Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Oznaczanie inicjacji biofilmu na komórkach zakażonych wirusem przez bakterie i grzyby

9.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/54162

⸱

6 lipca 2016

 ,  ,  , 
1Department of Microbiology and Immunology, Midwestern University

W tym artykule

Podsumowanie

Opisano tutaj metodę określania międzykrólestwowych asocjacji i konkurencji (bakteryjnej i grzybiczej) o przyleganie do monowarstw komórek HeLa zakażonych wirusem. Protokół ten można rozszerzyć na wiele kombinacji prokariontów, eukariontów i wirusów.

Streszczenie

Badanie interakcji wielomikrobiologicznych w królestwach taksonomicznych, które obejmują grzyby, bakterie i wirusy, nie zostało wcześniej zbadane pod kątem tego, jak wirusowi członkowie mikrobiomu wpływają na późniejsze interakcje mikroorganizmów z tymi zakażonymi wirusem komórkami gospodarza. Współzamieszkiwanie wirusa z bakteriami i grzybami występuje głównie na powierzchniach błony śluzowej jamy ustnej i dróg rodnych. Komórki błony śluzowej, szczególnie te z uporczywymi przewlekłymi lub uporczywymi utajonymi infekcjami wirusowymi, mogą mieć znaczący wpływ na członków mikrobiomu poprzez zmianę liczby i rodzaju receptorów wyrażanych przez wirusa. Modyfikacja w architekturze błony komórkowej gospodarza skutkowałaby zmianą zdolności kolejnych członków normalnej flory i patogenów oportunistycznych do zainicjowania pierwszego etapu tworzenia biofilmu, tj. przylegania. W pracy opisano metodę ilościowego i wizualnego badania wpływu HSV na inicjację tworzenia (przylegania) do biofilmu S. aureus i C. albicans.

Wprowadzenie

Ludzki mikrobiom obejmuje różnorodne organizmy z wielu królestw taksonomicznych, które dzielą regiony geograficzne w ciele. Przyleganie do powierzchni komórek jest niezbędnym pierwszym krokiem w tworzeniu biofilmu, który jest częścią procesu kolonizacji mikrobiomu. W skład mikrobiomu mogą wchodzić wirusy, które powodują przewlekłe i uporczywe infekcje. Przewlekłe zakażenie komórek tymi wirusami może powodować zmianę w przypuszczalnej dostępności receptorów. 1,2 Ponadto wnikanie do komórek przez patogeny wewnątrzkomórkowe może również wpływać na płynność/hydrofobowość błony gospodarza, co z kolei może zmieniać przyczepianie się innych członków mikrobiomu, w tym bakterii i grzybów. Aby zrozumieć interakcje, które mogą zachodzić między tymi wieloma patogenami, które kolokalizują się w tych samych regionach geograficznych ludzkiego gospodarza, musimy być w stanie zbadać interakcję patogenów, które reprezentują spektrum królestw taksonomicznych obecnych na powierzchni błony śluzowej.

Herpesviridae to rodzina mikrobów obecnych u 100% ludzi jako stali członkowie mikrobiomu3,4. Ponadto mogą być również uporczywie wydalane zarówno w obecności, jak i bez objawów. W szczególności wirus opryszczki pospolitej-1 i wirus opryszczki pospolitej-2 (odpowiednio HSV-1 i HSV-2) są stałymi członkami mikrobiomu w jamie ustnej gardła i drogach rodnych. U osób immunokompetentnych zarówno HSV-1, jak i HSV-2 powodują zapalenie dziąseł i jamy ustnej, a także opryszczkę narządów płciowych5-8. W tych miejscach HSV powoduje utajone zakażenie charakteryzujące się przewlekłym, uporczywym, bezobjawowym wydalaniem wirusa9. Wnikanie HSV do komórek powoduje zmiany w powierzchniowej ekspresji nektyn, siarczanu heparanu, tratw lipidowych i mediatora wnikania wirusa opryszczki / receptora czynnika martwicy nowotworu (HVEM / TNFr)10-25. Potencjalnie reprezentują one wspólne receptory dla niektórych bakterii i grzybów, np. S. aureus i C. albicans, które będąc patogenami oportunistycznymi, mogą również znajdować się jako członkowie mikrobiomu błony śluzowej jamy ustnej gardła 26,27. W obrębie gardła ustnego S. aureus i C. albicans zajmują dwa odrębne miejsca kolonizacji. U żywicieli z naturalnymi zębami błona śluzowa jamy ustnej jest wspólna dla HSV-1 i C. albicans, podczas gdy przednie nozdrza są zajęte przez S. aureus28. Jednak pomimo ustaleń in vitro, że S. aureusprzylega do komórek nabłonka jamy ustnej, 29,30 S. aureus jest rzadko izolowany z próbek jamy ustnej, gdy obecna jest normalna tkanka29,30. Niewiele wiadomo na temat nisz kokolonizacyjnych dróg rodnych poza wynikami klinicznymi, że S. aureus jest związany z tlenowym zapaleniem pochwy, charakteryzującym się zapaleniem narządów płciowych, upławą i dyspareunią, podczas gdy C. albicans powoduje zmiany błony śluzowej podobne do obserwowanych w jamie ustnej31-35. Tak więc, chociaż ci członkowie mikrobiomu jamy ustnej i narządów płciowych krzyżują się z królestwami taksonomicznymi, niewiele wiadomo na temat ich interakcji, ponieważ wpływa to na ich zdolność do inicjowania tworzenia biofilmu poprzez przyleganie do powierzchni komórki gospodarza5. Protokół ten został skutecznie zastosowany do określenia funkcjonalnych konsekwencji kokolonizacji/infekcji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Szczepy HSV i postępowanie z

nimi

Uwaga: Rekombinowane, nierozprzestrzeniające się HSV-1(KOS) gL86 i HSV-2 (KOS) 333gJ- z zastosowaną aktywnością reporterową beta-galaktozydazy zostały dostarczone przez V. Twiari36,37.

  1. Użyć wirusa z jednej partii i przechowywać w temperaturze -80 °C w stosunku 1:1 zmodyfikowanej pożywki Eagle's (DMEM) firmy Dulbecco z 20% płodową surowicą bydlęcą (FBS) i odtłuszczonym mlekiem do czasu użycia. Przed przechowywaniem partii wirusa należy oznaczyć stężenie wirusa za pomocą testu o-nitrofenylo-β-D-galaktopyranozydu (ONPG) i 5-bromo-4-chloro-3-indolilo-β-D-galaktopyranozydu (X-Gal).
  2. Określ żywotność wirusa i wielokrotność infekcji (MOI) przez barwienie X-Gal dla każdego testu eksperymentalnego przy użyciu testu reporterowego wnikania wirusa, jak opisano wcześniej (Figura 1)14.
  3. Rozcieńczyć wirusa (Opt-MEM) do pożądanego MOI. Utrwal monowarstwy (paraformaldehyd; 0,5 ml / studzienkę) przed barwieniem. Umieścić kontrole żywotności wirusa na oddzielnej płytce do mikromiareczkowania równolegle z płytkami do oznaczania wielomikrobiologicznego.

2. Obsługa komórek HeLa 299

  1. Rośnie w temperaturze 37 °C, 5% CO2 w DMEM z 4,5 g / L glukozy, 10% inaktywowanej termicznie płodowej surowicy bydlęcej (FBS), gentamycyny (50 μg / ml) i L-glutaminy. Komórki pasażowe w 80% zbiegu z roztworem trypsyny (kwas etylenodiaminotetraoctowy, 0,53 M EDTA; 0,05% trypsyna; 5 ml / kolbę).

3. Obsługa C. albicans

Uwaga: C. albicans uzyskany z klinicznego źródła laboratoryjnego jest przechowywany w temperaturze -80 °C w odtłuszczonym mleku Remmel 2x pożywka.

  1. Hodowla zamrożonego bulionu na pożywce dekstrozy Sabouraud (37 °C). Po 24 godzinach subkultura C. albicans na pożywce Fungisel (37 °C; 48 godzin) do użycia.
  2. Generowanie form probówki zarodkowej (GT) (pobranie reprezentatywnych kolonii; 3 ml FBS; 3 godz.; 37 °C; Abs600, 0,3). Po inkubacji przemyć GT (HBSS; 2x; 4 000 x g). Umyty GT dodać do podgrzanego HBSS (37 °C; 0,32 Abs600). Formy GT powinny stanowić 99% obserwowanych komórek, jak określono za pomocą liczby hemocytometrów.
  3. Przygotuj zawiesiny wyjściowe z drożdży (YF), wybierając reprezentatywne kolonie grzybów (HBSS, 3 ml; 0,32 Abs600). Policz liczbę form YF / ml pod mikroskopem za pomocą hemocytometru. Formy YF powinny stanowić 99% obserwowanych komórek, jak określono za pomocą liczby hemocytometrów.
  4. Przygotować wywar z grzybów roboczych (250 μl bulionu GT lub YF w 25 ml HBSS; 37 °C; 105 CFU/ml)

4. Obchodzenie się z S. aureus

  1. Przechowywać S. aureus ATCC 25923 (-80 °C; Mleko odtłuszczone Remmel 2x). Posiew na agarze z krwią owczą (5%; 37 °C; 24 godz.). Zebrać reprezentatywne kolonie i przenieść do pożywki z soli mannitolu w ciągu 2 dni dla stada (37 °C; 18 godzin).
  2. Zrobić zawiesinę rosołu S. aureus (3 ml HBSS; 1,32 Abs600 ;108 jtk/ml)
    1. Przygotować wywar roboczy z S. aureus (100 μl bulionu w 25 ml HBSS; 105 CFU/ml).

5. Zawiesiny Candida i S. aureus

  1. Przygotować mieszaninę zawiesiny C. albicans i S. aureus (250 μl bulionu YF lub GT i 100 μl bulionu S. aureus w 25 ml HBSS).

6. Test biofilmu wielomikrobiologicznego

  1. Wysiewaj 96-dołkowe płytki z 200 μl 2 x 105 komórek HeLa/ml (85% poziom konfluencji). Płyty skalne (30 - 45 min; 37 °C) przed inkubacją (37 °C; inkubator 5% CO2 ; 18 godz.). Umyj monowarstwy (1x; Opt-MEM ), a następnie wysiewaj HSV (HSV-1 (KOS) gL86 lub HSV-2 (KOS) 33 gJ- w 100 μl Opt-MEM ; MOI 50 i 10). Inkubować płytki (3 godz.; 37 °C; 5% CO2 ). Używaj tylko jednego szczepu wirusa dziennie.
  2. Przemyć zainfekowane monowarstwy (1x; sól fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS) z Mg+2 i Ca+2; 100 μl). Zastąp PBS ciepłym HBSS, pozostawiając 25 μl w każdym dołku.
    1. Dodać zawiesiny robocze YF, GT i/lub S. aureus (100 μl; stosunek docelowy do komórek = 5:1; n = 16), jak wskazano w tabeli 1. Inkubować płytki (statycznie; 30 min; 37 °C; 5% CO2 ).
  3. Po inkubacji odsysać po jednej kolumnie na raz, natychmiast napełniając 300 μl PBS Mg+2 i Ca+2. Powtórzyć ten krok dwukrotnie, a następnie dodać bufor do oznaczania radioimmunoprecypitacji (RIPA; filtr sterylizowany; 200 μl rozcieńczenia 1:50).
  4. Szybko rozcierać lizat komórek HeLa, a następnie umieścić 50 μl na solach mannitolu (MS) i/lub pożywkach grzybowych (F) (ryc. 2). Rozprowadzić lizat za pomocą szklanego pręta wygiętego pod kątem 90°. Inkubować płytki (18 godzin w temperaturze 37 °C). Ręcznie policz liczbę kolonii na płytce. Kontrola polega na przyleganiu S. aureus i/lub C. albicans do komórek HeLa niezakażonych HSV.

7. Badania obrazowe

  1. Umyć każde okrągłe szklane szkiełko nakrywkowe (12 mm; 50 ml acetonu w zlewce o pojemności 100 ml). Wysuszyć i wysterylizować szkiełka nakrywkowe (chusteczki Kimwipes; szklane szalki Petriego). Umieść suche sterylne szkiełka nakrywkowe w dołkach sterylnych 24-dołkowych płytek za pomocą kleszczy sterylizowanych płomieniem alkoholu.
  2. Dodać komórki HeLa (1 ml; 5 razy większa objętość używana na płytki 96-dołkowe) do studzienek 24-dołkowych zawierających przemyte sterylne okrągłe szkiełka nakrywkowe. Dodać wirusa, bakterie i grzyby zgodnie z szablonem (tabela 2) w ilości 5-krotności objętości użytej dla płytek 96-dołkowych, a następnie inkubować i przetwarzać zgodnie z opisem w krokach 6.2.1-6.4 powyżej.
  3. Po ostatnim płukaniu utrwal komórki do mikroskopii, zalewając szkiełko metanolem i pozwalając mu odparować. Przechowuj płytki w temperaturze pokojowej do czasu zabarwienia.
  4. W przypadku mikroskopii w jasnym polu (1000x końcowe pierwotne powiększenie) napełnij studzienki zawierające szkiełka nakrywkowe utrwalone metanolem wodą dejonizowaną. Natychmiast zassać wodę. Przykryj każde szkiełko nakrywkowe fioletem krystalicznym Grams. Umyj szkiełka nakrywkowe wolne od niezwiązanych plam (woda dejonizowana). Wysuszyć szkiełka nakrywkowe na miejscu, a następnie przykleić je twardym środkiem montażowym do oznaczonego szkiełka (Rysunek 3).
  5. W przypadku mikroskopii fluorescencyjnej (obiektyw 100x; 1 000x końcowe pierwotne powiększenie) umyj szkiełka nakrywkowe z metanolu, zasadniczo tak, jak opisano w kroku 7.4. Wysuszyć szkiełka nakrywkowe w studzienkach.
    1. Po wyschnięciu usuń szkiełka nakrywkowe i umieść je na oznaczonych szkiełkach. Następnie dodać odpowiednią ilość rozcieńczenia 1:20 przeciwciała wirusa opryszczki pospolitej typu 1 sprzężonego z izotiocyjanianem fluoresceiny (FITC) + 2 gD, aby pokryć szkiełko nakrywkowe (1 - 5 μl).
    2. Inkubować szkiełka w komorze wilgotnościowej w temperaturze 37 °C przez 30 minut. Po inkubacji umyć szkiełka nakrywkowe w 4 zmianach PBS.
    3. Po ostatnim praniu umieść szkiełko nakrywkowe z powrotem na oznaczonym szkiełku. Barwienie 4′,6-diamidino-2-fenyloindolem (DAPI; komora wilgotnościowa; 37 °C przez 30 min). Po inkubacji umyć szkiełka nakrywkowe w 4 zmianach PBS, a następnie przymocować do oznakowanego szkiełka za pomocą twardego podłoża mocującego.
    4. Pozostawić podłoże montażowe do utwardzenia przez 24 godziny w temperaturze pokojowej w ciemności. Zbadaj szkiełka nakrywkowe pod obiektywem olejowym pod mikroskopem jasnego pola lub mikroskopem fluorescencyjnym z filtrami odcinającymi FITC i DAPI. Przeanalizuj obrazy co najmniej 50 pól (minimum 100 komórek na organizm) pod kątem kolokalizacji (ryc. 4).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Poziom wiarygodności danych uzyskiwanych z systemu opisanego w niniejszym raporcie przedstawiono na Rysunku 2 a-f 38. Dzięki zastosowaniu tego systemu można określić modulację interakcji gronkowców i grzybów z komórkami zainfekowanymi wirusem oraz ich wzajemny wpływ na adhezję. tego rodzaju badania wymagają badania mikroskopowego interakcji, jak pokazano na Rysunkach 3 i 4 38, aby ustalić, czy interakcja polimikrobow...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Obecnie nie ma dostępnych informacji na temat złożonych interakcji między stałymi i półstałymi członkami mikrobiomu gospodarza, które krzyżują się z wieloma domenami taksonomicznymi, tj. prokariotycznymi, eukariotycznymi i wirusowymi. W związku z tym opracowaliśmy nowatorski system modelowy in vitro do badania inicjacji biofilmu przez S. aureus i C. albicans na komórkach HeLa 229 (HeLa) zakażonych HSV-1 lub HSV-2 38. System modelowania komórek HeLa ma wyjątkową zaletę. Wynik...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ten projekt był wspierany przez Midwestern University, IL Office of Research and Sponsored Programs (ORSP) oraz Midwestern University College of Dental Medicine-Illinois (CDMI).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
C.albicans
BBL Sabouraud DextroseBD211584
Fungisel AgarDot Scientific7205A
S.aureus
Mannitol Salt AgarTroy Biologicals7143B
Agar z krwią owcząTroy Biologicals221239
Hela cells
1x DMEM (Dubelcco's Modified Eagle Medium, z 4,5 g/L glukozy i L-glutaminą, bez pirogronianu soduCorning10-017-CM
Gentamycyna 50 mg/mlSigma139750 µ g / ml końcowe stężenie w kompletnym roztworze DMEM
Trypsin EDTA (0,05% trypsyny, 0,53 M EDTA) 1xCorning25-052-CI
Surowica bydlęcapłodu Atlanta BiologicalsS1115010% stężenie końcowe w kompletnym DMEM
strong>Inne podłoże i odczynniki
ONPGThermo Scientific34055
Ultra-Pure X galInvitrogen15520-018
1x HBSS (Zrównoważony roztwór soli Hanksa)Corning20-021-CV
1x PBSDot Scientific30042-500
RIPA LysisLife Technologies89901
Barwienie
metanolFisher ScientificA433P-4
HSV 1& 2, specyficzne dla gDViroStat196
DAPISIGMAD8417-5MG
Gram Crystal VioletTroy Biologicals212527
Supplies
Petri szalka 100 x 15Dot Scientific229693 
Szalka Petriego 150 x 15Kord Valmark2902
Płytki 96-dołkoweEvergreen Scientific222-8030-01F
Płytki 24-dołkoweEvergreen Scientific222-8044-01F
Probówki hodowlane 100 x 13Thomas Scientific9187L61
Koła szkiełek nakrywkowych, 12 mmDeckglaserCB00120RA1
<

Bibliografia

  1. Palu, G., et al. Effects of herpes-simplex virus type-1 infection on the plasma-membrane and related functions of HeLa S3 cells. J Gen Virol. 75, 3337-3344 (1994).
  2. Vitiello, G., et al. Lipid composition modulates the interaction of peptides deriving from herpes simplex virus type I glycoproteins B and H with biomembranes. Biochim. Biophys. Acta-Biomembr. 1808, 2517-2526 (2011).
  3. Bradley, H., Markowitz, L. E., Gibson, T., McQuillan, G. M. Seroprevalence of Herpes Simplex Virus Types 1 and 2-United States, 1999-2010. J. Infect. Dis. 209, 325-333 (2014).
  4. Szpara, M. L., et al. Evolution and diversity in Human Herpes Simplex Virus genomes. J Virol. 88, 1209-1227 (2014).
  5. Arduino, P. G., Porter, S. R. Herpes Simplex Virus Type I infection: overview on relevant clinico-pathological features. J Oral Pathol Med. 37, 107-121 (2008).
  6. Looker, K. J., Garnett, G. P. A systematic review of the epidemiology and interaction of herpes simplex virus types 1 and 2. Sex. Transm. Infect. 81, 103-107 (2005).
  7. Taylor, T. J., Brockman, M. A., McNamee, E. E., Knipe, D. M. Herpes simplex virus. Front Biosci. 7, 752-764 (2002).
  8. Bernstein, D. I., et al. Epidemiology, clinical presentation, and antibody response to primary infection with Herpes Simplex Virus Type 1 and Type 2 in young women. Clinical infectious diseases : an official publication of the Infectious Diseases Society of America. 56, 344-351 (2013).
  9. Sacks, S. L., et al. HSV shedding. Antiviral Res. 63, 19-26 (2004).
  10. Brandhorst, T. T., et al. Structure and Function of a Fungal Adhesin that Binds Heparin and Mimics Thrombospondin-1 by Blocking T Cell Activation and Effector Function. PLoS Pathog. 9, (2013).
  11. Green, J. V., et al. Heparin-Binding Motifs and Biofilm Formation by Candida albicans. Journal of Infectious Diseases. 208, 1695-1704 (2013).
  12. Khalil, M. A., Sonbol, F. I. Investigation of biofilm formation on contact eye lenses caused by methicillin resistant Staphylococcus aureus. Niger. J. Clin. Pract. 17, 776-784 (2014).
  13. Shanks, R. M. Q., et al. Heparin stimulates Staphylococcus aureus biofilm formation. Infection and Immunity. 73, 4596-4606 (2005).
  14. Tiwari, V., et al. Role for 3-O-sulfated heparan sulfate as the receptor for herpes simplex virus type 1 entry into primary human corneal fibroblasts. J Virol. 80, 8970-8980 (2006).
  15. Delboy, M. G., Patterson, J. L., Hollander, A. M., Nicola, A. V. Nectin-2-mediated entry of a syncytial strain of herpes simplex virus via pH-independent fusion with the plasma membrane of Chinese hamster ovary cells. Virol J. 3, (2006).
  16. Di Giovine, P., et al. Structure of Herpes Simplex Virus Glycoprotein D Bound to the Human Receptor Nectin-1. PLoS Pathog. 7, (2011).
  17. Hauck, C. R. Cell adhesion receptors - signaling capacity and exploitation by bacterial pathogens. Medical Microbiology and Immunology. 191, 55-62 (2002).
  18. Kramko, N., et al. Early Staphylococcus aureus-induced changes in endothelial barrier function are strain-specific and unrelated to bacterial translocation. Int. J. Med. Microbiol. 303, 635-644 (2013).
  19. Roy, S., Nasser, S., Yee, M., Graves, D. T., Roy, S. A long-term siRNA strategy regulates fibronectin overexpression and improves vascular lesions in retinas of diabetic rats. Molecular vision. 17, 3166-3174 (2011).
  20. Sato, R., et al. Impaired cell adhesion, apoptosis, and signaling in WASP gene-disrupted Nalm-6 pre-B cells and recovery of cell adhesion using a transducible form of WASp. Int. J. Hematol. 95, 299-310 (2012).
  21. Shukla, S. Y., Singh, Y. K., Shukla, D. Role of Nectin-1, HVEM, and PILR-alpha in HSV-2 entry into human retinal pigment epithelial cells. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 50, 2878-2887 (2009).
  22. Stump, J. D., Sticht, H. Mutations in herpes simplex virus gD protein affect receptor binding by different molecular mechanisms. J Molecu Model. 20, (2014).
  23. Zelano, J., Wallquist, W., Hailer, N. P., Cullheim, S. Expression of nectin-1, nectin-3, N-cadherin, and NCAM in spinal motoneurons after sciatic nerve transection. Experimental Neurology. 201, http://dx.doi.org/10.1016/j.expneurol.2006.04.026 461-469 (2006).
  24. Akhtar, J., et al. HVEM and nectin-1 are the major mediators of herpes simplex virus 1 (HSV-1) entry into human conjunctival epithelium. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 49, 4026-4035 (2008).
  25. Heo, S. K., et al. LIGHT enhances the bactericidal activity of human monocytes and neutrophils via HVEM. J. Leukoc. Biol. 79, 330-338 (2006).
  26. National Nosocomial Infections Surveillance (NNIS) System Report. Am J Infect Control. 32, 470-485 (2004).
  27. Wisplinghoff, H., et al. Nosocomial bloodstream infections in US hospitals: analysis of 24,179 cases from a prospective nationwide surveillance study. Clinical infectious diseases : an official publication of the Infectious Diseases Society of America. 39, 1093-1093 (2004).
  28. Colacite, J., et al. Pathogenic potential of Staphylococcus aureus strains isolated from various origins. Ann. Microbiol. 61, 639-647 (2011).
  29. Colombo, A. V., et al. Quantitative detection of Staphylococcus aureus, Enterococcus faecalis and Pseudomonas aeruginosa in human oral epithelial cells from subjects with periodontitis and periodontal health. J. Med. Microbiol. 62, 1592-1600 (2013).
  30. Merghni, A., Ben Nejma, M., Hentati, H., Mahjoub, A., Mastouri, M. Adhesive properties and extracellular enzymatic activity of Staphylococcus aureus strains isolated from oral cavity. Microb Pathogen. 73, 7-12 (2014).
  31. Donders, G. G. G., et al. Definition of a type of abnormal vaginal flora that is distinct from bacterial vaginosis: aerobic vaginitis. Bjog. 109, 34-43 (2002).
  32. Li, J. R., McCormick, J., Bocking, A., Reid, G. Importance of vaginal microbes in reproductive health. Repro Sci. 19, 235-242 (2012).
  33. Jarvis, W. R. The epidemiology of colonization. Infect Cont Hosp Epidemiol. 17, 47-52 (1996).
  34. Okonofua, F. E., Akonai, K. A., Dighitoghi, M. D. Lower genital-tract infections in infertile nigerian women compared with controls. Genitourin Med. 71, 163-168 (1995).
  35. Nenoff, P., et al. Mycology - an update Part 2: Dermatomycoses: Clinical picture and diagnostics. J Der Deutschen Dermatol Gesellschaft. 12, 749-779 (2014).
  36. Hubbard, S., et al. Contortrostatin, a homodimeric disintegrin isolated from snake venom inhibits herpes simplex virus entry and cell fusion. Antivir. Ther. 17, 1319-1326 (2012).
  37. Shukla, S. Y., Singh, Y. K., Shukla, D. Role of Nectin-1, HVEM, and PILR-α in HSV-2 entry into human retinal pigment epithelial cells. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 50, 2878-2887 (2009).
  38. Plotkin, B. J., Sigar, I. M., Tiwari, V., Halkyard, S. Herpes simplex virus (HSV) modulation of Staphylococcus aureus. and Candida albicans.initiation of HeLa 299 cell-associated biofilm. Curr Microbiol. , (2016).
  39. Alva-Murillo, N., Lopez-Meza, J. E., Ochoa-Zarzosa, A. Nonprofessional phagocytic cell receptors involved in Staphylococcus aureus internalization. Biomed Res Internat. , (2014).
  40. Calderone, R. A., Scheld, W. M. Role of fibronectin in the pathogenesis of candidal infections. Reviews of infectious diseases. 9, Suppl 4 400-403 (1987).
  41. Fowler, T., et al. Cellular invasion by Staphylococcus aureus involves a fibronectin bridge between the bacterial fibronectin-binding MSCRAMMs and host cell beta1 integrins. European journal of cell biology. 79, 672-679 (2000).
  42. Mao, L., Franke, J. Symbiosis, dysbiosis, and rebiosis-The value of metaproteomics in human microbiome monitoring. Proteomics. 15, 1142-1151 (2015).
  43. Christopher, R. A., Kowalczyk, A. P., McKeown-Longo, P. J. Localization of fibronectin matrix assembly sites on fibroblasts and endothelial cells. J Cell Sci. 110, (Pt 5) 569-581 (1997).
  44. Heino, J., Kapyla, J. Cellular receptors of extracellular matrix molecules. Current Pharm Des. 15, 1309-1317 (2009).
  45. Hynes, R. O., et al. A large glycoprotein lost from the surfaces of transformed cells. Annals of the New York Academy of Sciences. 312, 317-342 (1978).
  46. Mao, Y., Schwarzbauer, J. E. Fibronectin fibrillogenesis, a cell-mediated matrix assembly process. Matrix biology : journal of the International Society for Matrix Biology. 24, http://dx.doi.org/10.1016/j.matbio.2005.06.008 389-399 (2005).
  47. Schwarzbauer, J. E., DeSimone, D. W. Fibronectins, their fibrillogenesis, and in vivo functions. Cold Spring Harbor perspectives in biology. 3, (2011).
  48. Abdelmegeed, E., Shaaban, M. I. Cydooxygenase inhibitors reduce biofilm formation and yeast-hypha conversion of fluconazole resistant Candida albicans. J. Microbiol. 51, 598-604 (2013).
  49. Gow, N. A. Germ tube growth of Candida albicans. Current topics in medical mycology. 8, 43-55 (1997).
  50. Liu, Y. P., Filler, S. G. Candida albicans Als3, a multifunctional adhesin and invasin. Eukaryot. Cell. 10, 168-173 (2011).
  51. Lu, Y., Su, C., Liu, H. Candida albicans hyphal initiation and elongation. Trends Microbiol. 22, 707-714 (2014).
  52. Kabir, M. A., Hussain, M. A., Ahmad, Z. Candida albicans: A model organism for studying fungal pathogens. ISRN microbiology. 2012, 538694(2012).
  53. Ovchinnikova, E. S., Krom, B. P., Busscher, H. J., van der Mei, H. C. Evaluation of adhesion forces of Staphylococcus aureus along the length of Candida albicans hyphae. BMC Microbiol. 12, (2012).
  54. Peters, B. M., et al. Staphylococcus aureus adherence to Candida albicans hyphae is mediated by the hyphal adhesin Als3p. Microbiology-Sgm. 158, 2975-2986 (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Przyleganie bakteriiadhezja grzybówzakażenie HSVStaphylococcus aureusCandida albicanskomórki HeLatest polimikrobowybarwienie fioletem krystalicznym
Oznaczanie inicjacji biofilmu na komórkach zakażonych wirusem przez bakterie i grzyby
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.