Artykuł metodologiczny

Test komety jako pośrednia miara ogólnoustrojowego stresu oksydacyjnego

30.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/52763

⸱

22 maja 2015

 ,  ,  ,  , 
1Department of Ophthalmology, University of Basel, 2Department of Biomedicine, University of Basel

W tym artykule

Podsumowanie

Test Comet mierzy pęknięcia DNA, wywołane przez różne czynniki. Jeśli wszystkie czynniki (z wyjątkiem stresu oksydacyjnego) powodujące uszkodzenie DNA są utrzymywane na stałym poziomie, ilość uszkodzeń DNA jest dobrym pośrednim parametrem stresu oksydacyjnego. Celem tego protokołu jest wykorzystanie testu kometarnego do pośredniego pomiaru stresu oksydacyjnego.

Streszczenie

Wyższe organizmy eukariotyczne nie mogą żyć bez tlenu; jednak, paradoksalnie, tlen może być dla nich szkodliwy. Cząsteczka tlenu jest chemicznie stosunkowo obojętna, ponieważ ma dwa niesparowane elektrony znajdujące się na różnych orbitalach antywiążących pi*. Te dwa elektrony mają równoległe spiny, co oznacza, że obracają się w tym samym kierunku wokół własnych osi. Dlatego cząsteczka tlenu nie jest zbyt reaktywna. Aktywacja tlenu może zachodzić w wyniku dwóch różnych mechanizmów; albo poprzez redukcję przez jeden elektron na raz (redukcja jednowartościowa), albo poprzez absorpcję energii wystarczającej do odwrócenia spinu jednego z niesparowanych elektronów. Powoduje to produkcję reaktywnych form utleniających (ROS). Istnieje wiele sposobów, w jakie organizm ludzki eliminuje ROS w swoim stanie fizjologicznym. Jeśli produkcja ROS przekracza zdolność naprawczą, dochodzi do stresu oksydacyjnego i uszkadza różne cząsteczki. Istnieje wiele różnych metod, za pomocą których można zmierzyć stres oksydacyjny. Niniejszy manuskrypt koncentruje się na jednej z metod zwanej elektroforezą w żelu komórkowym, znanej również jako "test kometowy", który umożliwia pomiar pęknięć DNA. Jeśli wszystkie czynniki, o których wiadomo, że powodują uszkodzenia DNA, inne niż stres oksydacyjny, są utrzymywane na stałym poziomie, ilość uszkodzeń DNA mierzona za pomocą testu komety jest dobrym parametrem stresu oksydacyjnego. Zasada jest prosta i opiera się na fakcie, że cząsteczki DNA są naładowane ujemnie. Nienaruszona cząsteczka DNA ma tak duży rozmiar, że nie migruje podczas elektroforezy. Pęknięcia DNA, jeśli jednak występują, skutkują mniejszymi fragmentami, które przemieszczają się w polu elektrycznym w kierunku anody. Mniejsze fragmenty migrują szybciej. Ponieważ fragmenty mają różne rozmiary, końcowym wynikiem elektroforezy nie jest wyraźna linia, ale raczej kontinuum o kształcie komety. System ten pozwala na ilościowe określenie powstałej "komety", a tym samym pęknięć DNA w komórce.

Wprowadzenie

Test kometarny został po raz pierwszy opracowany przez szwedzkich naukowców Ostlinga i Johansona1. DNA jest cząsteczką naładowaną ujemnie. Podczas elektroforezy mniejsze, uszkodzone fragmenty DNA przemieszczają się szybciej w kierunku dodatnio naładowanej anody2. Im mniejsze fragmenty DNA, tym szybsza ich migracja w kierunku anody tworząc typową "kometę" z "głową" złożoną z nienaruszonego, nieuszkodzonego DNA i "ogonem" złożonym z uszkodzonych fragmentów DNA3. Uszkodzone DNA może być naprawiane przez różne mechanizmyw organizmie4, które utrzymują wytwarzanie pęknięć DNA wmiarę zrównoważone5. Jeśli jednak szala przemawia na korzyść pęknięć DNA, pęknięcia mogą się kumulować i ostatecznie przyczynią się do rozwoju choroby.

Nasze DNA doznaje około 0,000165% uszkodzeń w danym momencie6. Pęknięcia jednoniciowego DNA odnoszą się do defektu jednej z dwóch nici podwójnej helisy DNA, podczas gdy pęknięcia dwuniciowego DNA powstają, gdy obie nici podwójnej helisy DNA są uszkodzone. Istnieje wiele czynników, które mogą zwiększyć ilość pęknięć DNA w danym momencie, takich jak wiek komórki, dym papierosowy, różne leki lub stres oksydacyjny7-9. Jeśli wszystkie czynniki prowadzące do zwiększonych pęknięć DNA są utrzymywane na stałym poziomie, to kwantyfikacja pęknięć DNA za pomocą testu komety jest dobrym pośrednim parametrem stresu oksydacyjnego.

Metoda oznaczania komet jest dziś coraz częściej stosowana w medycynie, w tym w okulistyce. Jednym z powodów takiego stanu rzeczy jest to, że stres oksydacyjny jest coraz częściej uznawany za mechanizm patogenetyczny dla różnychchorób8-11, a test komet jest jedną z metod, za pomocą której można pośrednio określić ilościowo stres oksydacyjny.

Protokół

Badania nad testem komet przeprowadzone na Wydziale Okulistyki Uniwersytetu w Bazylei zostały zatwierdzone przez Lokalną Komisję Etyczną Bazylei

1. Przygotowanie odczynników

  1. Przygotować roztwór soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS) (wolny od Ca++, Mg++) firmy Dulbecco, dodając do pożywki PBS (opakowanie 1 l) i 990 mldH2O. Dostosować pH do 7,4. Sklep w RT.
  2. Przygotować roztwór lizujący: Aby przygotować 1 000 ml dodać 2,5 M NaCl (146,1 g), 100 mM EDTA (37,2 g) i 10 mM zasady Trizma (1,2 g) w dH2O.
  3. Przygotować bufor do elektroforezy (300 mM NaOH/1 mM EDTA) dodając 30 ml 10 M NaOH i 7,5 ml 0,2 M EDTA, q.s. do 1 500 mldH 2O i dobrze wymieszać. Całkowita objętość zależy od pojemności pojemnika na żel. Przed użyciem należy zmierzyć pH buforu, aby upewnić się, że pH wynosi >13.
  4. Przygotować bufor neutralizacyjny zawierający 0,4 M Tris (48,5 g dodać do ~800 ml dH2O, dostosować pH do 7,5), stężony (>10 M HCl) w 1 000 ml zdH2O. Przechowywać roztwór w temperaturze pokojowej.
  5. Przygotuj roztwór barwiący. Do bromku etydyny (EtBr; 10x Stock, 20 μg/ml) dodać 10 mg EtBr w 50 ml dH2O i przechowywać w temperaturze RT. Dla 1x Bulionu - zmieszać 1 ml z 9 ml dH2O. UWAGA! Z EtBr należy obchodzić się z zachowaniem odpowiednich środków ostrożności, ponieważ jest to znany czynnik rakotwórczy.

2. Izolacja leukocytów

  1. Pobrać próbki krwi ludzkiej (20 ml) z antykoagulantem, takim jak heparyna, za pomocą nakłucia żylnego.
  2. Oddziel limfocyty za pomocą separatora komórek o gradiencie gęstości, takiego jak Histopaque.
    1. Krótko mówiąc, rozcieńczyć krew w stosunku 1:1 za pomocą PBS lub RPMI (bez FBS) i nałożyć warstwę na 600 μl płynu do separatora komórek.
    2. Odwirować 1 800 x g przez 20 minut w temperaturze 4 °C. Odessać "kożuchową" powłokę do 3-5 ml PBS/RPMI i odwirować przy 300 x g przez 10 minut w celu osadzenia limfocytów.
    3. Pobrać limfocyty tuż nad granicą między PBS (RPMI) a cieczą separatora komórkowego za pomocą pipetora. Usunąć prążki leukocytów z warstwy cieczy między osoczem a separatorem komórek z każdej probówki i zebrać do jednej probówki o pojemności 50 ml.
  3. Doprowadzić całkowitą objętość do 50 ml za pomocą zimnego Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM). Przemyć zawiesinę komórek trzykrotnie DMEM w stężeniu 300 x g przez 10 minut.
  4. Policz całkowitą liczbę komórek za pomocą hemocytometru. Zawiesić komórki w PBS i porcjować w probówkach do mikrowirówek po 10-7 komórek/probówkę.
  5. Odmierzyć pipetą 0,4 ml komórek do jednorazowej probówki z tworzywa sztucznego o pojemności 5 ml. Dodać 1,2 ml 1% agarozy o niskiej temperaturze żelowania w temperaturze 40 °C. Wymieszać i szybko odpipetować 1,2 ml zawiesiny komórkowej na pokrytą agarozą powierzchnię wstępnie powlekanego szkiełka podstawowego. Unikaj wytwarzania pęcherzyków.
  6. Pozwól agarozie zżelować się przez około 2 minuty. Przestrzegaj czasu i temperatury używanej do żelowania i upewnij się, że agaroza jest w pełni osadzona przed zanurzeniem w roztworze do lizy. Po całkowitym związaniu zanurzyć w roztworze lizującym w temperaturze ~4 ºC.

3. Liza i elektroforeza

UWAGA: Opisana procedura dotyczy elektroforezy w warunkach zasadowych pH >13.

  1. Po upływie co najmniej 2 godzin w temperaturze ~4 ºC delikatnie usunąć szkiełka z roztworu lizującego. Umieść szkiełka obok siebie na poziomym pudełku żelowym w pobliżu jednego końca, przesuwając je jak najbliżej siebie.
  2. Napełnij zbiorniki buforowe świeżo przygotowanym buforem do elektroforezy o pH >13, aż poziom cieczy całkowicie pokryje szkiełka (unikać pęcherzyków na agarozie).
  3. Pozostaw szkiełka w buforze alkalicznym na 20 minut, aby umożliwić odwinięcie DNA i ekspresję uszkodzenia alkalicznego.
  4. Włącz zasilanie do 25 V (~0,75 V/cm) i dostosuj prąd do 300 miliamperów, podnosząc lub obniżając poziom bufora. Elektroforezuj szkiełka przez 30 min.
  5. Wyłącz zasilanie. Delikatnie wyjmij szkiełka z bufora i umieść na tacy ociekowej. Kroplami pokryj szkiełka buforem neutralizacyjnym. Pozostaw szkiełka na co najmniej 5 minut. Odcedź szkiełka i powtórz jeszcze dwa razy.
  6. Zabarwić szkiełka 80 μl 1x bromkiem etydyny (EtBr) i pozostawić na 5 minut, a następnie zanurzyć w schłodzonej wodzie destylowanej, aby usunąć nadmiar plam. Następnie umieść szkiełko nakrywkowe na szkiełku podstawowym i natychmiast je przechowuj. Przechowuj szkiełka przez miesiąc w RT w suchych warunkach.
    UWAGA: Można również stosować inne barwniki DNA (np. SYBR-green). Ostrożność! Nosić rękawice ochronne, ponieważ większość barwników jest mutagenna.

4. Kwantyfikacja pęknięć DNA

  1. Aby zobrazować uszkodzenie DNA, obserwuj szkiełko DNA barwione EtBr pod obiektywnym mikroskopem fluorescencyjnym 40X.
  2. Oceń ilościowo uszkodzenia DNA w komórkach, mierząc długość migracji DNA i procent migrowanego DNA (ryc. 1A). Określ ilościowo uszkodzenie DNA (ryc. 1B) za pomocą momentu ogonowego i momentu oliwnego. Definicje Momentu Ogonowego i Momentu Oliwnego – Podano wcześniej8-10,
    UWAGA: Z naszego doświadczenia wynika, że wystarczy trzymać się jednego z parametrów. Komórki są fotografowane poprzez ustawienie automatycznego narzędzia, które skanuje szkiełko mikroskopu i fotografuje komórki. Kwantyfikacja pęknięć DNA może być wykonana za pomocą pakietów oprogramowania do analizy obrazu. Istnieje kilka różnych pakietów oprogramowania, które są wykonane na zamówienie w celu uchwycenia obrazu komórek i ilościowego określenia uszkodzeń DNA. Zalecamy korzystanie z tego samego pakietu oprogramowania przez cały czas trwania eksperymentu. Technik laboratoryjny identyfikuje nienaruszoną komórkę lub kometę, która ma zostać oceniona na komputerze i klika na nią myszką. Kometa lub nienaruszona komórka jest następnie automatycznie oceniana.

Wyniki

Choć metoda testu kometowego pozwala na uzyskanie powtarzalnych wyników, może ona podlegać wpływowi wielu czynników. Jednym z takich czynników jest to, czy leukocyty zostały kriokonserwowane przed lizą i elektroforezą w żelu, czy też etap ten przeprowadzono na świeżo przygotowanych leukocytach. Rysunek 2 pokazuje, że w Grupie 2, w której leukocyty poddano kriokonserwacji przed lizą i elektroforezą w żelu, liczba pęknięć ss-DNA była znacząco wyższa niż w Grupie 1, gdzie liza i elektroforeza w żelu były wykonywane na świeżo przygotowanych komórkach.

Test ten może być również wykorzystany do pośredniej oceny systemowego stresu oksydacyjnego. Tabela 1 przedstawia statystyki opisowe dla Tail-moment oraz Olive-moment u palaczy i osób zdrowych. Dane wykazują, że palenie pół paczki papierosów dziennie powoduje ponad dwukrotny wzrost liczby pęknięć ssDNA w krążących leukocytach9.

Układ mikroskopu optycznego z komputerem do obrazowania, mikroskopii fluorescencyjnej i badań analizy komórek.

Wynik testu kometkowego, analiza uszkodzeń DNA, elektroforeza, obraz z mikroskopu fluorescencyjnego.
Rycina 1. (A) Przedstawia mikroskop używany podczas analizy w teście kometkowym. (B) Δ przedstawia typową „kometę” z jasną głową i ogonem (uszkodzone mniejsze fragmenty DNA). Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Analiza momentu ogona, wykres pudełkowy porównujący pęknięcia DNA w dwóch grupach; frakcja pęknięć ssDNA.
Rycina 2. Liczba pęknięć ssDNA była znacząco wyższa w przypadku leukocytów kriokonserwowanych (Grupa 2) niż w przypadku leukocytów świeżo przygotowanych przed lizą i elektroforezą żelową.

Tabela porównująca dane palaczy i grupy kontrolnej z różnicami średnich, przedziałami ufności i wartościami p.
Tabela 1. Palacze mieli ponad dwukrotnie większą liczbę pęknięć ssDNA w porównaniu do zdrowych osób niepalących, dopasowanych pod względem wieku i płci.

Dyskusja

Szwedzcy naukowcy Ostling i Johanson byli pierwszymi w swojej dziedzinie, którzy wykorzystali test komet do ilościowego określenia uszkodzeń DNA w komórkach1. Neutralne warunki, które zastosowali dwaj naukowcy, pozwoliły jednak na wykrycie pęknięć dwuniciowego DNA. Singh i in. później dostosowali test do stosowania w warunkach alkalicznych, co pozwoliło na uzyskanie czułej wersji, która mogła ocenić dwu- i jednoniciowe pęknięcia DNA oraz wykryć miejsca alkaliczno-labilne12. Od czasu początkowego opracowania test był modyfikowany na różnych etapach, aby nadawał się do oceny rodzajów uszkodzeń DNA w różnych typach komórek13-15.

Podobnie jak w przypadku wszystkich technik, zwracanie szczególnej uwagi na szczegóły techniczne jest ważne dla uzyskania dokładnych wyników16. Bazując na naszym doświadczeniu, najlepsze wyniki uzyskuje się, gdy każdy etap metodologiczny – od przygotowania roztworu po kwantyfikację komet – jest wykonywany przez doświadczonych techników laboratoryjnych. Stosowanie świeżych i prawidłowo przygotowanych pożywek, odpowiednie techniki pipetowania, dokładny czas i (jak wspomniano wcześniej w sekcji dotyczącej wyników) użycie świeżo przygotowanych leukocytów są niezbędne do uzyskania dokładnych wyników lizy i elektroforezy żelowej17.

Wszystkie poszczególne etapy tego testu są równie ważne dla uzyskania wiarygodnych wyników. 16 Ogólnie rzecz biorąc, najlepsze wyniki uzyskuje się, jeśli każdy pojedynczy etap metodologiczny, od przygotowania roztworu do oceny ilościowej komety, jest wykonywany przez doświadczonych techników laboratoryjnych. Ważne wydaje się użycie świeżych i prawidłowo przygotowanych pożywek, odpowiednich technik pipetowania, dokładnego czasu oraz, jak już wspomniano w sekcji dotyczącej wyników, użycie świeżo przygotowanych leukocytów do lizy i elektroforezy żelowej w celu uzyskania odpowiednich wyników testu17.

Podobnie jak inne metodologie, technika oznaczania komet ma swoje zalety i wady. Ze względu na to, że jest to metoda czuła, test jest podatny na działanie czynników (np. światła UV), które mogą nasilać pęknięcia DNA, a tym samym wpływać na wyniki. Należy unikać wszelkich czynników, które mogą nasilać stres oksydacyjny, z wyjątkiem tych, które są badane. Stresory mogą zwiększać poziom stresu oksydacyjnego nie tylko w leukocytach, ale także we wszystkich innych pożywkach krwi i limfocytach. Jak wspomniano wcześniej, istnieje wiele różnych i bardziej bezpośrednich sposobów pomiaru stresu oksydacyjnego18,19. Test kometarny jest jedną z wielu metod, która ma pewne zalety. Należą do nich: stosunkowo niski koszt, niewielka liczba wymaganych komórek (<10 000 komórek), a tym samym małe próbki krwi wymagane na pacjenta, stosunkowo krótki czas potrzebny do ilościowego określenia uszkodzeń DNA w komórkach (około 3 dni), jego czułość i szerokie zastosowanie do oceny uszkodzeń DNA w różnych typach komórek. W przeszłości decydowaliśmy się na pracę z leukocytami, ponieważ mieliśmy doświadczenie z tym typem komórek i miało to zastosowanie w konkretnym planowanym badaniu. Kolejną zaletą testu kometarnego jest to, że może być używany do wykrywania różnych typów i poziomów uszkodzeń DNA, a tym samym może być stosowany w różnych innych obszarach badań poza stresem oksydacyjnym, takich jak badania naprawy DNA, próby suplementacji lub badania genotoksyczności.

Stres oksydacyjny jest obecnie uznawany za odgrywający kluczową rolę w patogenezie wielu chorób. Metoda oznaczania komet, choć jest jednym z wielu sposobów pomiaru stresu oksydacyjnego18,19, jest stosunkowo prosta, wszechstronna i niedroga. Po opanowaniu metoda ta może być stosowana we wszystkich dziedzinach medycyny, w których stres oksydacyjny odgrywa rolę 8-10,20,21.

Podziękowania

Chcielibyśmy podziękować Fundacji LHW w Triesen Liechtenstein za finansowe wsparcie naszych badań nad stresem oksydacyjnym.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Dimetylosulfotlenek (DMSO)Qualigens(CPW59)
Disodowy EDTAHiMedia(RM1370)
Bromek etydynySigma(E-8751)
HistopaqueSigma(1077-1)
Sól fizjologiczna buforowana fosforanem (PBS) (Ca ++, Mg ++ wolny)HiMedium(TS1006)
Chlorek sodu (NaCl)Ranbaxy Rankem(S0160)
Wodorotlenek sodu (NaOH)BDH-Merck(89021)
Triton X-100HiMedia(RM 845)
Spektrochom
Materiały wymagane do elektroforezy żelowej
Normalna topnienie agarozy (NMA)HiMedia(RM273)
Niska temperatura topnienia Agaroza (LMPA)Sigma(A9414)
Metanol - Qualigens
Szkiełka nakrywkowe (nr 1, 24 x 60 mm)Probówki do
Tarsons(500010)
Mikropipety i końcówkiSzkiełka mikroskopowe Tarson
, Szkiełka konwencjonalne / do elektroforezy mikrożelowej (MGE)
zasad trizma mikrowirówek Blue Star

Bibliografia

  1. Ostling, O., Johanson, K. J. Microelectrophoretic study of radiation-induced DNA damages in individual mammalian cells. Biochem Biophys Res Commun. 123 (1), 291-298 (1984).
  2. Phillips, J. L., Singh, N. P., Lai, H. Electromagnetic fields and DNA damage. Pathophysiology. 16 (2-3), 79-88 (2009).
  3. Dhawan, A., Bajpayee, M., Parmar, D. Comet assay: a reliable tool for the assessment of DNA damage in different models. Cell Biol Toxicol. 25 (1), 5-32 (2009).
  4. Aiub, C. A., Pinto, L. F., Felzenszwalb, I. DNA-repair genes and vitamin E in the prevention of N-nitrosodiethylamine mutagenicity. Cell Biol Toxicol. 25 (4), 393-402 (2009).
  5. Bartsch, H., Nair, J. Chronic inflammation and oxidative stress in the genesis and perpetuation of cancer: role of lipid peroxidation, DNA damage, and repair. Langenbecks Arch Surg. 391 (5), 499-510 (2006).
  6. Martin, L. J. DNA damage and repair: relevance to mechanisms of neurodegeneration. J Neuropathol Exp Neurol. 67 (5), 377-387 (2008).
  7. Choy, C. K., Benzie, I. F., Cho, P. UV-mediated DNA strand breaks in corneal epithelial cells assessed using the comet assay procedure. Photochem Photobiol. 81 (3), 493-497 (2005).
  8. Mozaffarieh, M., et al. Comet assay analysis of single-stranded DNA breaks in circulating leukocytes of glaucoma patients. Mol Vis. 14, 1584-1588 (2008).
  9. Mozaffarieh, M., Konieczka, K., Hauenstein, D., Schoetzau, A., Flammer, J. Half a pack of cigarettes a day more than doubles DNA breaks in circulating leukocytes. Tob Induc Dis. 8 (14), (2010).
  10. Mozaffarieh, M., Schotzau, A., Josifova, T., Flammer, J. The effect of ranibizumab versus photodynamic therapy on DNA damage in patients with exudative macular degeneration. Mol Vis. 15, 1194-1199 (2009).
  11. Pertynska-Marczewska, M., Merhi, Z. Relationship of Advanced Glycation End Products With Cardiovascular Disease in Menopausal Women. Reprod Sci. , (2014).
  12. Singh, N. P., McCoy, M. T., Tice, R. R., Schneider, E. L. A simple technique for quantitation of low levels of DNA damage in individual cells). Exp Cell Res. 175, 184-191 (1988).
  13. Gaivão, I., Sierra, L. M. Drosophila comet assay: insights, uses, and future perspectives. Front Genet. 5, 304(2014).
  14. Zhang, J., et al. DNA damage in lens epithelial cells and peripheral lymphocytes from age-related cataract patients. Ophthalmic Res. 51 (3), 124-128 (2014).
  15. Huet, S. A., Vasseur, L., Camus, S., Chesné, C., Fessard, V. Performance of comet and micronucleus assays in metabolic competent HepaRG cells to predict in vivo genotoxicity. Toxicol Sci. 138 (2), 300-309 (2014).
  16. Danson, S., Ranson, M., Denneny, O., Cummings, J., Ward, T. H. Validation of the comet-X assay as a pharmacodynamic assay for measuring DNA cross-linking produced by the novel anticancer agent RH1 during a phase I clinical trial. Cancer chemotherapy and pharmacology. 60, 851-861 (2007).
  17. Moller, P., Moller, L., Godschalk, R. W., Jones, G. D. Assessment and reduction of comet assay variation in relation to DNA damage: studies from the European Comet Assay Validation Group. Mutagenesis. 25, 109-111 (2010).
  18. Chan, S. W., Chevalier, S., Aprikian, A., Chen, J. Z. Simultaneous quantification of mitochondrial DNA damage and copy number in circulating blood: a sensitive approach to systemic oxidative stress. BioMed Res Int. , 157-547 (2013).
  19. Sanchez-Quesada, J. L., Perez, A. Modified lipoproteins as biomarkers of cardiovascular risk in diabetes mellitus. Endocrinol Nutr. 60, 518-528 (2013).
  20. Gandhi, G., Kaur, G., Nisar, U. A. Cross-sectional case control study on genetic damage in individuals residing in the vicinity of a mobile phone base station. Electromagn Biol Med. 9, 1-11 (2014).
  21. Cabarkapa, A., et al. Protective effect of dry olive leaf extract in adrenaline induced DNA damage evaluated using in vitro comet assay with human peripheral leukocytes. Toxicol In Vitro. 28 (3), 451-456 (2014).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

uszkodzenia DNAizolacja leukocytówelektroforezamikroskopia fluorescencyjnapomiar stresu oksydacyjnegoanaliza fragmentacji DNAelektroforeza żelowa
Test komety jako pośrednia miara ogólnoustrojowego stresu oksydacyjnego
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.