Artykuł metodologiczny

Znakowanie i celowanie w komórki za pomocą superparamagnetycznych nanocząstek tlenku żelaza

DOI:

10.3791/53099

⸱

19 października 2015

 ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Cardiovascular Diseases, Mayo Clinic, 2Division of Engineering, Mayo Clinic, 3School of Medicine, Pharmacy and Health, Durham University, 4Regional Center for Applied Molecular Oncology, Masaryk Memorial Cancer Institute, 5Mayo Clinic College of Medicine, Mayo Clinic

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ukierunkowane dostarczanie komórek jest przydatne w różnych zastosowaniach biomedycznych. Celem tego protokołu jest wykorzystanie superparamagnetycznych nanocząstek tlenku żelaza (SPION) do znakowania komórek, a tym samym umożliwienie podejścia do magnetycznego celowania w komórki w celu uzyskania wysokiego stopnia kontroli nad dostarczaniem i lokalizacją komórek.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ukierunkowane dostarczanie komórek i środków terapeutycznych przyniosłoby korzyści szerokiemu zakresowi zastosowań biomedycznych, koncentrując efekt terapeutyczny w miejscu docelowym, jednocześnie minimalizując szkodliwe skutki w miejscach poza celem. Celowanie w komórki magnetyczne jest wydajną, bezpieczną i prostą techniką dostarczania. Superparamagnetyczne nanocząstki tlenku żelaza (SPION) są biodegradowalne, biokompatybilne i mogą być endocytozowane do komórek, aby reagowały na pola magnetyczne. Proces syntezy polega na wytworzeniu nanocząstek magnetytu (Fe,3, O, 4), a następnie emulgowaniu z dużą prędkością w celu utworzenia powłoki z poli(kwasu mlekowo-ko-glikolowego) (PLGA). PLGA-magnetytowe SPION-Ion mają średnicę około 120 nm, w tym rdzeń magnetytowy o średnicy około 10 nm. Po umieszczeniu w pożywce hodowlanej, SPION-y są naturalnie endocytozowane przez komórki i przechowywane jako małe skupiska w endosomachach cytoplazmatycznych. Cząstki te nadają komórkom wystarczającą masę magnetyczną, aby umożliwić celowanie w pola magnetyczne. Liczne aplikacje do sortowania i celowania w komórki są możliwe dzięki renderowaniu różnych typów komórek reagujących na pola magnetyczne. SPION-y mają wiele innych zastosowań biomedycznych, w tym jako środek kontrastowy do obrazowania medycznego, celowane dostarczanie leków lub genów, testy diagnostyczne i generowanie miejscowej hipertermii do terapii nowotworów lub tkanek.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ukierunkowane dostarczanie i przechwytywanie komórek do określonych miejsc w ciele jest pożądane dla różnych zastosowań biomedycznych. Dostarczanie nerwowych komórek macierzystych do mózgu za pomocą zogniskowanych ultradźwięków pod kontrolą rezonansu magnetycznego zostało zaproponowane jako możliwa opcja leczenia chorób neurodegeneracyjnych, urazowego uszkodzenia mózgu i udarumózgu 1. Mezenchymalne komórki macierzyste są badane pod kątem ich zdolności do dostarczania leków przeciwnowotworowych do nowotworów ze względu na ich naturalne właściwości tropikalne2,3. Sercowe komórki macierzyste zostały dostarczone do serca jako możliwe leczenie zawału mięśnia sercowego4,5. Stanty naczyniowe zostały opracowane z przeciwciałami CD34 w celu wychwytywania krążących komórek progenitorowych6. Chociaż są obiecujące, te podejścia do celowania w komórki mają wady, takie jak brak swoistości komórek, niespójna retencja komórek i dostarczanie komórek poza celem.

Ogólnym celem obecnej metody jest umożliwienie magnetycznego kierowania komórek do różnych zastosowań związanych z dostarczaniem i sortowaniem komórek. Celowanie magnetyczne pozwala na kontrolowane dostarczanie określonych komórek do określonego miejsca docelowego przy minimalnych efektach poza celem7. Pola magnetyczne mogą być generowane przez wszczepione lub zewnętrzne urządzenia, aby bezpiecznie kierować ruchem znakowanych magnetycznie komórek w ciele8. Liczne wysiłki badawcze koncentrowały się na magnetycznym kierowaniu komórek macierzystych do uszkodzonych tkanek, takich jak serce9-14, siatkówka15, płuca16, skóra17, rdzeń kręgowy18,19, kość20, wątroba21 i mięśnie22,23 w celu poprawy wyników regeneracji.

Magnetyczne celowanie w komórki było również szeroko badane jako sposób na endotelializację wszczepialnych urządzeń sercowo-naczyniowych. Jednolity i kompletny śródbłonek stanowi barierę między urządzeniem a krążącymi elementami krwi w celu złagodzenia zakrzepicy i stanu zapalnego. Komórki śródbłonka mogą być dostarczane do urządzenia przed implantacją lub przez układ naczyniowy po implantacji. W obu przypadkach pola magnetyczne są wykorzystywane do wychwytywania komórek na powierzchni urządzenia i zatrzymywania komórek pod wpływem naprężeń ścinających generowanych przez krążącą krew. W tym celu wyprodukowano i przetestowano zarówno magnetyczne stenty naczyniowe24-27, jak i przeszczepy naczyniowe28.

Magnetyczne celowanie w komórki wymaga strategii oznaczania komórek cząstkami nośnika magnetycznego. Cząstki te mogą być wiązane z powierzchnią komórek za pomocą przeciwciał lub par ligand/receptor lub mogą być endocytozowane do komórek. Superparamagnetyczne nanocząstki tlenku żelaza (SPION) są biodegradowalne, biokompatybilne i łatwo endocytozowane przez różne typykomórek29. Cząstki te skutecznie sprawiają, że komórka reaguje na pola magnetyczne i z czasem ulega naturalnej degradacji. SPION-y zapewniają prosty i bezpieczny sposób magnetycznego znakowania komórek w hodowli do różnych zastosowań związanych z magnetycznym celowaniem i sortowaniem. Podano metodę syntezy SPION-ów z rdzeniem magnetytowym (Fe3O4) i powłoką poli(kwasu mlekowo-ko-glikolowego) (PLGA). Ponadto przedstawiono metodę znakowania komórek w hodowli za pomocą SPION.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Synteza żelu magnetytowego

  1. Umyj wszystkie szklane naczynia stężonym kwasem solnym, a następnie wodą dejonizowaną, a następnie alkoholem etylowym. Pozostawić do wyschnięcia O/N, najlepiej w suszarce.
    OSTROŻNOŚĆ! kwas solny jest szkodliwy – nosić środki ochrony osobistej i pracować pod wyciągiem; Alkohol etylowy jest szkodliwy – należy stosować środki ochrony osobistej.
  2. Za pomocą butelki Dreschel odgazować 500 ml dejonizowanegoH2O, delikatnie bulgocząc gazemN2 przez 30 minut.
  3. Ustawić aparat do syntezy magnetytu w dygestoriach chemicznych.
    1. Umieścić kolbę okrągłodenną o pojemności 500 ml z trzema szyjkami w podgrzewaczu isomantle i zabezpieczyć środkową szyjkę za pomocą clamp i podstawka.
    2. Zamontować gumową przegrodę w jednej z bocznych szyjek kolby okrągłodennej, a kondensator zwrotny z gumową przegrodą w pozostałej szyjce bocznej. Przez skraplacz zwrotny przepływa zimną wodę w sposób ciągły.
    3. Przebić gumową przegrodę kolby okrągłodennej igłą podłączoną do przewodu gazowegoN2 i przebić gumową przegrodę chłodnicy zwrotnej igłą podłączoną do przewodu gazowego biegnącego do bełkotki (tj. kolby z wodą) w celu uwidocznienia wypływu gazu.
    4. Zamontuj łopatkę z ostrzem w środkowej szyjce kolby okrągłodennej za pomocą adaptera łopatkowego. Przymocuj trzpień łopatki ostrza do mieszadła górnego zamontowanego na stojaku.
  4. Przedmuchnąć kolbę okrągłodenną gazemN2 i pozostawić gazN2 płynący z niską, ale wykrywalną szybkością.
  5. Wyjąć chłodnicę zwrotną z kolby okrągłodennej i dodać 1.000 g chlorku żelaza(III), 0.6125 g czterowodnego chlorku żelaza(II) i 50 ml odgazowanegoH2O.
    OSTROŻNOŚĆ! chlorek żelaza(III) i czterowodny chlorek żelaza(II) są szkodliwe – należy stosować środki ochrony osobistej.
  6. Wymień chłodnicę zwrotną i mieszaj z prędkością 1 000 obr./min, podgrzewając do 50 °C. Mieszanie w tych warunkach wytwarza nanocząstki magnetytu o średnicy 10 nm.
  7. Po osiągnięciu temperatury 50 °C dodać 10 ml 28% roztworu wodorotlenku amonu, wstrzykując przez gumową przegrodę do kolby okrągłodennej, wciąż mieszając.
    OSTROŻNOŚĆ! Wodorotlenek amonu jest szkodliwy – stosować środki ochrony osobistej.
    UWAGA: Roztwór wodorotlenku amonu służy do wytrącania magnetytu, a roztwór powinien zmienić kolor na.
  8. Usunąć gumową przegrodę i przewód gazowy N2 z kolby okrągłodennej i podgrzać do 90 °C, aby odgotować gazowy amoniak, nadal mieszając.
    UWAGA: Utrzymanie przepływu N2 do kolby okrągłodennej poprzez przebicie gumowej przegrody skraplacza refluksowego jest opcjonalne, jednak utlenianie magnetytu do maghemitu jest na tym etapie znikome.
  9. Po osiągnięciu temperatury 90 °C dodać 1 ml kwasu oleinowego do kolby okrągłodennej, nadal mieszając. Kwas oleinowy służy do powlekania nanocząstek magnetytu w celu utworzenia żelu magnetytowego.
    OSTROŻNOŚĆ! Kwas oleinowy jest szkodliwy – należy stosować środki ochrony osobistej.
  10. Wymienić gumową przegrodę i przewód gazowyN2 na kolbie okrągłodennej i wyjąć skraplacz zwrotny.
  11. Wyłącz ogień i mieszaj z prędkością 500 obr./min przez 2 godziny.
  12. Wyjmij kolbę okrągłodenną z grzałki isomantle i zdekantuj pozostałą ciecz, używając silnego magnesu przyciśniętego do dna kolby, aby zatrzymać żel magnetytowy.
    OSTROŻNOŚĆ! Z silnym magnesem należy obchodzić się z najwyższą ostrożnością, aby uniknąć uszkodzeń lub obrażeń.
  13. Pozostaw żel magnetytowy do wyschnięcia na powietrzu O/N (opcjonalnie).

2. Oczyszczanie żelu magnetytowego

  1. Dodać 40 ml heksanu do kolby okrągłodennej, aby rozpuścić żel magnetytowy
    OSTROŻNOŚĆ! Heksan jest szkodliwy – należy nosić środki ochrony osobistej i pracować pod wyciągiem.
  2. Użyć rozdzielacza z 40 ml odgazowanegoH2O, aby usunąć pozostałościH2Oz roztworu magnetytu.
    1. Powoli wlać roztwór magnetytu naH2Ow rozdzielaczu i delikatnie mieszać dwufazową ciecz przez 5 minut.
    2. Odcedź i wyrzuć dolną frakcję wodną.
    3. Powoli dodać 40 ml odgazowanegoH2Odo rozdzielacza tak, aby osiadł pod roztworem magnetytu, a następnie delikatnie zawirować i odsączyć jak poprzednio.
    4. Powtórz pranie po raz trzeci.
  3. Przenieść roztwór magnetytu do kolby Erlenmeyera, dodać kilka szpatułek bezwodnego siarczanu sodu i zawirować, aby usunąć pozostałościH2Oz roztworu magnetytu.
  4. Przefiltrować roztwór magnetytu przez bibułę filtracyjną o grubości 1 μm w lejku filtracyjnym w celu usunięcia siarczanu sodu i pozostałościH2O.
    UWAGA: Zalecane jest wspomaganie odkurzania.
  5. Przenieść roztwór magnetytu do kolby parownika o pojemności 50 ml i użyć wyparki obrotowej do odparowania heksanu przez 2 godziny w następujących warunkach: umiarkowana prędkość obrotowa, zastosowanie podciśnienia, kolba parownika w łaźni wodnej o temperaturze 50 °C i woda o temperaturze 24 °C krążąca w skraplaczu.
    UWAGA: Opcjonalnie należy przechowywać żel magnetytowy przed pokryciem PLGA.

3. Powlekanie nanocząstek magnetytu powłoką PLGA

  1. Rozpuścić 3,60 g PLGA (mieszanina 75/25) w 240 ml octanu etylu, aby uzyskać 1,5% (m/v) roztwór. UWAGA: octan etylu jest szkodliwy – nosić środki ochrony osobistej i pracować pod wyciągiem.
  2. Rozpuścić 25,00 g Pluronic F-127 w 500 ml odgazowanegoH2Oza pomocą mieszadła magnetycznego, aby uzyskać 5,0% (m/v) roztwór.
    UWAGA: Pluronic F-127 to niejonowy amfifilowy kopolimer blokowy, który działa jako biokompatybilny środek powierzchniowo czynny. Pomaga ustabilizować emulsję typu olej w wodzie w kroku 3.3.2.
  3. Za pomocą mikroszpatułki zebrać żel magnetytowy do sześciu porcji po 0,040 g w ważonych szklanych fiolkach. Przeprowadzić następujący proces powlekania i mycia dla każdej podwielokrotności.
    UWAGA: Podwielokrotności są niezbędne, aby zapewnić wydajną obsługę i dekantację magnetyczną, co zmaksymalizuje czystość i wydajność, jednocześnie minimalizując degradację przed liofilacją w kroku 4.
    1. Dodać 0,040 g porcji żelu magnetytowego i 40 ml roztworu PLGA do plastikowej zlewki i sonikować w myjce ultradźwiękowej przez 10 minut.
    2. Dodać 80 ml roztworu Pluronic do plastikowej zlewki i natychmiast emulgować mikserem laboratoryjnym na najwyższym ustawieniu przez 7 minut, aby utworzyć powłokę PLGA na nanocząstkach magnetytu w postaci emulsji typu olej w wodzie.
    3. Natychmiast rozcieńczyć roztwór SPION w 1 l dejonizowanegoH2Oi sonikować przez 1 godzinę w dygestorium chemicznym w celu odparowania octanu etylu.
    4. Umieść silny magnes obok roztworu SPION i delikatnie wymieszaj, aby zebrać brązowawe SPION-y na magnesie.
      UWAGA: Może być konieczne przerywane mieszanie przez kilka godzin, zanim roztwór zmieni kolor na białawy, co oznacza, że większość SPION-ów została zebrana.
    5. Zdekantować roztwór wodny, zatrzymując SPION-y w zlewce za pomocą magnesu.
    6. Umyj SPION-y trzy razy w następujący sposób.
      1. Zawiesić SPION-y w 1 l dejonizowanegoH2O.
      2. Sonikować roztwór SPION przez 20 minut.
      3. Umieść silny magnes obok roztworu SPION i delikatnie wymieszaj, aby zebrać brązowawe SPION-y na magnesie. Może być konieczne przerywane mieszanie przez kilka godzin, zanim roztwór stanie się klarowny, co oznacza, że większość SPION-ów została zebrana.
      4. Zdekantować roztwór wodny, zatrzymując SPION-y w zlewce za pomocą magnesu.
  4. Zebrać SPION-y zsyntetyzowane z każdej z sześciu porcji żelu magnetytowego do jednej ważonej szklanej fiolki w postaci zawiesiny wodnej. Opcjonalnie w razie potrzeby zdekantować nadmiar wody magnetycznie.

4. Liofilizacja SPION-ów

  1. Zamrozić roztwór SPION.
  2. Liofilizować roztwór SPION O/N w liofilizatorze.
  3. Zważyć liofilizowane SPION. Liofilizowane SPION-y mogą być przechowywane w temperaturze -20 °C do czasu wykorzystania do etykietowania komórek.
    UWAGA: Przechowywanie w temperaturze -20 °C znacznie zmniejsza kinetykę degradacji i wydłuża okres przydatności do spożycia.

5. Etykietowanie komórek za pomocą SPION-ów

  1. Zawiesić podwielokrotność SPION-ów w roztworze soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS) o stężeniu 40 mg/ml i dokonywać sonikacji przez 30 minut.
  2. Dodać roztwór SPION do prawie zlewającej się kolby komórek o stężeniu 5 μl/ml pożywki do hodowli komórkowych. Zapewnić równomierne rozprowadzenie, delikatnie kołysząc kolbą.
  3. Inkubować komórki przez 16 godzin w temperaturze 37 °C.
  4. Delikatnie odessać pożywkę hodowlaną i dwukrotnie przemyć komórki PBS.
  5. Zbieraj komórki znakowane magnetycznie i używaj ich do eksperymentów.
  6. Niewykorzystany roztwór SPION może być przechowywany w temperaturze 4 °C i powinien zostać zużyty w ciągu kilku miesięcy. Sonikuj przez 30 minut przed każdym użyciem.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nanocząstki magnetytu mają około 10 nm średnicy w wyniku mieszania wodnego roztworu chlorku żelaza(III) i czterowodnego chlorku żelaza(II) w temperaturze 50 °C i 1,000 rpm (Rysunek 1). Wyniki te wskazują na udaną syntezę nanocząstek magnetytu. Ważne jest, aby przy pierwszej próbie syntezy zweryfikować wielkość i kształt nanocząstek magnetytu pobranych z małej próbki partii. Transmisyjna mikroskopia elektronowa (TEM) jest preferowaną metodą wizualizacji tych cząstek. Partię należy wyrzucić i ponownie podj...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Podobnie jak w przypadku każdego protokołu syntezy nanocząstek, czystość reagentów chemicznych ma kluczowe znaczenie dla uzyskania wysokiej jakości SPION, które będą miały minimalne efekty cytotoksyczne. Dlatego ważne jest, aby kupować bardzo czyste odczynniki, w tym kwas oleinowy (≥99%), czterowodny chlorek żelaza(II) (≥99,99%), chlorek żelaza(III) (≥99,99%), octan etylu (klasa HPLC, ≥99,9%), heksan (klasa HPLC, ≥97,0%), wodorotlenek amonu (≥99,99%) i siarczan sodu (≥99,0%). Szczególnie ważne jest, aby kupować bardzo cz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy pragną podziękować za dofinansowanie z Europejskiego Funduszu Rozwoju Regionalnego - FNUSA-ICRC (no. CZ.1.05/ 1.1.00/ 02.0123), American Heart Association Scientist Development Grant (AHA #06-35185N) oraz National Institutes of Health (NIH #T32HL007111).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Roztwór wodorotlenku amonu, 28% NH3 w H2O, ≥ 99,99% na bazie metali śladowychSigma-Aldrich338818-100ML Szkodliwy odczynnik - nosić środki ochrony osobistej
Butelka Dreschel, 500 mlAce Glass5516-16
Octan etylu, CHROMASOLVR Plus, do HPLC, 99.9% Sigma-Aldrich650528-1LSzkodliwy odczynnik - nosić środki ochrony osobistej i pracować pod wyciągiem
Alkohol etylowySigma-AldrichE7023Szkodliwy odczynnik - nosić środki ochrony osobistej
Kolba parownika, 50 ml, złącze 24/40Sigma-AldrichZ515558Do użytku z parownikiem rotacyjnym
Bibuła filtracyjna, średnica 3 cm, klasa 1Fisher09-805PDo użytku ze szklanym lejkiem filtrującym
Szklane zlewki, 1 LFisherFB-101-1000Do mycia SPIONs
Szklany lejek filtrujący, adapter węża próżniowego, pasuje do 24/40, 30 mLFisherK954100-0344 
Szklane nakrętki na fiolkiFisher03-391-46Do stosowania ze szklanymi fiolkami
Fiolki szklane, 2 mlFisher03-391-44Do zbierania żelu magnetytowego i SPIONs
Hexane, CHROMASOLVR, do HPLC, ≥ 97.0% (GC)Sigma-Aldrich34859-1L Szkodliwy odczynnik - nosić środki ochrony osobistej i pracować pod wyciągiem
Kwas solnySigma-AldrichH1758Szkodliwy odczynnik - stosować środki ochrony osobistej i pracować w dygestoriach
Czterowodny chlorek żelaza(II), ≥ 99,99% na bazie metali śladowych Sigma-Aldrich380024-5GSzkodliwy odczynnik - nosić środki ochrony osobistej
Chlorek żelaza(III) bezwodny, proszek, ≥ 99,99% na bazie metali śladowychSigma-Aldrich451649-1GSzkodliwy odczynnik - stosować środki ochrony osobistej
Grzałka Isomantle, 500 mlVoight GlobalEM0500/CEX1
Mikser laboratoryjnySilversonL5M-A
LiofilizatorLabconco7670520
MikroszpatułkiFisher21-401-25ADo przenoszenia magnetytu żelowy
magnes NdFeB, 1 w x 1 w x 1 wNiesamowite magnesyC1000H-MBardzo silny magnes, obchodź się z
nim ostrożnie Kwas oleinowy, ≥ 99% (GC)Sigma-AldrichO1008-5G Przechowywać w zamrażarce; Szkodliwy odczynnik - stosować środki ochrony osobistej
Mieszadło górneIKA2572201
Zacisk mieszadła górnegoIKA2664000Do użytku z mieszadłem górnym
Mieszadło górne H-standIKA1412000Do użytku z mieszadłem górnym
buforowana fosforanamiLife Technologies10010-023
Zlewki plastikowe, 250 mlFisher02-591-28
PLGA PURASORB PDLG (mieszanka 75/25)PuracPDLG 7502PDLG 7502A; Przechowywać w zamrażarce
proszek Pluronic F-127, BioReagent, odpowiedni do hodowli komórkowychSigma-AldrichP2443-250G 
Łopatka z rozszerzanym ostrzem z PTFE, średnica 8 mmSciQuipSP4018
Adapter naczynia z PTFE, pasuje do wiosła o średnicy 24/40, 8 mmMonmouth ScientificPTFE A480Do użytku z łopatką rozprężną PTFE
Agregat chłodniczy recyrkulacyjnyClarkson696613Do użytku z parownikiem rotacyjnym
Skraplacz zwrotny, pasuje do 24/40, 250 mmAce Glass5997-133
Parownik rotacyjnyClarkson216949
Przegroda gumowa pasuje do 24/40Ace Glass9096-56
Lejek separacyjny z korkiem, 250 mlFisher10-438E
Odczynnik ACS z siarczanem sodu, ≥ 99,0%, bezwodny, granulowanySigma-Aldrich239313-500G 
Kolba okrągłodenna z trzema szyjkami, kątowa, 24/40 złączy, 500 mlAce Glass6948-16
Myjka ultradźwiękowa perforowana patelniaFisher15-335-20ADo użytku z myjką ultradźwiękową
Myjka ultradźwiękowa, 2,8 LFisher15-335-20
Regulator podciśnieniaClarkson216639Do użytku z parownikiem rotacyjnym (opcjonalnie)
Próżnia pompaClarkson219959Do użytku z parownikiem rotacyjnym
Sól fizjologiczna Można również stosować Adapter naczynia

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Burgess, A., et al. Targeted delivery of neural stem cells to the brain using MRI-guided focused ultrasound to disrupt the blood-brain barrier. PLoS One. 6 (11), e27877(2011).
  2. Nguyen, K. T. Mesenchymal Stem Cells as Targeted Cell Vehicles to Deliver Drug-loaded Nanoparticles for Cancer Therapy. J Nanomed Nanotechol. 4 (1), e128(2013).
  3. Kean, T. J., Lin, P., Caplan, A. I., Dennis, J. E. MSCs: Delivery Routes and Engraftment, Cell-Targeting Strategies, and Immune Modulation. Stem Cells Int. , 732742(2013).
  4. Suzuki, K., et al. Targeted cell delivery into infarcted rat hearts by retrograde intracoronary infusion: distribution, dynamics, and influence on cardiac function. Circulation. 110 (11 Suppl 1), II225-II230 (2004).
  5. Garbern, J. C., Lee, R. T. Cardiac stem cell therapy and the promise of heart regeneration. Cell Stem Cell. 12 (6), 689-698 (2013).
  6. Duckers, H. J., et al. Accelerated vascular repair following percutaneous coronary intervention by capture of endothelial progenitor cells promotes regression of neointimal growth at long term follow-up: final results of the Healing II trial using an endothelial progenitor cell capturing stent (Genous R stent). EuroIntervention. 3 (3), 350-358 (2007).
  7. Pan, Y., Du, X., Zhao, F., Xu, B. Magnetic nanoparticles for the manipulation of proteins and cells. Chem Soc Rev. 41 (7), 2912-2942 (2012).
  8. Huang, Z. Y., et al. Deep magnetic capture of magnetically loaded cells for spatially targeted therapeutics. Biomaterials. 31 (8), 2130-2140 (2010).
  9. Shen, Y., et al. Comparison of Magnetic Intensities for Mesenchymal Stem Cell Targeting Therapy on Ischemic Myocardial Repair: High Magnetic Intensity Improves Cell Retention but Has No Additional Functional Benefit. Cell Transplant. , (2014).
  10. Cheng, K., et al. Magnetic antibody-linked nanomatchmakers for therapeutic cell targeting. Nat Commun. 5, 4880(2014).
  11. Vandergriff, A. C., et al. Magnetic targeting of cardiosphere-derived stem cells with ferumoxytol nanoparticles for treating rats with myocardial infarction. Biomaterials. 35 (30), 8528-8539 (2014).
  12. Huang, Z., et al. Magnetic targeting enhances retrograde cell retention in a rat model of myocardial infarction. Stem Cell Res Ther. 4 (6), 149(2013).
  13. Chaudeurge, A., et al. Can magnetic targeting of magnetically labeled circulating cells optimize intramyocardial cell retention. Cell Transplant. 21 (4), 679-691 (2012).
  14. Cheng, K., et al. Magnetic targeting enhances engraftment and functional benefit of iron-labeled cardiosphere-derived cells in myocardial infarction. Circ Res. 106 (10), 1570-1581 (2010).
  15. Yanai, A., et al. Focused magnetic stem cell targeting to the retina using superparamagnetic iron oxide nanoparticles. Cell Transplant. 21 (6), 1137-1148 (2012).
  16. Ordidge, K. L., et al. Coupled cellular therapy and magnetic targeting for airway regeneration. Biochem Soc Trans. 42 (3), 657-661 (2014).
  17. El Haj, A. J., et al. An in vitro model of mesenchymal stem cell targeting using magnetic particle labelling. J Tissue Eng Regen Med. , (2012).
  18. Vanecek, V., et al. Highly efficient magnetic targeting of mesenchymal stem cells in spinal cord injury. Int J Nanomedicine. 7, 3719-3730 (2012).
  19. Sasaki, H., et al. Therapeutic effects with magnetic targeting of bone marrow stromal cells in a rat spinal cord injury model. Spine (Phila Pa 1976). 36 (12), 933-938 (2011).
  20. Oshima, S., et al. Enhancement of bone formation in an experimental bony defect using ferumoxide-labelled mesenchymal stromal cells and a magnetic targeting system. J Bone Joint Surg Br. 92 (11), 1606-1613 (2010).
  21. Luciani, A., et al. Magnetic targeting of iron-oxide-labeled fluorescent hepatoma cells to the liver. Eur Radiol. 19 (5), 1087-1096 (2009).
  22. Oshima, S., Kamei, N., Nakasa, T., Yasunaga, Y., Ochi, M. Enhancement of muscle repair using human mesenchymal stem cells with a magnetic targeting system in a subchronic muscle injury model. J Orthop Sci. 19 (3), 478-488 (2014).
  23. Ohkawa, S., et al. Magnetic targeting of human peripheral blood CD133+ cells for skeletal muscle regeneration. Tissue Eng Part C Methods. 19 (8), 631-641 (2013).
  24. Tefft, B. J., et al. Magnetizable Duplex Steel Stents Enable Endothelial Cell Capture. Ieee T Magn. 49 (1), 463-466 (2013).
  25. Uthamaraj, S., et al. Design and validation of a novel ferromagnetic bare metal stent capable of capturing and retaining endothelial cells. ABME. 42 (12), 2416-2424 (2014).
  26. Polyak, B., et al. High field gradient targeting of magnetic nanoparticle-loaded endothelial cells to the surfaces of steel stents. Proc Natl Acad Sci U.S.A. 105 (2), 698-703 (2008).
  27. Pislaru, S. V., et al. Magnetically targeted endothelial cell localization in stented vessels. J Am Coll Cardiol. 48 (9), 1839-1845 (2006).
  28. Pislaru, S. V., et al. Magnetic forces enable rapid endothelialization of synthetic vascular grafts. Circulation. 114 (1 Suppl), 314-318 (2006).
  29. Wang, Y. X., Xuan, S., Port, M., Idee, J. M. Recent advances in superparamagnetic iron oxide nanoparticles for cellular imaging and targeted therapy research. Curr Pharm Des. 19 (37), 6575-6593 (2013).
  30. Yellen, B. B., et al. Targeted drug delivery to magnetic implants for therapeutic applications. J Magn Magn Mater. 293 (1), 647-654 (2005).
  31. Granot, D., et al. Clinically viable magnetic poly(lactide-co-glycolide) particles for MRI-based cell tracking. Magn Reson Med. , (2013).
  32. Levy, M., et al. Long term in vivo biotransformation of iron oxide nanoparticles. Biomaterials. 32 (16), 3988-3999 (2011).
  33. Mirshafiee, V., Mahmoudi, M., Lou, K., Cheng, J., Kraft, M. L. Protein corona significantly reduces active targeting yield. Chem Commun (Camb). 49 (25), 2557-2559 (2013).
  34. Salvati, A., et al. Transferrin-functionalized nanoparticles lose their targeting capabilities when a biomolecule corona adsorbs on the surface. Nat Nanotechnol. 8 (2), 137-143 (2013).
  35. Landazuri, N., et al. Magnetic targeting of human mesenchymal stem cells with internalized superparamagnetic iron oxide nanoparticles. Small. 9 (23), 4017-4026 (2013).
  36. Sun, J. H., et al. In vitro labeling of endothelial progenitor cells isolated from peripheral blood with superparamagnetic iron oxide nanoparticles. Mol Med Rep. 6 (2), 282-286 (2012).
  37. Zhang, B., et al. Detection of viability of transplanted beta cells labeled with a novel contrast agent - polyvinylpyrrolidone-coated superparamagnetic iron oxide nanoparticles by magnetic resonance imaging. Contrast Media Mol Imaging. 7 (1), 35-44 (2012).
  38. Song, M., et al. Labeling efficacy of superparamagnetic iron oxide nanoparticles to human neural stem cells: comparison of ferumoxides, monocrystalline iron oxide, cross-linked iron oxide (CLIO)-NH2 and tat-CLIO. Korean J Radiol. 8 (5), 365-371 (2007).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Synteza nanocz steczek magnetytupowlekanie PLGAemulsyfikacja wysokopr dko ciowacelowanie magnetycznemikroskopia fluorescencyjnatransmisyjna mikroskopia elektronowaskaningowa mikroskopia elektronowaliofilizacja

Powiązane artykuły