Artykuł metodologiczny

Jednoczesne obrazowanie PET/MRI podczas niedotlenienia-niedokrwienia mózgu myszy

11.8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/52728

⸱

20 września 2015

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biomedical Engineering, University of California, Davis, 2Nuclear Magnetic Resonance Facility, University of California, Davis, 3Biomedical Imaging, Genentech, Inc, 4Department of Radiology, University of California, Davis

W tym artykule

Podsumowanie

Przedstawiona tutaj metoda wykorzystuje jednoczesną pozytonową tomografię emisyjną i obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego. W modelu niedotlenienia i niedokrwienia mózgu dynamiczne zmiany w dyfuzji i metabolizmie glukozy zachodzą w trakcie i po urazie. Ewoluujące i niepowtarzalne uszkodzenia w tym modelu wymagają jednoczesnej akwizycji, jeśli mają zostać pozyskane znaczące dane obrazowania multimodalnego.

Streszczenie

Dynamiczne zmiany w dyfuzji wody w tkankach i metabolizmie glukozy występują podczas i po niedotlenieniu w niedotlenieniu-niedokrwieniu mózgu, odzwierciedlając zaburzenia bioenergetyczne w dotkniętych komórkach. Obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego zależnego dyfuzją (MRI) identyfikuje obszary, które są uszkodzone, potencjalnie nieodwracalnie, przez niedotlenienie i niedokrwienie. Zmiany w wykorzystaniu glukozy w dotkniętej tkance mogą być wykrywalne za pomocą obrazowania pozytonowej tomografii emisyjnej (PET) wychwytu 2-deoksy-2-(18F)fluoro-ᴅ-glukozy ([18F]FDG). Ze względu na szybki i zmienny charakter urazu w tym modelu zwierzęcym, pozyskiwanie danych w obu trybach musi być prowadzone jednocześnie, aby w miarodajny sposób skorelować dane PET i MRI. Ponadto zmienność między zwierzętami w urazie niedotlenieniowo-niedokrwiennym spowodowana różnicami naczyniowymi ogranicza zdolność do analizowania danych multimodalnych i obserwowania zmian w podejściu grupowym, jeśli dane nie są pozyskiwane jednocześnie u poszczególnych osób. Przedstawiona tutaj metoda pozwala na uzyskanie zarówno danych MRI zależnych dyfuzją, jak i [18F]FDG wychwytu u tego samego zwierzęcia przed, w trakcie i po prowokacji hipoksyjnej w celu zbadania natychmiastowych zmian fizjologicznych.

Wprowadzenie

Na całym świecie, udar mózgu jest drugą najczęstszą przyczyną zgonów i główną przyczyną niepełnosprawności 1. Kaskada zdarzeń biochemicznych i fizjologicznych, które występują w trakcie i ostro po zdarzeniu udaru, następuje szybko i ma wpływ na żywotność tkanek i ostatecznie na wynik 2. Szacuje się, że niedotlenienie i niedokrwienie mózgu (H-I), które prowadzi do encefalopatii niedotlenieniowo-niedokrwiennej (HIE), dotyka odpowiednio do 0,3% i 4% porodów donoszonych i przedwczesnych 3,4. Śmiertelność u niemowląt z HIE wynosi około 15% do 20%. U 25% osób, które przeżyły HIE, w wyniku urazu dochodzi do trwałych powikłań, w tym upośledzenia umysłowego, deficytów ruchowych, porażenia mózgowego i epilepsji 3,4. Wcześniejsze interwencje terapeutyczne nie okazały się godne przyjęcia jako standard opieki, a konsensus nie został jeszcze osiągnięty, że najbardziej zaawansowane metody, oparte na hipotermii, skutecznie zmniejszają zachorowalność 3,5. Inne kwestie sporne to sposób podawania hipotermii i selekcja pacjentów 6. W związku z tym strategie neuroprotekcji i neuroodbudowy są nadal żyznym obszarem dla badań7.

Modele H-I mózgu są dostępne od lat 60., a następnie zostały dostosowane do myszy 8,9. Ze względu na charakter modelu i lokalizację podwiązania, istnieje nieodłączna zmienność wyniku wynikająca z różnicy w przepływie bocznym między zwierzętami 10. W rezultacie modele te są bardziej zmienne w porównaniu z podobnymi modelami, takimi jak niedrożność tętnicy środkowej mózgu (MCAo). Pomiar zmian fizjologicznych w czasie rzeczywistym został zademonstrowany za pomocą laserowego przepływomierza dopplerowskiego, a także rezonansu magnetycznego 11 ważonego dyfuzją. Obserwowana zmienność wewnątrzzwierzęca w przepływie krwi w mózgu podczas i bezpośrednio po niedotlenieniu, a także w ostrych wynikach, takich jak objętość zawału i deficyt neurologiczny, sugeruje, że korzystne byłoby jednoczesne pozyskiwanie i korelacja danych multimodalnych.

Ostatnie postępy w jednoczesnej pozytonowej tomografii emisyjnej (PET) i obrazowaniu metodą rezonansu magnetycznego (MRI) otworzyły nowe możliwości w obrazowaniu przedklinicznym 12-14. Potencjalne zalety tych hybrydowych, połączonych systemów do zastosowań przedklinicznych zostały opisane w literaturze 15,16. Podczas gdy wiele pytań przedklinicznych można rozwiązać, obrazując pojedyncze zwierzę sekwencyjnie lub obrazując poszczególne grupy zwierząt, pewne sytuacje – na przykład, gdy każdy przypadek zdarzenia, takiego jak udar, objawia się w sposób unikalny, przy szybko rozwijającej się patofizjologii – sprawiają, że pożądane, a nawet konieczne jest stosowanie jednoczesnych pomiarów. Jednym z takich przykładów jest neuroobrazowanie funkcjonalne, w którym w badaniach nad stymulacją wąsów szczurów wykazano ostatnio jednoczesną stymulację 2-deoksy-2-(18F)fluoro-ᴅ-glukozy ([18F]fdg) PET i MRI zależnym od poziomu tlenu we krwi (BOLD) 14.

Tutaj demonstrujemy jednoczesne obrazowanie PET/MRI podczas wystąpienia udaru niedotlenieniowo-niedokrwiennego, w którym fizjologia mózgu nie jest w stanie stacjonarnym, ale zamiast tego zmienia się gwałtownie i nieodwracalnie podczas wyzwania hipoksyjnego. Zmiany w dyfuzji wody, mierzone za pomocą MRI i określane ilościowo za pomocą współczynnika pozornej dyfuzji (ADC) uzyskanego z obrazowania zależnego dyfuzją (DWI), zostały dobrze scharakteryzowane pod kątem udaru mózgu w danych klinicznych i przedklinicznych 17,18. W modelach zwierzęcych, takich jak MCAo, dyfuzja wody w dotkniętej chorobą tkance mózgowej gwałtownie spada z powodu kaskady bioenergetycznej prowadzącej do obrzęku cytotoksycznego 18. Te ostre zmiany ADC obserwuje się również w modelach niedotlenienia-niedokrwienia mózgu u gryzoni 11,19. [18plików]Obrazowanie FDG PET zastosowano u pacjentów po udarze mózgu w celu oceny zmian w miejscowym metabolizmie glukozy 20, a w niewielkiej liczbie badań na zwierzętach in vivo wykorzystano również [18F] FDG 21, w tym w modelu niedotlenienia i niedokrwienia mózgu 22. Ogólnie rzecz biorąc, badania te wykazują zmniejszone wykorzystanie glukozy w regionach niedokrwiennych, chociaż badanie z wykorzystaniem modelu z reperfuzją nie wykazało korelacji tych zmian metabolicznych z późniejszym rozwojem zawału 23. Jest to przeciwieństwo zmian dyfuzyjnych, które były związane z nieodwracalnie uszkodzonym rdzeniem 21. Dlatego ważne jest, aby móc uzyskać uzupełniające informacje pochodzące z [18F]FDG PET i DWI w sposób jednoczesny podczas ewolucji udaru, ponieważ może to dostarczyć istotnych informacji na temat postępu urazu i wpływu interwencji terapeutycznych. Metoda, którą tutaj opisujemy, jest łatwa do użycia z różnymi znacznikami PET i sekwencjami MRI. Na przykład obrazowanie PET [15O]H2O wraz z DWI i obrazami zależnymi od perfuzji (PWI) z MRI może być wykorzystane do dalszego badania rozwoju półcienia niedokrwiennego i walidacji obecnych technik w dziedzinie obrazowania udaru.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury postępowania ze zwierzętami opisane w niniejszym dokumencie, zgodnie z wytycznymi Animal Research: Reporting In Vivo Experiments (ARRIVE), zostały przeprowadzone zgodnie z protokołami zatwierdzonymi przez Association for Assessment of Accreditation of Laboratory Animal Care (AAALAC) International akredytowane przez Institutional Animal Care and Use Committee na Uniwersytecie Kalifornijskim w Davis. Właściwa operacja nie powinna powodować żadnych objawów bólu lub dyskomfortu u zwierzęcia, ale w przypadku zaobserwowania tych objawów należy podjąć odpowiednie kroki, w tym podanie leków przeciwbólowych lub w niektórych przypadkach eutanazji. Prawa strona zwierząt została wybrana arbitralnie do opisanej jednostronnej procedury.

1. Jednostronne podwiązanie tętnicy szyjnej wspólnej (CCA)

  1. Przygotuj sterylne pole ze sterylizowanymi narzędziami chirurgicznymi i materiałami wygodnie rozmieszczonymi. Upewnij się, że poduszka grzewcza jest podgrzana do 37 °C z sondą temperatury umieszczoną bezpiecznie na podkładce. Pamiętaj, aby użyć sterylnej serwety, aby zakryć pole operacyjne.  
  2. Znieczulić zwierzę (izofluran, 1-3% w powietrzu o stężeniu 0,5-1 l/min) i ułożyć zwierzę w pozycji leżącej z ogonem skierowanym na zewnątrz. Sprawdź znieczulenie, szczypiąc palec u nogi - nie powinno to wywołać żadnej reakcji, jeśli zwierzę jest odpowiednio znieczulone. Nałóż maść okulistyczną na oczy.
  3. Nałóż krem do depilacji na dolną część szyi i górną część klatki piersiowej za pomocą 1-2 bawełnianych wacików. Odczekaj 1-3 minuty, a następnie usuń włosy i krem za pomocą mokrej gazy lub wacików nasączonych alkoholem. Przetrzyj obszar nacięcia Betadine w sposób okrężny od wewnątrz na zewnątrz, a następnie zmień na sterylne rękawiczki chirurgiczne.
  4. Za pomocą nożyczek chirurgicznych wykonaj nacięcie o długości około 1 cm wzdłuż linii środkowej dolnej części szyi. Ostrożnie oddziel zewnętrzną skórę od otaczającej powięzi za pomocą nożyczek chirurgicznych.
  5. Za pomocą dwóch kleszczyków do szycia mikrotęczówki McPhersona oddziel prawą tętnicę szyjną wspólną od powięzi, uważając, aby nie uszkodzić żył lub nie naruszyć nerwu błędnego.
  6. Używając kleszczy po prawej stronie, wysuń na zewnątrz prawe CCA w stabilnej pozycji. Zastosuj kilka kropli soli fizjologicznej, aby zapobiec wysuszeniu. Przełóż odpowiednią długość (2-3 cm) jedwabnego szwu 6-0 pod prawym CCA i podwiąż za pomocą podwójnego węzła kwadratowego. Opcjonalnie ponownie podwiązać za pomocą drugiej długości jedwabnego szwu 6-0.
  7. Zmień położenie prawego CCA i usuń nadmiar płynu z otwarcia za pomocą sterylnego wacika z końcówką gąbki. Zamknij nacięcie jedwabnym szwem 6-0. Lidokainę stosować miejscowo w dawce do 7 mg/kg.
  8. Pozwól zwierzęciu dojść do siebie po znieczuleniu do czasu ambulatoryjnego (około 30 min) i przeprowadź monitorowanie pooperacyjne do momentu, gdy zwierzę będzie gotowe do obrazowania.

2. Przygotowanie do obrazowania: Kontrole systemu i sprzętu

  1. Zainstaluj sprzęt i oprogramowanie dla systemów MRI i PET i sprawdź ich działanie w następujący sposób. Upewnij się, że wszystkie połączenia fizyczne są bezpieczne, a ustawienia oprogramowania są odpowiednio wybrane.
    1. Upewnij się, że system PET ma zalecaną temperaturę roboczą 5 °C za pomocą układu chłodzenia powietrzem.
    2. Zamontuj system PET wewnątrz otworu MRI, wyrównując środki pola widzenia PET i MRI (FOV) przy użyciu znanych przesunięć osiowych. Zamontuj cewkę MRI wewnątrz otworu systemu PET i wyśrodkuj cewkę z systemem PET i centrami magnesów MRI.
    3. Włącz elektronikę PET dla zasilania i napięcia polaryzacji (Uwaga: kroki będą się różnić w zależności od instrumentu). Wykonaj szybkie (5 minut) skanowanie za pomocą butli 68Ge i sprawdź wynikowy sinogram, aby upewnić się, że wszystkie detektory są sprawne.
    4. Opcjonalnie należy pozyskać dane, które mają być wykorzystane w matrycy transformacji PET/MRI do celów wspólnej rejestracji: Wypełnij trójwymiarowy fantom (np. trzy wypełnione kulki) 200 μCi roztworu wodnego 18F i pobieraj przez 15 minut za pomocą PET. Uzyskaj anatomiczne dane MRI: w oknie Scan Control (Sterowanie skanowaniem) wybierz sekwencję multi-slice multi-echo (MSME) (patrz Tabela 1). Powtórz dla wszystkich trzech głównych orientacji: osiowej, strzałkowej i czołowej.
  2. Sprawdź ustawienia i działanie pompy infuzyjnej. Ustawić pompę na 4,44 μl na minutę, co w ciągu 45 minut ciągłego wlewu dostarcza całkowitą objętość 200 μl, co stanowi typowy zalecany limit dla iniekcji dożylnych u zwierzęcia o masie 20 g.
  3. Sprawdź działanie grzałki i upewnij się, że temperatura wyjściowa jest wystarczająca do utrzymania zwierzęcia w cieple (37 °C). Sprawdź, czy monitorowanie temperatury i oddechu jest włączone, przygotowując się do umieszczenia zwierzęcia na łóżku dla zwierząt.
  4. Sprawdź działanie przepływomierzyO2 iN2 (dla 0.5 l/min: O2 przy 57.2 mg/min i N2 przy 0.575 g/min), włączając oba przy wyłączonym źródle sprężonego powietrza i włączonych źródłach O2 i N2. Aby uniknąć ryzyka uszkodzenia przepływomierzy, nie włączaj ich bez wystarczającego ciśnienia wejściowego.
  5. Upewnij się, że parownik izofluranu jest wystarczająco napełniony. Przed przystąpieniem do obrazowania należy rozpocząć przepływ znieczulenia izofluranem na poziomie 1-2% i 0,5 do 1 l/min.
  6. Przygotuj legowisko dla zwierząt, upewniając się, że systemy znieczulające, podkładki oddechowej i podgrzewacze są bezpiecznie ustawione i działające. W celu zwiększenia dokładności korejestracji PET/MRI, markery odniesienia (np. rurki kapilarne wypełnione radioznacznikiem o stężeniu podobnym do wstrzykiwanego w celu obrazowania) mogą być przymocowane do łóżka zwierzęcia w polu widzenia.

3. Przebieg pracy z obrazowaniem

Po zakończeniu wszystkich niezbędnych kontroli sprzętu, przejdź do obrazowania w następujący sposób:

  1. Znieczulić zwierzę izofluranem i wprowadzić cewnik do żyły ogonowej (igła 28 G, rurka PE-10 mniejsza niż 5 cm) wypełniony heparynizowaną solą fizjologiczną (0,5 ml heparyny, 1000 USP/ml, w 10 ml soli fizjologicznej). Ogrzanie zwierzęcia i/lub ogona może poprawić dokładność wprowadzania cewnika. Opcjonalnie umieść kroplę kleju cyjanoakrylowego w miejscu wprowadzenia, aby zabezpieczyć linię dożylną.
  2. Przenieś zwierzę na przygotowane legowisko dla zwierząt. Upewnij się, że głowa zwierzęcia jest bezpieczna, z górnymi siekaczami zabezpieczonymi listwą zębatą i nausznikami na miejscu, jeśli są używane.
  3. Nałóż maść okulistyczną na oczy, aby zapobiec wysuszeniu. Włóż termometr z sondą doodbytniczą. Upewnij się, że odczyty temperatury i oddechu działają.
  4. Pobrać dawkę radioznacznika (około 600 μCi na 200 μl), która ma być wstrzyknięta do heparynizowanego rurki PE-10 o odpowiedniej długości – około 3 m dla rurki PE-10 i objętości 200 μl. Podłączyć jeden koniec tej rurki do strzykawki pompy infuzyjnej, a drugi do przewodu cewnika do żyły ogonowej, uważając, aby nie spowodować przebić rurki.
  5. Wsuń legowisko zwierzęcia do przodu do otworu magnesu, uważając, aby nie zakłócić ustawienia cewki MRI i żadnych przewodów lub, zwłaszcza rurki anestezjologicznej. Upewnij się, że środek mózgu jest wyrównany ze środkami cewki MRI, systemu PET i magnesu MRI.
  6. Wykonaj strojenie i dopasowanie cewki MRI, obracając pokrętła regulacyjne na cewce, minimalizując niedopasowania impedancji (sprawdź specyfikację cewki) i częstotliwości (300 MHz przez 1godzinę przy 7 Tesli), obserwując wyświetlacz przedwzmacniacza dużej mocy.
  7. (MRI) Po dostrojeniu i dopasowaniu uzyskaj obraz zwiadowczy: wybierz sekwencję RARE tripilota i uruchom sekwencję w oknie sterowania skanowaniem. Sprawdź pozycję zwierzęcia, powtarzając kroki 3.5 i 3.6 w razie potrzeby. Zresetuj podkładki regulacyjne do wartości zerowej.
  8. (MRI) Wykonać zlokalizowany, punktowo-rozdzielczy skan spektroskopowy (PRESS) w objętości w mózgu: Uruchom sekwencję PRESS (patrz Tabela 1) w objętości prostokątnej o wymiarach 3,9 mm × 6 mm × 9 mm. Sprawdź szerokość linii wodnej za pomocą makropolecenia CalcLineWidth. Jeśli dopuszczalna jest wartość pełnej szerokości przy połowie maksimum (FWHM) (np. 0,2 ppm), przejdź do kroku 3.10. Jeśli nie, przejdź do kroku 3.9.
  9. (MRI) Uzyskaj mapę pola: Uruchom sekwencję FieldMap (patrz Tabela 1). Uzyskanych danych można użyć dla podkładki rzutowania pod wieloma kątami (MAPSHIM), uruchamiając makro MAPSHIM i wybierając dopasowania lokalne liniowe i drugiego rzędu (z2). Powtórz krok 3.8.
  10. (MRI) Ustaw plan wycinka dla skanu DWI (patrz Tabela 1): za pomocą Edytora geometrii upewnij się, że pole widzenia akwizycji jest ustawione tak, aby uzyskać pożądaną objętość zainteresowania w mózgu. Jeśli wynikowy plan przekrojów jest wyrównany zgodnie z potrzebami, skopiuj ten plan przekrojów w oknie Kontrola skanowania dla wszystkich kolejnych skanów DWI. Rozpocznij nabywanie.
  11. (PET) Po przygotowaniu i przygotowaniu do rozpoczęcia pobierania PET uruchomić pompę infuzyjną. Po upływie z góry ustalonego opóźnienia, w którym wstrzyknięto sól fizjologiczną z cewnika, należy rozpocząć akwizycję PET (patrz Tabela 1) w celu wychwycenia wejścia radioznacznika. Należy monitorować szybkość zliczania i zwracać uwagę na stopniowy wzrost liczby wskazujący na udane wstrzyknięcie.
  12. Po 10-15 minutach rozpocznij wyzwanie hipoksyjne równolegle z krokiem 3.12. Aby zainicjować prowokację hipoksyjną, wyłącz przepływ powietrza medycznego i natychmiast włącz przepływomierzeO2 iN2 z ustalonymi ustawieniami, aby dostarczyć 8% tlenu i 92% azotu oraz zmniejszyć izofluran do 0,8%. Nie włączaj przepływomierzy bez ciśnienia wejściowego.
  13. (MRI) W tym samym czasie, co w kroku 3.12, rozpocznij akwizycję DWI przygotowaną w kroku 3.10 (skan "H1").
  14. (MRI) Rozpocznij akwizycję DWI (skan "H2"), przygotowany w kroku 3.10, natychmiast po zakończeniu skanowania H1. Zakończ problem niedotlenienia, wyłączając przepływomierze, przywracając przepływ powietrza medycznego i przywracając stężenie izofluranu do odpowiedniej wartości w oparciu o monitorowanie fizjologiczne.
  15. (MRI) Uzyskaj skan DWI po niedotlenieniu przygotowany w kroku 3.10. Wyłącz pompę infuzyjną po zakończeniu tego skanowania.
  16. (MRI) Uzyskaj obrazy anatomiczne w płaszczyźnie osiowej i strzałkowej. W oknie Scan Control (Okno sterowania skanowaniem) wybierz sekwencję MMŚP (patrz Tabela 1). Korzystając z Edytora geometrii, upewnij się, że pole widzenia akwizycji obejmuje mózg.
  17. Usunąć zwierzę, wrócić do klatki podczas chodzenia i monitorować pod kątem oznak zachorowalności, w razie potrzeby poddać eutanazji z podaniem CO2 , a następnie zwichnięciem szyjki macicy jako metodą wtórną.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Rysunek 1 przedstawia wynik prawidłowego podwiązania tętnicy szyjnej wspólnej przed zamknięciem rany szwem jedwabnym 6-0.

W tej metodzie dane uzyskane z obrazowania są w dużym stopniu zależne od czasowego układu eksperymentu, który z kolei jest określany i modyfikowany przez ograniczenia eksperymentalne, w tym schematy akwizycji obrazów oraz konfigurację aparatury. Kwestie te oraz inne rozważania zostały szerzej omówione w sekcji Dyskusja. Zastosowanie opisanego tutaj protokoł...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Jednoczesny anatomiczny rezonans magnetyczny oraz dynamiczny DWI-MRI i dane PET [18F]FDG z powodzeniem uzyskano od zwierząt doświadczalnych podczas prowokacji hipoksyjnej po wspólnym podwiązaniu tętnicy szyjnej. Stanowi to potężny eksperymentalny paradygmat dla multimodalnego obrazowania szybko rozwijającej się patofizjologii związanej z uszkodzeniami niedokrwiennymi mózgu i może być łatwo rozszerzony do badania innych radioznaczników PET (na przykład markerów zapalenia nerwów) i sekwencji MRI. a także wpływ ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

JM i SW są pracownikami firmy Genentech.

Podziękowania

Autorzy chcieliby podziękować Centrum Obrazowania Molekularnego i Genomicznego na Uniwersytecie Kalifornijskim w Davis oraz Wydziałowi Obrazowania Biomedycznego w Genentech. Prace te były wspierane przez grant National Institutes of Health Bioengineering Research Partnership o numerze R01 EB00993.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Chirurgia
Nożyczki chirurgiczneRobozRS-5852
KleszczeRobozRS-5237
Kleszcze do komarówHartman Miltex7-26
2x kleszcze do szycia McPherson, 8,5 cmDokładne chirurgiczne i Instrumenty naukowe4473Przydatne jest zmniejszenie szerokości otwarcia za pomocą opaski na kleszczach używanych do przytrzymywania tętnicy szyjnej
6-0 pleciony jedwabny szew pokryty silikonem z igłą 3/8 C-1Covidien SofsilkS-1172
homeotermicznychAparat Harvarda507220F
Super klej(ogólny)
Hipoksja
Przepływomierz do O2Alicat ScientificMC-500SCCM-D
Flometr do N2Alicat ScientificMC-5SLPM-D Miernik
O2MSAAltair Pro
Imaging
7.05 Tesla MRI System BrukerBioSpecśrednicy wewnętrznej 20 cm z zestawem gradientowym. Oprogramowanie Paravision 5.1.
Objętość cewki Tx/Rx 1H, średnica wewnętrzna 35 mmBrukerT8100
(wewnętrzny)Detektory 4x24 LSO-PSAPD, matryca
10x10 LSO na detektor,
1,2 mm rozstaw kryształów i głębokość 14 mm. 14 x 14 mm PSAPD. Pole widzenia: 60x35 mm. Okno energetyczne 350-650 keV. 16 Okno czasowe NSEC.
Kaniulacja naczyń Kleszcze DumontaRobozRS-4991
PE-10 rurka polietylenowaBD Intramedic427401
Pompa infuzyjnaBraintree ScientificBS-300
Sprzęt do monitorowania i bramkowania zwierzątAnimal Instruments Inc.Model 1025Używane tylko monitorowanie oddychania
Legowisko dla zwierząt z regulacją temperatury(we własnym zakresie)
System o System PET Small

Bibliografia

  1. Donnan, G. A., et al. The Lancet. 371, 1614-1623 (2008).
  2. Turner, R. C., et al. The science of cerebral ischemia and the quest for neuroprotection navigating past failure to future success A review. Journal of Neurosurgery. 118, 1072-1085 (2013).
  3. Vannucci, R. C., Perlman, J. M. Interventions for perinatal hypoxic ischemic encephalopathy. Pediatrics. 100, 1004-1014 (1997).
  4. Chicha, L., et al. Stem cells for brain repair in neonatal hypoxia–ischemia. Childs Nervous System. 30, 37-46 (2014).
  5. Barks, J. D. Current controversies in hypothermic neuroprotection. Seminars in Fetal and Neonatal. 13 (1), 30-34 (2008).
  6. Jantzie, L. L., et al. Neonatal ischemic stroke a hypoxic ischemic injury to the developing brain. Future Neurology. 3, 99-102 (2008).
  7. James, A., Patel, V. Hypoxic ischaemic encephalopathy. Paediatrics and Child Health. 24 (9), (2014).
  8. Levine, S. Anoxic ischemic encephalopathy in rats. The American Journal of Pathology. 36 (1), (1960).
  9. Vannucci, S. J., et al. Experimental stroke in the female diabetic db db mouse. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 21, 52-60 (2001).
  10. Sheldon, R., et al. Strain related brain injury in neonatal mice subjected to hypoxia ischemia. Brain Research. 810, 114-122 (1998).
  11. Adhami, F., et al. Cerebral ischemia hypoxia induces intravascular coagulation and autophagy. American Journal of Pathology. 169 (2), 566-583 (2006).
  12. Catana, C., et al. Simultaneous in vivo positron emission tomography and magnetic resonance imaging. Proceedings of the National Academy of Sciences. 105, 3705-3710 (2008).
  13. Judenhofer, M. S., et al. Simultaneous PET MRI a new approach for functional and morphological imaging. Nature Medicine. 14, 459-465 (2008).
  14. Wehrl, H. F., et al. Simultaneous PET MRI reveals brain function in activated and resting state on metabolic hemodynamic and multiple temporal scales. Nature Medicine. 19, 1184-1189 (2013).
  15. Judenhofer, M. S., Cherry, S. R. Applications for preclinical PET MRI. Seminars in Nuclear Medicine. 43 (1), 19-29 (2013).
  16. Wehrl, H. F., et al. Preclinical and Translational PET/MR Imaging. Journal of Nuclear Medicine. 55, Suppl 2. 11S-18S (2014).
  17. Heiland, S. Diffusion and Perfusion Weighted MR Imaging in Acute Stroke Principles Methods and Applications. Imaging Decisions MRI. 7, 4-12 (2003).
  18. Loubinoux, I., et al. Spreading of vasogenic edema and cytotoxic edema assessed by quantitative diffusion and T2 magnetic resonance imaging. Stroke. 28, 419-427 (1997).
  19. Ouyang, Y., et al. Evaluation of 2 [18F]fluoroacetate kinetics in rodent models of cerebral hypoxia–ischemia. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 34 (5), 836-844 (2014).
  20. Kuhl, D. E., et al. Effects of stroke on local cerebral metabolism and perfusion mapping by emission computed tomography of 18FDG and 13NH3. Annals of Neurology. 8, 47-60 (1980).
  21. Planas, A. M. Noninvasive Brain Imaging in Small Animal Stroke Models MRI and PET. Neuromethods. 47, 139-165 (2010).
  22. Marik, J., et al. PET of glial metabolism using 2-18F-fluoroacetate. Journal of Nuclear Medicine. 50 (6), 982-990 (2009).
  23. Martín, A., et al. Depressed glucose consumption at reperfusion following brain ischemia does not correlate with mitochondrial dysfunction and development of infarction: an in vivo positron emission tomography study. Current Neurovascular Research. 6, 82-88 (2009).
  24. Carson, R. E. PET physiological measurements using constant infusion. Nuclear Medicine and Biology. 27, 657-660 (2000).
  25. Greve, J. M. The BOLD effect. Methods in Molecular Biology. 771, 153-159 (2011).
  26. Flores, J. E., et al. The effects of anesthetic agent and carrier gas on blood glucose and tissue uptake in mice undergoing dynamic FDG-PET imaging sevoflurane and isoflurane compared in air and in oxygen. Molecular Imaging and Biology. 10, 192-200 (2008).
  27. Delso, G., Ziegler, S. PET MRI system design. European Journal of Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 36, 86-92 (2009).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Obrazowanie dyfuzyjnepob r FDGobrazowanie symultanicznemodel udaru u myszywyzwanie hipoksyjnepozorny wsp czynnik dyfuzjiinfuzja radiotracer wanatomiczny rezonans magnetyczny

Powiązane artykuły