Badanie skuteczności środków farmakologicznych w docelowym modelu dostarczania osierdzia u świń

Podsumowanie

Opracowaliśmy model dla świń do docelowego dostarczania środków farmakologicznych w przestrzeni osierdziowej/płynie. Stosując to podejście, można badać względne korzyści podawanych leków w przypadku indukowanego migotania przedsionków, względnych okresów refrakcji i/lub ochrony niedokrwiennej.

Streszczenie

Do tej pory, wiele środków farmakologicznych stosowanych w leczeniu lub zapobieganiu arytmii w przypadkach otwartego serca powoduje niepożądane ogólnoustrojowe skutki uboczne. Na przykład leki przeciwarytmiczne podawane dożylnie mogą powodować spadki ciśnienia ogólnoustrojowego u już upośledzonego pacjenta kardiologicznego. Podczas wykonywania zabiegów na otwartym sercu chirurdzy często tworzą mały port lub tworzą kołyskę osierdzia, aby stworzyć odpowiednie pola do operacji. Dostęp ten daje możliwości docelowego dostarczania farmakologicznego (antyarytmiczne lub niedokrwienne środki kondycjonujące) bezpośrednio do tkanki mięśnia sercowego bez niepożądanych skutków ubocznych.

Opracowaliśmy model świni do testowania środków farmakologicznych do docelowego dostarczania w płynie osierdziowym. W pełni znieczulone każde zwierzę zostało wyposażone w cewnik Swan-Ganz, a także cewniki ciśnieniowe lewej i prawej komory, a przewody stymulacyjne umieszczono w uszku prawego przedsionka i prawej komorze. Następnie wykonano sternotomię przyśrodkową i stworzono kołyskę dostępu osierdziowego; W uszku lewego przedsionka umieszczono elektrodę do stymulacji wgłębnej, a w lewej komorze dwubiegunową elektrodę. Za pomocą programatora i systemu mapowania serca określono okres refrakcji węzła przedsionkowo-komorowego (AVN), przedsionków i komór. Ponadto wywołano migotanie przedsionków (AF) przy użyciu stymulatora trawy i obserwowano czas w migotaniu przedsionków. Pomiary te wykonano przed zabiegiem, a także 30 min i 60 min po leczeniu osierdzia. Dla wybranych badań dodano dodatkowe punkty czasowe. Serce zostało następnie kardiochirurgicznie i reanimowane w czterokomorowym trybie pracy. Pomiary ciśnienia i funkcji były rejestrowane przez 1 godzinę po reanimacji. Ten model strategii leczenia pozwolił nam zaobserwować działanie środków farmakologicznych, które mogą zmniejszać częstość występowania zaburzeń rytmu serca i/lub uszkodzeń niedokrwiennych, w trakcie i po operacji na otwartym sercu.

Wprowadzenie

Obecnie w procedurach na otwartym sercu, klinicyści stosują leki przeciwarytmiczne i inne środki lecznicze ogólnoustrojowo. Jednak może to być problematyczne dla wielu pacjentów, zwłaszcza tych, którzy są już klinicznie upośledzeni. Na przykład leczenie dożylne może powodować ogólnoustrojowe spadki ciśnienia krwi lub dysfunkcję nerek; Ponadto mogą powodować problemy z zarządzaniem znieczuleniem i / lub inne długoterminowe skutki uboczne.

Tutaj stworzyliśmy model do testowania skuteczności podawania środków farmakologicznych do przestrzeni osierdziowej. Na przykład, podejście to może być wykorzystane do testowania leków antyarytmicznych, badania związków, które mogą zwiększać czynność serca i/lub promować regenerację mięśnia sercowego po zabiegach chirurgicznych. Zaobserwowano korzyści w docelowym podawaniu leków do przestrzeni osierdzia w porównaniu z podawaniem dożylnym: np. nasze laboratorium wykazało, że miejscowe dostarczanie leków przeciwarytmicznych, takich jak metoprolol, chroni przed występowaniem arytmii, jednocześnie minimalizując obniżenie ciśnienia krwi ¹. Ta strategia dostarczania docelowego daje również możliwość podawania wyższych stężeń ogniskowych przy jednoczesnej minimalizacji poziomów ogólnoustrojowych. Na przykład wysoki poziom dożylnie dostarczanych stężeń kwasów tłuszczowych może powodować hemolizę, ale poród osierdziowy minimalizuje ten problem ².

Ten paradygmat badania składa się z trzech głównych celów do określenia skuteczności związków dostarczanych przez osierdzie: 1) określenie in situ okresów oporności węzła komorowego przedsionkowego, przedsionków i komór, przed leczeniem oraz 30 i 60 minut po leczeniu; 2) względne obciążenie migotaniem przedsionków in situ przed leczeniem oraz 30 i 60 minut po leczeniu (często dodawano dodatkowe punkty czasowe) 3) analiza funkcjonalna serca po jego reanimacji ³ w tym monitorowanie hemodynamiczne, częstość akcji serca, metabolizm serca (mleczan i glukoza) pobrane z zatoki wieńcowej, frakcja wyrzutowa (EF%) i grubość ściany komory (cm) monitorowane co 10 minut po reanimacji Ten model strategii leczenia pozwolił nam zaobserwować działanie środków farmakologicznych, które mogą zmniejszać częstość występowania zaburzeń rytmu serca i (lub) uszkodzeń niedokrwiennych, w trakcie i po operacji na otwartym sercu lub przeszczepie.

Protokół

Protokół ten został zatwierdzony przez Komitet ds. Opieki i Korzystania ze Zwierząt (Institutional Animal Care and Use Committee) Uniwersytetu Minnesoty.

Rysunek 1. Schemat paradygmatu badania Prosimy kliknąć tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.

1. Przygotowanie chirurgiczne świni

1. Podaj świni (70-80 kg) 5-7 mg/kg tiletaminy/zilazipamu poprzez wtryskiwanie domięśniowe. Wprowadź cewnik do żyły usznej i podaj 5-7 mg/kg metoheksytalu poprzez dostęp dożylny. Intubuj zwierzę rurką endotrachealną i zapewnij wentylację.
2. Podawaj izofluran >1,2% MAC w mieszaninie powietrza i tlenu, aby utrzymać chirurgiczną płaszczyznę znieczulenia. Przed przystąpieniem do jakichkolwiek manipulacji upewnij się, że zwierzę znajduje się w głębokiej płaszczyźnie znieczulenia, sprawdzając brak napięcia żuchwy i utrzymując znieczulenie powyżej minimalnego stężenia pęcherzykowego (MAC) dla świń. Wstępną kontrolę głębokości znieczulenia przeprowadza się poprzez stwierdzenie braku napięcia żuchwy, a poziomy izofluranu są monitorowane w sposób ciągły przez cały zabieg (>1,5 MAC), aby zapewnić głęboką płaszczyznę znieczulenia.
3. Ostrożnie odsłoń prawą żyłę szyjną zewnętrzną oraz tętnicę szyjną, stosując kauteryzację i rozczepianie tępe. Wprowadź cewnik Swan-Ganz 8,5F do żyły szyjnej zewnętrznej i nadmuchaj balon do 1,5 cc. Następnie przeprowadź cewnik przez prawy przedsionek, do komory i przez zastawkę płucną w dół tętnicy płucnej, aż do momentu wyczucia ciśnienia zaklinowania.
4. Wymuś spadek ciśnienia w balonie i pozostaw cewnik w tej pozycji. Zapisz ciśnienie w prawym przedsionku i ciśnienie w tętnicy płucnej, używając balonu. Dodatkowo zapisz ciśnienie zaklinowania lub ciśnienie w płucach (a jeśli płuca są uznane za zdrowe, zapisz również ciśnienie w lewym przedsionku).
   UWAGA: Cewnik ten pozwala również na oszacowanie rzutu serca.
5. Wprowadź dodatkowy balonowy cewnik do pomiaru ciśnienia 5,0F do żyły szyjnej zewnętrznej i do prawej komory w celu ciągłego zapisu ciśnienia.
6. Wprowadź balonowy cewnik do pomiaru ciśnienia 5,0F do tętnicy szyjnej, przeprowadź go przez zastawkę aortalną i pozostaw w lewej komorze. Przepłucz wszystkie cewniki ciśnieniowe 20 jednostek/ml soli fizjologicznej z heparyną, podłączając je do przetwornika ciśnienia, a następnie zapisz wszystkie dane ciśnienia z lewej komory, prawej komory (oraz szacowany rzut serca), ciśnienie w tętnicy płucnej oraz ciśnienie w prawym przedsionku.
7. W celu monitorowania obwodowego wprowadź cewnik 18F do odgałęzienia tętnicy udowej dla monitorowania ciśnienia krwi lub gazometrii w czasie rzeczywistym. Podczas procedury zapisuj czynność serca i temperaturę.
8. Ostrożnie odsłoń lewą żyłę szyjną zewnętrzną, stosując kauteryzację i rozczepianie tępe. Wprowadź dwa wprowadzacze do hemostazy 11,0F do żyły szyjnej i zabezpiecz je szwami z jedwabiu 0. Wprowadź sterowalne cewniki do wprowadzaczy.
9. Pod kontrolą fluoroskopii umieść elektrody do aktywnej fiksacji w prawym przedsionku oraz w koniuszku prawej komory.
   UWAGA: Elektroda do fiksacji to chirurgicznie wszczepiony przewód łączący serce z implantowanym rozrusznikiem.
10. Podłącz kable analizatora do elektrod i sprawdź przechwytywanie za pomocą programatora. Ustaw parametry na 8V, czas trwania 0,25 msec i ustaw częstotliwość stymulacji o minimum 10 bpm wyższą niż aktualna czynność własna serca. Zapisz impedancję względną dla każdej elektrody.
11. Wykonaj przyśrodkowe cięcie chirurgiczne od wyrostka mieczowatego do miejsca przyczepu mięśni mostkowo-obojczykowo-sutrowych. Użyj piły do mostka, aby usunąć przednią wypukłość mostka (kość kilowata), co umożliwi częściowe przyśrodkowe rozczepienie mostka. Pozostałe części struktury kostnej mostka przetnij nożycami. Rozczep więzadło mostkowo-osierdziowe i odsuniecie mostek.
12. Za pomocą rozczepiania tępego oddziel osierdzie od opłucnej. Wykonaj przyśrodnie cięcie strzałkowe (3-5 cm) w osierdziu i stwórz kolebkę osierdziową, mocując ją czterema węzłami kwadratowymi w każdym rogu (po stronie prawej, lewej, górnej i dolnej).
13. Umieść tymczasową elektrodę bipolarną w obszarze koniuszka lewej komory oraz wprowadź jednobiegunową tymczasową elektrodę stymulującą do uszka lewego przedsionka.
14. Eutanazję przeprowadza się poprzez usunięcie serca w głębokiej narkozie.

2. Przygotowanie do monitorowania elektrofizjologicznego

1. System mapowania serca.
   1. Wybierz badanie AF w systemie mapowania serca. Podłącz dwubiegunowe elektrody stymulujące epikardialne komór oraz elektrody epikardialne w uszku przedsionka za pomocą klipsów typu „aligator” do odpowiednich ustawień w skrzynce rozdzielczej. Podłącz do systemu elektrody EKG oraz elektrody uziemiające.
2. Oscyloskop i stymulator Grass.
   1. Podłącz dwubiegunową elektrodę stymulującą lewej komory oraz jednobiegunową elektrodę przedsionkową w skrzynce rozdzielczej do stymulatora Grass, który jest podłączony do oscyloskopu w celu weryfikacji elektrycznej.
3. Programowana stymulacja elektrofizjologiczna.
   1. Zabezpiecz elektrody prawego przedsionka i elektrody prawej komory w rozruszniku serca. Umieść głowicę telemetrii programatora nad rozrusznikiem. Wybierz badanie stymulacji elektrodą rozrusznika (PES) i ustaw parametry na 8V; usuń wszystkie parametry pacjenta. Ustaw czas trwania stymulacji na 8 impulsów co 400 msec (lub 300 msec).

3. Badanie In Situ

1. Okres refrakcji: Paradygmat badania.
   1. Wyznacz bazowy efektywny okres refrakcji przedsionków (AERP), okres refrakcji węzła przedsionkowo-komorowego (AVNERP) oraz efektywny okres refrakcji komór (VERP), a także wartości po 30 i 60 min od podania związku/leku/kontroli do osierdzia; w razie potrzeby można dodać dodatkowe punkty czasowe.
2. Okres refrakcji: Ustawienia programatora.
   1. Wprowadź serię impulsów w ramach parametru badania PES do 8 stymulacji (400 ms lub 300 ms), po których następuje minimum 300 ms stymulacji. Zmniejsz czas stymulacji, aż do momentu, gdy komory/przedsionki (odpowiednio) przestaną się kurczyć. Jest to odnotowywane poprzez detekcję z elektrod stymulujących, co pozwala na wyznaczenie względnego okresu refrakcji.

Rycina 2. System EnSite: Wyznaczanie AERP, AVNERP oraz VERP Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

3. Wyznaczanie względnego obciążenia migotaniem przedsionków (AF): Parametry.
   1. Utrzymaj serce zwierzęcia w stanie AF; po 1 min pozwol mu pozostać w tym stanie do 10 min: tzn. przed wywołaniem defibrylacji przedsionków za pomocą bezpośrednich elektrod przy energii 5 joules w celu przerwania AF. Wywołuj indukcję AF do 10 razy w każdym punkcie czasowym. Uwaga: w niniejszym badaniu AF zdefiniowano jako nieregularny rytm z brakiem załamka P.
4. Obciążenie AF: Ustawienia stymulatora Grass i oscyloskopu.
   1. Zoptymalizuj parametry stymulatora Grass tak, aby dostarczał impulsy o częstotliwości 4 Hz z czasem trwania impulsu 2 sec do uszka lewego przedsionka (LAA) za pomocą elektrody stymulującej; zweryfikuj to za pomocą standardowego oscyloskopu. Podaj pojedynczy impuls do LAA, aby wywołać AF.

4. Eksplantacja i reanimacja serca (model transplantacyjny)

1. Kaniulacja korzenia aorty.
   1. Ostrożnie odpreparuj tkankę osierdziową wokół aorty wstępującej i usuń osierdzie. Nałóż dwie szwy (w odstępie 2-3 cm) nicią 2.0 Ethibond w aorcie wstępującej i podaj dożylnie 30 000 jednostek heparyny.
   2. Wprowadź kaniulę do korzenia aorty pomiędzy punkty szwów i zabezpiecz aortę. Po podniesieniu ciśnienia w systemie podawczym usuń prowadnicę z ukośnym zakończeniem i załóż zacisk na kaniulę, aby zablokować przepływ.
2. Przygotowanie kardioplegii.
   1. Podaj zimny roztwór kardioplegii wg metody St. Thomasa do aorty wstępującej pod ciśnieniem 150 mm/hg za pomocą worka ciśnieniowego. Zabeziecz cewnik irygacyjny podłączony do kardioplegii pod ciśnieniem, z kurkiem trójdrożnym na końcu dystalnym. Podłącz kurek do kaniuli korzenia aorty, uruchom stałe płukanie kardioplegią przez cewnik i zabezpiecz go przy kaniuli korzenia aorty.
3. Zacisk (Cross-Clamp).
   1. Zaciśnij żyłę główną dolną atraumatycznym zaciskiem 1-2 cm powyżej przepony. Zaciśnij aortę wstępującą atraumatycznym zaciskiem kątowym 1-2 cm powyżej kaniuli korzenia aorty.
4. Zacisk i kardioplegia.
   1. Zdejmij zacisk z kaniuli korzenia aorty i podaj kardioplegię pod ciśnieniem 150 mm/hg w kierunku zastawki aortalnej, co spowoduje zamknięcie zastawki i perfuzję tętnic wieńcowych.
   2. Zaciśnij żyłę główną górną i wykonaj niewielkie nacięcie w tętnicy płucnej, aby zapobiec nadciśnieniu w sercu. Po zatrzymaniu akcji serca (asystolia) wyciąć i wyjąć serce z klatki piersiowej, a następnie umieścić je w kąpieli z zimnego buforu Krebsa-Henseleita (~3-8 °C).
5. Reanimacja.
   1. Zakaniuluj duże naczynia i przygotuj serce zgodnie z metodologią Visible Heart (3). Gdy perfundowane serce osiągnie temperaturę 37±5 °C, przywróć naturalny rytm zatokowy, podając wstrząsy o energii 34 J do komór za pomocą epikardialnych elektrod płatowych.

5. Paradygmat badania in vitro

1. Nieprzerwanie monitoruj funkcje serca przez 60 min po reanimacji. Prowadź ciągły monitoring echokardiograficzny w trybie 2D w przekroju krótkiej osi: widok LV tuż poniżej zastawki mitralnej.
2. Obliczaj grubość ścian komór oraz frakcje wyrzutowe co 10 min po reanimacji (patrz poniżej). Pobieraj próbki z zatoki wieńcowej (1 cc) w -5 min oraz co 5 min w okresie oceny.
3. Monitorowanie.
   1. Monitoruj hemodynamiczne parametry lewej i prawej komory, w tym ciśnienia, przepływy i zmiany objętości.
4. Echokardiografia: Frakcja wyrzutowa.
   1. Umieść przezklatkową sondę echo bezpośrednio na sercu, uzyskując obraz w przekroju krótkiej osi na poziomie mięśni papilarnych. Obliczaj frakcję wyrzutową (EF %) w trybie 4-jamowym co 10 min, korzystając z równania: LV End Diastolic Volume − LV End Systolic Volume X 100/LV End Diastolic volume
5. Echokardiografia: Grubość ściany lewej komory.
   1. Mierz grubość ściany komory (cm) w oknie przekroju krótkiej osi na poziomie mięśni papilarnych w odstępach 10 min przez godzinę po reanimacji. Zmierz cztery punkty lewej komory za pomocą suwmiarki ekranowej i oblicz średnią.
6. Metabolizm mięśnia sercowego.
   1. Wprowadź sterowalny cewnik do zatoki wieńcowej (CS). Pobierz próbkę 1 cc z CS 5 min przed reanimacją oraz co 5 min po reanimacji przez 1 h. Przebadaj próbki pod kątem poziomu mleczanów i glukozy; można również ocenić inne gazy krwi.

Wyniki

Wyniki te są charakterystyczne dla danych, które można zebrać, wykorzystując ten model dostarczania celowanego środków farmakologicznych u świń. Dane te wykazały znaczny wzrost efektywnych okresów refrakcji komór (VERP) po infuzji DHA in situ. Ponadto dane potwierdzają wzrost ciśnienia w lewej komorze po podaniu DHA w porównaniu z grupą kontrolną in vitro. Ciśnienie w LV w sercach traktowanych DHA było znacznie wyższe w porównaniu z grupą kontrolną w kilku punktach czasowych. Dane te potwierdzają istnie...

Dyskusja

W tym miejscu zademonstrowaliśmy unikalne podejście do testowania potencjalnej skuteczności docelowych związków dostarczanych do przestrzeni osierdziowej. Ten paradygmat badawczy może być wykorzystany do testowania obecnie wprowadzanych na rynek produktów farmaceutycznych lub związków eksperymentalnych, zapewniając w ten sposób bezpośrednie zastosowania translacyjne w różnych warunkach klinicznych. W ramach tej strategii leczenia istnieją dwa główne zastosowania kliniczne w dostarczaniu leków do przestrzeni osierdzia: 1)...

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
Przewód SelectSecure 3830	stymulacyjny Medtronic
C304 Cewnik odchylany	Sterowalny		do zakładania przewodów
Przewody stymulacyjne SelectSecure 3830 z	Medtronic
		trawy S48 Stymulator	elektryczny
Stymulacja unipolarna Premium 6500			Elektrostymulacja wgłębna do
LAA EnSite Mapowanie			System mapowania elektrofizjologii
Programator CareLink 2092	Programator Medtronic
Rozrusznik serca GEM II	Rozrusznik serca Medtronic		może
Kaniula korzenia aorty DLP Kaniula korzenia aorty	Medtronic		do przeszczepu
Fluoroskopia ramienia C	Ziehm		Obrazowanie fluoroskopowe
Oscyloskop	Tektronix
11F Wprowadzenie do hemostazy	SafeScover		Wprowadzenie do hemostazy
Cewnik Swan-Ganz 8.0F	OIOM Medycyna		Cewnik do rozcieńczania termicznego
Balon Venogram	Monitorowanie ciśnienia Oscor
Ultraview SL	Spacelabs		EKG i ciśnienie krwi
s/5 Avance	General Electric		Anestezjolog
Przedsionek 6492 – Jednobiegunowa tymczasowa elektrostymulacja przedsionków Tymczasowa stymulacja	Medtronic
Pracownia elektrokardiograficzna 2D	VIVID i	General Electric