10. Podłącz kable analizatora do elektrod i za pomocą programatora sprawdź możliwość przechwycenia pobudzenia. Ustaw parametry na 8V, czas trwania 0,25 msec i ustaw częstotliwość stymulacji o minimum 10 bpm wyższą niż aktualna częstotliwość własna serca. Zmierz impedancję względną dla każdej elektrody.
11. Wykonaj przyśrodkowe cięcie chirurgiczne od wyrostka mieczowatego w kierunku miejsca przyczepu mięśni mostkowo-obojczykowo-sutkowych. Użyj piły do mostka, aby usunąć przednią wypukłość mostka (kość kilowata), co umożliwi częściowe przyśrodkowe rozcięcie mostka. Pozostałe części struktury kostnej mostka przetnij nożyczkami. Przetnij więzadło mostkowo-osiercowe i odsunie mostek.
12. Za pomocą rozdzielania tępym narzędziem oddziel osierdzie od opłucnej. Wykonaj przyśrodkowe cięcie strzałkowe (3-5 cm) w osierdziu i utwórz kolebkę osierdziową za pomocą czterech szwów z węzłem kwadratowym w każdym narożniku (po prawej, lewej, górnej i dolnej stronie).
13. Umieść tymczasową elektrodę dwubiegunową w obszarze wierzchołka lewej komory oraz tymczasową elektrodę stymulującą jednobiegunową w przedsionku lewym.
14. Eutanazję przeprowadza się poprzez wyjęcie serca w głębokiej narkozie.

2. Przygotowanie do monitorowania elektrofizjologicznego

1. System mapowania serca.
   1. Wybierz badanie AF w systemie mapowania serca. Podłącz dwubiegunowe elektrody stymulujące do epikardium komór oraz elektrody epikardialne w uszku przedsionka za pomocą żabek do odpowiednich wejść w skrzynce rozdzielczej. Podłącz elektrody EKG oraz elektrody uziemiające do systemu.
2. Oscyloskop i stymulator Grass.
   1. Podłącz dwubiegunową elektrodę stymulującą lewą komorę oraz jednobiegunową elektrodę przedsionkową w skrzynce rozdzielczej do stymulatora Grass, który jest połączony z oscyloskopem w celu weryfikacji elektrycznej.
3. Programowana stymulacja elektrofizjologiczna.
   1. Zabezpiecz elektrody prawego przedsionka i elektrody prawej komory w rozruszniku serca. Umieść głowicę telemetryczną programatora nad rozrusznikiem. Wybierz badanie stymulacji elektrody stymulującej (PES) i ustaw parametry na 8V; usuń wszystkie parametry pacjenta. Ustaw czas trwania stymulacji na 8 impulsów co 400 msec (lub 300 msec).

3. Badanie In Situ

1. Okres refrakcji: Paradygmat badania.
   1. Wyznacz bazowy efektywny okres refrakcji przedsionków (AERP), okres refrakcji węzła przedsionkowo-komorowego (AVNERP) oraz efektywny okres refrakcji komór (VERP), a także wartości po 30 i 60 min od podania związku/leku/kontroli do opracówki serca; w razie potrzeby można dodać dodatkowe punkty czasowe.
2. Okres refrakcji: Ustawienia programatora.
   1. W ramach parametrów badania PES zastosuj stymulację seryjną (burst) składającą się z 8 impulsów (400 ms lub 300 ms), po której następuje stymulacja trwająca minimum 300 ms. Zmniejszaj czas stymulacji do momentu, w którym komory/przedsionki (odpowiednio) przestaną się kurczyć. Jest to rejestrowane przez elektrody stymulujące, co pozwala na wyznaczenie względnego okresu refrakcji.

Rysunek 2. System EnSite: oznaczenie AERP, AVNERP i VERP Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

3. Oznaczanie względnego obciążenia migotaniem przedsionków: parametry.
   1. Utrzymaj serce zwierzęcia w stanie migotania przedsionków (AF); po 1 minucie pozwól mu pozostać w stanie AF przez maksymalnie 10 min: t. j.., przed defibrylacją przedsionków przy użyciu elektrod bezpośrednich z energią 5 dżuli w celu przerwania migotania przedsionków (AF). Indukcję AF należy powtórzyć do 10 razy w każdym punkcie czasowym. W niniejszym badaniu AF definiuje się jako rytm nieregularny z brakiem załamka P.
4. Obciążenie migotaniem przedsionków: Ustawienia stymulatora Grass i oscyloskopu.
   1. Zoptymalizuj parametry stymulatora Grass, aby dostarczyć impulsy o częstotliwości 4 Hz z czasem 2 s czas trwania impulsu do lewego przydatka przedsionka (LAA) za pomocą elektrody stymulującej typu plunge; zweryfikować to za pomocą standardowego oscyloskopu. Podać pojedynczy impuls do LAA w celu wywołania migotania przedsionków (AF).

4. Eksplantacja i reanimacja serca (model transplantacji)

1. Kaniulacja korzeni aorty.
   1. Starannie wypreparować tkankę osierdziową wokół aorty wstępującej i usunąć osierdzie. W aorcie wstępującej nanieść dwa szwy (w odstępach 2-3 cm) nicią Ethibond 2.0 i podać dożylnie 30 000 jednostek heparyny.
   2. Umieścić kaniulę w korzeniu aorty pomiędzy punktami szwów i zabezpieczyć aortę. Po napompowaniu systemu wprowadzającego usunąć prowadnik z zakończeniem skośnym i założyć zacisk na kaniulę, aby zablokować przepływ.
2. Przygotowanie kardioplegii.
   1. Podać zimny roztwór kardioplegii wg metody St. Thomasa do aorty wstępującej pod ciśnieniem 150 mm/hg za pomocą worka ciśnieniowego. Przymocować cewnik do przemywania, który jest połączony z ciśnieniową kardioplegią za pomocą trójdrożnego kranu na końcu dystalnym. Podłączyć kran do kaniuli w korzeniu aorty, uruchomić stałe przepłukiwanie kardioplegią przez cewnik i zabezpieczyć do kaniuli w korzeniu aorty.
3. Kleszczykowanie (Cross-Clamp).
   1. Zacisnąć żyłę główną dolną za pomocą zacisku atraumatycznego 1-2 cm powyżej przepony. Zacisnąć aortę wstępującą za pomocą kątowego zacisku atraumatycznego 1-2 cm powyżej kaniuli w korzeniu aorty.
4. Kleszczykowanie/Kardioplegia.
   1. Zdjąć zacisk z kaniuli w korzeniu aorty i przepłukać kardioplegią pod ciśnieniem 150 mm/hg w kierunku zastawki aortalnej, co spowoduje zamknięcie zastawki aortalnej i perfuzję wieńców.
   2. Zacisnąć żyłę główną górną i wykonać małe nacięcie w tętnicy płucnej, aby zapobiec nadmiernemu wzrostowi ciśnienia w sercu. Po zatrzymaniu akcji serca (asystolia) wyciąć i wyjąć serce z klatki piersiowej, a następnie umieścić w kąpieli z zimnego buforu Krebsa-Henseleita (~3-8 °C).
5. Reanimacja.
   1. Zakaniulować wielkie naczynia i przygotować serce, stosując metodologie Visible Heart (3). Gdy perfundowane serce osiągnie temperaturę 37±5 °C, przywrócić natywny rytm zatokowy, podając wstrząsy o energii 34 J do komór za pomocą epikardialnych elektrod płatowych.

5. Paradygmat badania in vitro

1. Ciągle monitoruj funkcję serca przez 60 min po reanimacji. Wykonuj ciągłe badanie echokardiograficzne w trybie 2D w przekroju krótkiej osi: obraz LV tuż poniżej zastawki mitralnej.
2. Obliczaj grubość ścian komór oraz frakcje wyrzutu co 10 min po reanimacji (patrz poniżej). Pobieraj próbki z zatoki wieńcowej (1 cc) w -5 min oraz co 5 min w okresie oceny.
3. Monitorowanie.
   1. Monitoruj hemodynamiczną pracę zarówno lewej, jak i prawej komory, w tym ciśnienia, przepływy i zmiany objętości.
4. Echokardiografia: frakcja wyrzutu.
   1. Umieść głowicę echo przezklatkową bezpośrednio na sercu, rejestrując obraz krótkiej osi na poziomie mięśni papilarnych. Obliczaj frakcję wyrzutu (EF %) w trybie pracy 4-jamiennym co 10 min zgodnie z równaniem: LV End Diastolic Volume − LV End Systolic Volume X 100/LV End Diastolic volume
5. Echokardiografia: grubość ściany lewej komory.
   1. Mierz grubość ściany komory (cm) w oknie krótkiej osi na poziomie mięśni papilarnych w odstępach 10 min przez godzinę po reanimacji. Zmierz cztery punkty lewej komory za pomocą suwmiarki ekranowej i wyciągnij średnią.
6. Metabolizm mięśnia sercowego.
   1. Wprowadź sterowalny cewnik do zatoki wieńcowej (CS). Pobierz próbkę 1 cc z CS 5 min przed reanimacją oraz co 5 min po reanimacji przez 1 h. Oznacz w próbkach poziomy mleczanów i glukozy; można również ocenić inne gazy krwi.

Wyniki

Wyniki te są charakterystyczne dla danych, które można zebrać, wykorzystując ten model dostarczania leków farmakologicznych u świń. Dane te wykazały znaczące wydłużenie okresów refrakcji komór (VERP) po infuzji DHA in situ. Ponadto dane potwierdzają wzrost ciśnienia w lewej komorze po podaniu DHA w porównaniu z grupą kontrolną in vitro. Ciśnienie w LV w sercach leczonych DHA było znacznie wyższe w porównaniu z grupą kontrolną w kilku punktach czasowych. Dane te potwierdzają istnienie okna farmakologiczn...

Dyskusja

W tym miejscu zademonstrowaliśmy unikalne podejście do testowania potencjalnej skuteczności docelowych związków dostarczanych do przestrzeni osierdziowej. Ten paradygmat badawczy może być wykorzystany do testowania obecnie wprowadzanych na rynek produktów farmaceutycznych lub związków eksperymentalnych, zapewniając w ten sposób bezpośrednie zastosowania translacyjne w różnych warunkach klinicznych. W ramach tej strategii leczenia istnieją dwa główne zastosowania kliniczne w dostarczaniu leków do przestrzeni osierdzia: 1)...

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
Przewód SelectSecure 3830	stymulacyjny Medtronic
C304 Cewnik odchylany	Sterowalny		do zakładania przewodów
Przewody stymulacyjne SelectSecure 3830 z	Medtronic
		trawy S48 Stymulator	elektryczny
Stymulacja unipolarna Premium 6500			Elektrostymulacja wgłębna do
LAA EnSite Mapowanie			System mapowania elektrofizjologii
Programator CareLink 2092	Programator Medtronic
Rozrusznik serca GEM II	Rozrusznik serca Medtronic		może
Kaniula korzenia aorty DLP Kaniula korzenia aorty	Medtronic		do przeszczepu
Fluoroskopia ramienia C	Ziehm		Obrazowanie fluoroskopowe
Oscyloskop	Tektronix
11F Wprowadzenie do hemostazy	SafeScover		Wprowadzenie do hemostazy
Cewnik Swan-Ganz 8.0F	OIOM Medycyna		Cewnik do rozcieńczania termicznego
Balon Venogram	Monitorowanie ciśnienia Oscor
Ultraview SL	Spacelabs		EKG i ciśnienie krwi
s/5 Avance	General Electric		Anestezjolog
Przedsionek 6492 – Jednobiegunowa tymczasowa elektrostymulacja przedsionków Tymczasowa stymulacja	Medtronic
Pracownia elektrokardiograficzna 2D	VIVID i	General Electric