Pomiary przestrzenne perfuzji, ciśnienia płynu śródmiąższowego i akumulacji liposomów w guzach litych

Pomiar wewnątrznowotworowej akumulacji nanocząsteczek systemów dostarczania leków może dostarczyć ważnego narzędzia do określenia, czy osiągnięto odpowiednie stężenie leku cytotoksycznego w obrębie guza. Opracowanie "obrazowalnych" systemów liposomalnych pozwala na nieinwazyjne i ilościowe wykrywanie in vivo nośnika dostarczającego lek za pomocą metod obrazowania, takich jak pozytonowa tomografia emisyjna (PET)¹, fluorescencja^optyczna2 oraz tomografia komputerowa (CT)^3,4 i obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego (MRI)⁵. Obrazowanie wykorzystano do określenia farmakokinetyki i biodystrybucji systemów dostarczania liposomów oraz do ujawnienia zakresu heterogeniczności międzyobiektowej i wewnątrznowotworowej w akumulacji nanocząstek^6,7. Jednak samo obrazowanie nanocząstek nie pozwala zidentyfikować barier biologicznych, które przyczyniły się do ich słabej akumulacji i dystrybucji. Wiedza ta ma zasadnicze znaczenie dla racjonalnego rozwoju bardziej skutecznych preparatów i strategii poprawy akumulacji wewnątrz guza⁸. Wykazano, że strategie terapeutyczne mogą być stosowane do modulowania określonych barier biologicznych, co skutkuje^{lepszym transportem} nanocząstek9. Ponadto opracowano preparaty nanocząstek, aby specjalnie pokonać specyficzną barierę transportu biologicznego¹⁰. W obu scenariuszach pomiary barier biologicznych mogą być wykorzystane do ukierunkowania stosowania odpowiedniej strategii dostarczania leków w postaci nanocząstek.

Mikrokrążenie guza i podwyższony IFP są uważane za dwa kluczowe czynniki determinujące wewnątrznowotworową akumulację nanocząstek, takich jak liposomy, w guzach litych^9,11. Jednak inne bariery, które przyczyniają się do słabej akumulacji liposomów, to gęsta macierz zewnątrzkomórkowa, nieprzepuszczalne naczynia krwionośne i ciśnienie w tkance stałej¹². Bariery te są powiązane w sposób przestrzenno-czasowy, przy czym nieprawidłowy przepływ krwi i podwyższone ciśnienie płynu śródmiąższowego to dwa ważne czynniki napędzające początkowe dostarczanie i wynaczynienie nanocząstek. Jak omówiono wcześniej, ustalenie związku między mikrokrążeniem guza, podwyższonym IFP i wewnątrznowotworową akumulacją liposomów jest niezbędne do prawidłowej interpretacji danych obrazowania liposomów. W niniejszym artykule przedstawiono ilościowe metody pomiaru związku między mikrokrążeniem guza, podwyższonym IFP i akumulacją nanocząstek w guzie litym. Osiąga się to poprzez wykonywanie kolokalizowanych pomiarów rozmieszczenia wewnątrz guza liposomowego środka kontrastowego CT za pomocą wolumetrycznego obrazowania CT, mikrokrążenia guza za pomocą obrazowania tomografii komputerowej wzmocnionej kontrastem oraz IFP guza za pomocą sterowanego obrazem robotycznego systemu pozycjonowania igły, zwanego robotem CT-IFP¹³.

Wszystkie eksperymenty in vivo zostały przeprowadzone zgodnie z protokołem zatwierdzonym przez Uniwersytecką Sieć Zdrowia Instytucjonalną Komisję ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt.

1. Model zwierzęcy

1. Hodowla między 5 do 7 x 10⁶ komórek nowotworowych gruczolakoraka piersi MDA-MB-231 w DMEM wraz z 10% płodową surowicą bydlęcą (FBS) i 100-krotnym rozcieńczeniem penicyliny-streptomycyny.
2. Zbieraj komórki, gdy są w 80% zlewne, używając 0,05% roztworu trypsyny-EDTA. Po 3-5 minutach zneutralizuj trypsynę-EDTA 3x objętością DMEM. Pobrać 15 μl podwielokrotności komórek i policzyć za pomocą hemocytometru. Odwirować komórki w postaci osadu przez 5 minut przy 200 x g i ponownie zawiesić w HBS w stężeniu 10 x 10⁶ komórek na ml.
3. Implantacja guzów podskórnych (SC) poprzez wstrzyknięcie 1 do 2 x 10⁶ komórek w tylną kończynę każdej 8 do 12 tygodniowej samicy myszy SCID (n = 5). Do wstrzykiwań należy użyć standardowej igły o sile 25 G.
4. Monitoruj wzrost guza za pomocą suwmiarki (objętość = 0,5 x długość x szerokość²) i rozpocznij pomiary, gdy guzy SC osiągną objętość >200 mm³ (około 7 do 9 dni).

2. Przygotowanie i charakterystyka liposomów CT

1. Przygotowanie liposomów
   1. Rozpuścić składniki lipidowe (200 mmol/l) dla liposomów CT, w tym 1,2-dipalmitoilo-sn-glicero-3-fosfocholinę (DPPC), cholesterol (CH) i 1,2-distearoilo-sn-glicero-3-fosfoetanoloaminę-N-poli(glikol etylenowy) 2000 (DSPE-PEG2000) w bezwodnym etanolu w temperaturze 70 °C w stosunku molowym 55:40:5 DPPC:CH:DSPE-PEG2000.
   2. Odparować etanol, utrzymując ciepło w temperaturze 70 °C, a następnie dodać do roztworu środek kontrastowy CT ioheksol (300 mg/ml jodu) tak, aby końcowe stężenie lipidów wynosiło 100 mM.
   3. Utrzymywać roztwór w temperaturze 70 °C przez 4 godziny z częstym wirowaniem.
   4. Aby uzyskać pęcherzyki jednowarstwowe, należy wytłaczać próbkę 5 razy przez dwie ułożone w stos membrany o wielkości porów 200 nm pod ciśnieniem 250 psi i ponownie wytłaczać przez 5 cykli przez dwie ułożone w stos membrany o wielkości porów 80 nm przy ciśnieniu 400 psi za pomocą wytłaczarki lipidowej o pojemności 10 ml. Odpipetować objętość 10 ml liposomów do wytłaczarki na początku każdego cyklu wytłaczania i zebrać do sterylnej stożkowej probówki lub szklanej fiolki po każdym cyklu wytłaczania.
   5. Usunąć niekapsułkowany joheksol przez 16 godzin dializy za pomocą worka dializacyjnego o masie cząsteczkowej 100 kDa (MWC) przeciwko 250-krotnemu przekroczeniu objętości 0,02 mM buforowanego roztworu soli fizjologicznej HEPES (HBS, pH 7,4). Na przykład umieścić 1 ml roztworu liposomu w worku do dializy, a 250 ml HBS na zewnątrz worka w zlewce.
   6. Zagęść liposomy CT za pomocą komercyjnego systemu przepływu stycznego MWC o pojemności 750 000 zgodnie z instrukcjami producenta. Skoncentrować do końcowego stężenia jodu około 55 mg ^ml-1.
2. Charakterystyka liposomów
   1. Zmierzyć skuteczność kapsułkowania, rozrywając liposomy CT przy użyciu 10-krotnego nadmiaru objętościowego etanolu w celu uwolnienia joksenolu, a następnie rozcieńczyć przy użyciu 100-krotnego nadmiaru objętościowego wody dejonizowanej (tj. 10 μl liposomów rozerwanych przy użyciu 100 μl etanolu, a następnie rozcieńczonych do końcowej objętości 10 ml).
   2. Oznaczyć stężenie joheksolu za pomocą spektrometru UV z detekcją przy długości fali 245 nm. Obliczyć skuteczność kapsułkowania, biorąc pod uwagę stosunek ilości uwolnionego środka ioheksolu do ilości środka dodanego podczas przygotowania.
   3. Zmierz średnicę hydrodynamiczną i potencjał zeta za pomocą systemu analizatora wielkości cząstek z dynamicznym rozpraszaniem światła zgodnie z instrukcjami producenta. Rozcieńczyć roztwór liposomu CT 200x (tj. 5 μl liposomu w 1 ml końcowej objętości) w wodzie dejonizowanej, aby ułatwić pomiary.

3. Obrazowanie CT mikrokrążenia guza i dystrybucji liposomów CT

UWAGA: Postępuj zgodnie z instrukcjami producenta dotyczącymi wykonywania skanowania wolumetrycznego, jeśli używana jest inna wersja oprogramowania lub sprzętu.

1. Znieczulij każdą mysz za pomocą 2% izofluranu zmieszanego z powietrzem medycznym lub tlenem i potwierdź, szczypiąc palec u nogi i obserwując brak reakcji. Nałóż maść na oczy, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia. Unieruchom zwierzę w pozycji leżącej, przyklejając łapy do cienkiej plastikowej deski.
2. Umieść niestandardowy cewnik 27 G, podłączony do 20 cm rurki PE10, w bocznej żyle ogonowej i zabezpiecz na miejscu kilkoma kawałkami taśmy.
3. Przygotować strzykawkę o pojemności 1 ml zawierającą co najmniej 200 μl liposomów CT. Przygotować strzykawkę o pojemności 1 ml z solą fizjologiczną do przepłukania cewnika. Na koniec należy przygotować strzykawkę o pojemności 1 ml z co najmniej 150 μl wolnego joheksolu zmieszanego z solą fizjologiczną (w stosunku 9:1 objętościowo).
4. Umieść mysz na brzuchu na łożu skanera mikro-CT. Użyj laserowego systemu pozycjonowania, aby umieścić guz w mniej więcej tej samej orientacji dla każdego skanu.
5. Umieścić strzykawkę z liposomem CT w pompie strzykawkowej i przymocować cewnik do strzykawki. Ustawić wydajność pompy na 10 μl na sekundę.
6. Zainicjuj system, wykonując skan kalibracyjny jasny-ciemny za pomocą oprogramowania konsoli tomografu komputerowego. Wybierz opcję skanowania od jasnego do ciemnego dla każdego protokołu obrazowania, wybierz jasny-ciemny z menu rozwijanego i naciśnij przycisk skanowania, aby rozpocząć kalibrację.
7. Wykonaj wolumetryczną anatomiczną mikrotomografię komputerową guza przed wstrzyknięciem środka kontrastowego. Spójrz na wskaźnik oprogramowania konsoli tomografu komputerowego, aby upewnić się, że blokady bezpieczeństwa tomografu komputerowego zostały usunięte. Na konsoli tomografu komputerowego wybierz skanowanie, wybierz energię promieniowania rentgenowskiego 80 kV, prąd lampy 70 mA i rejestruje 1,000 projekcji obrazu w czasie 16 sekund. Naciśnij przycisk skanowania, aby rozpocząć skanowanie.
8. Za pomocą pompy strzykawkowej wstrzyknąć bolus liposomów CT o stężeniu 400 mg jodu ^kg-1. Ustaw pompę tak, aby wstrzykiwała objętość około 150 μl (zakładając, że mysz o wadze 25 g). Naciśnij przycisk "start" na pompie, aby wstrzyknąć. Ręcznie przepłukać cewnik 50 μl soli fizjologicznej (dwukrotność objętości cewnika), aby upewnić się, że cała ilość środka została wstrzyknięta, a cewnik jest czysty.
9. Po wstrzyknięciu liposomów CT należy odczekać 10 minut, a następnie wykonać drugi skan anatomiczny przy użyciu tej samej metody i ustawień, które opisano w ppkt 3.5.
10. Wykonać skan DCE-CT, ustawiając pompę strzykawkową tak, aby wstrzykiwała objętość 100 μl wolnego joheksolu zmieszanego z solą fizjologiczną (stosunek objętościowy 9:1) przy tym samym ustawieniu szybkości wstrzykiwania opisanym w ppkt 3.3.
    1. Na konsoli tomografu komputerowego wybierz 5-minutowy skan dynamiczny, który wykorzystuje ustawienie energii promieniowania rentgenowskiego 80 kV, energię lampy 90 mA i rejestruje 416 projekcji obrazu co sekundę przez pierwsze 30 sekund, a następnie akwizycję co 10 sekund. Przechwyć 5 sekund danych DCE-CT, a następnie naciśnij przycisk start na pompie wtryskowej.
    2. Po badaniu DCE-CT należy wykonać wolumetryczną anatomiczną mikrotomografię komputerową.
11. Wykonaj anatomiczne obrazy TK między 48 a 72 godziną po wstrzyknięciu liposomów CT, używając tych samych wolumetrycznych ustawień CT, jak opisano w krokach 3.5.
12. Zrekonstruuj dane anatomiczne CT i DCE-CT za pomocą oprogramowania do rekonstrukcji GPU.
    1. Załaduj obraz do oprogramowania do rekonstrukcji. Wybierz obszar zainteresowania, który chcesz zrekonstruować, rysując ROI na obrazie za pomocą myszy. Ustaw miejsce zapisu i nazwę pliku dla zrekonstruowanego obrazu i wybierz typ pliku wyjściowego jako ".mat".
       UWAGA: Oprogramowanie automatycznie ustawi zrekonstruowany rozmiar woksela na 0,153 x 0,153 x 0,153 mm³ dla skanów anatomicznych i 0,153 x 0,153 x 0,462 mm³ dla skanów DCE-CT. Kliknij przycisk "rozpocznij odbudowę".
13. Użyj skanów liposomu CT przed wstrzyknięciem i 10 minut po wstrzyknięciu, aby obliczyć frakcję objętościową osocza, jak opisano wcześniej³. Ponadto należy użyć skanów joheksolu przed wstrzyknięciem i 5 minut po wstrzyknięciu, aby obliczyć frakcję objętości śródmiąższowej, jak opisano wcześniej⁷.
14. Uzyskaj krzywe intensywności czasu (TIC), importując dane DCE-CT do oprogramowania, które zapewnia możliwość identyfikacji obszaru zainteresowania (ROI) w objętości guza. Następnie oblicz średnie wzmocnienie CT w ROI w funkcji czasu. W tym eksperymencie opracowano niestandardowe oprogramowanie do identyfikacji zwrotu z inwestycji i obliczenia TIC.
15. Uzyskaj ilościowe szacunki perfuzji i przepuszczalności naczyń krwionośnych, dopasowując zmierzone TIC przy użyciu dwukompartmentowego modelu kinetycznego znacznika. Dopasowanie można przeprowadzić za pomocą oprogramowania do analizy DCE-CT i wykorzystać aprioryczne oszacowania frakcji objętościowej osocza i frakcji objętości śródmiąższowej jako stałych parametrów w dwukomorowym modelu kinetycznym znacznika. Wykorzystanie wcześniej opisanych metod w celu uzyskania apriorycznych oszacowań frakcji objętości osocza i śródmiąższowej¹⁴.

4. Przestrzenne pomiary ciśnienia płynu śródmiąższowego guza

1. Aby zmierzyć interaktywność, podłącz igłę rdzeniową 25 G do przetwornika ciśnienia i do systemu akwizycji IFP przez 50 cm rurkę z polietylenu PE20. Przepłukać cały system roztworem siarczanu heparyny/soli fizjologicznej (1:10). Przed użyciem wysterylizować igłę 70% izopropylem.
2. Włącz system akwizycji i uruchom oprogramowanie do akwizycji IFP i załaduj pliki ustawień, aby skalibrować system w celu uzyskania pomiarów IFP w mmHg. Kliknij przycisk pobierania, aby w sposób ciągły zbierać dane IFP.
3. Wykonać pomiary IFP między 48 a 72 godzinami po wstrzyknięciu liposomów CT (odpowiada to przybliżonemu czasowi szczytowej akumulacji liposomów CT w guzie), stosując metody opisane w ppkt 4.8. Podłącz igłę IFP do robota CT-IFP.
4. Wykonaj skany kalibracyjne, aby wyrównać układy współrzędnych robota CT-IFP i tomografu komputerowego. Dodaj nasadkę do markera referencyjnego do robota CT-IFP i wykonaj cztery wolumetryczne badania TK ze znacznikiem odniesienia w czterech różnych pozycjach.
   1. Uruchom oprogramowanie sterownika robota CT-IFP, zainicjuj robota i przesuń robota do trzech pozycji, wprowadzając pozycje celowania x,y,z i klikając przycisk "start".
   2. Wykonać tomografię komputerową na następujących współrzędnych x,y,z: (1) 0,0,0; (2) -10,0,0; (3) 0,7,0; oraz (4) 0,0,10. Wybierz skanowanie 90 kV, 10 mA, 16 sekund za pomocą oprogramowania tomografu komputerowego i naciśnij "Start", aby rozpocząć skanowanie. Zrekonstruuj skan zgodnie z opisem w punkcie 3.10.
5. Uruchom oprogramowanie do osiowania robota CT-IFP. Kliknij przycisk "dodaj" załadowany w regionie "Dane rejestracyjne" i wybierz cztery zrekonstruowane skany rejestracyjne uzyskane w wersji 4.3, a następnie kliknij "otwórz".
   UWAGA: Lokalizacja znacznika odniesienia w pikselach zostanie automatycznie wprowadzona do oprogramowania.
   1. Kliknij przycisk "Oblicz transformację", a następnie kliknij przycisk "Zastosuj transformację". W ten sposób generowane są dane osiowania, które zostaną wykorzystane do konwersji układu współrzędnych robota CT-IFP na układ współrzędnych tomografu komputerowego. Po zakończeniu kalibracji przymocuj platformę dla zwierząt do robota CT-IFP.
6. Znieczulij każdą mysz za pomocą 2% izofluranu zmieszanego z powietrzem medycznym lub tlenem i potwierdź, szczypiąc palec u nogi i obserwując brak reakcji. Unieruchomić zwierzę na platformie robota CT-IFP i ustawić mysz tak, aby guz był dostępny dla systemu robota CT-IFP. Unieruchomić guz za pomocą taśmy tak, aby nie poruszał się podczas wprowadzania igły IFP.
7. Wykonaj anatomiczną mikrotomografię komputerową przed wprowadzeniem igły IFP. Zrekonstruuj dane CT, wykonując czynności opisane w pkt 3.10.
8. Załaduj dane CT przed wkłuciem igły do oprogramowania do osiowania robota CT-IFP. Dostosuj okno i poziom, aby uwidocznić guza. Kliknij krawędź guza na dowolnym obrazie, a następnie kliknij lokalizację drugiego brzegu.
   UWAGA: Oprogramowanie obliczy serię pozycji wzdłuż linii liniowej między dwoma pozycjami. Zanotuj współrzędne x, y i z dla serii od 5 do 8 równomiernie rozmieszczonych pozycji z listy.
9. Przygotować system IFP, przepłukując igłę roztworem soli fizjologicznej heparyny przed włożeniem.
10. Wprowadź pierwsze z góry określone pozycje igły w x,y,z, do oprogramowania sterującego robotem CT-IFP i naciśnij przycisk "go", aby przesunąć robota do żądanej pozycji. Kliknij przycisk "Włóż igłę", aby wprowadzić igłę do tkanki.
    1. Po włożeniu igły należy zapewnić dobrą komunikację płynu między igłą IFP a tkanką, ściskając i zwalniając rurkę PE20, zauważając, że pomiar IFP wzrasta i powraca do wartości sprzed zaciskania w oprogramowaniu do akwizycji IFP. Odrzuć pomiary, które nie powracają do linii bazowej.
11. Uzyskaj anatomiczny skan CT z włożoną igłą, a następnie kliknij przycisk "Wycofaj igłę" w oprogramowaniu sterującym robotem CT-IFP, aby wycofać igłę z tkanki. Odrzuć wszystkie pomiary IFP, w których wartość IFP nie powraca do wartości sprzed wkłucia igły po wyjęciu igły. Oznacza to, że igła mogła zostać zatkana podczas pomiaru. Powtórzyć kroki od 4.8 do 4.10 dla każdej pozycji igły.
12. Określ położenie igły w objętości guza, obliczając pozycje x, y i z portu igły względem środka masy objętości guza, jak określono w wolumetrycznym skanowaniu CT igły po wprowadzeniu wkłucia.
13. Wróć zwierzęta do klatki po zakończeniu wszystkich pomiarów. Nie pozostawiaj zwierząt bez opieki i obserwuj je, dopóki nie odzyskają przytomności i nie będą w stanie utrzymać pozycji leżącej mostka.

Powyższy protokół powinien dać liposomy CT o zamkniętym w kapsułkach stężeniu joheksolu, średniej średnicy liposomu i potencjale zeta wynoszącym odpowiednio 55 mg ml-1, 91,8 ± 0,3 nm i -45,5 ± 2,5 mV. Rycina 1a zawiera reprezentatywne wyniki obrazowania DCE-CT, dające szereg czasowy danych wolumetrycznych, które pokazują czasowe zmiany w akumulacji joheksolu w obrębie nowotworu. Wybranie ROI w obrębie guza daje TIC, który można określić ilościowo za pomocą metod modelowania kinetycznego znacznika w celu uzyskania szacunków perfuzji, przepuszczalności naczyń, frakcji objętości osocza i frakcji objętości śródmiąższowej (ryc. 1b). W tym badaniu wykorzystano dwuprzedziałowy model kinetyczny znacznika i dopasowano go do zmierzonego TIC przy użyciu nieliniowej procedury dopasowania krzywej zaimplementowanej w Matlab14. Segmentacja objętości guza na wiele obszarów zainteresowania o równej wielkości pozwala na ilościowe określenie przestrzennego rozkładu parametrów hemodynamicznych w obrębie objętości guza (ryc. 1c). Segmentację można przeprowadzić albo ręcznie, co jest czasochłonne i trudne, albo automatycznie, jak w przypadku algorytmu, który dzieli guz na wiele równych rozmiarów ROI za pomocą sferycznego układu współrzędnych. Metody DCE-CT zapewniają ilościowe oszacowania przestrzennego rozkładu perfuzji, przepuszczalności naczyń, frakcji objętościowej osocza i frakcji objętości śródmiąższowej. Zaobserwowano, że parametry te są przestrzennie niejednorodne z wyższymi poziomami frakcji perfuzji, osocza i objętości śródmiąższowej wzdłuż obwodu w porównaniu z objętością guza centralnego.

Metoda wolumetrycznego obrazowania CT ujawnia biodystrybucję i rozmieszczenie wewnątrz guza liposomów CT. Rycina 2a przedstawia biodystrybucję liposomów CT po 48 godzinach od wstrzyknięcia. Środek nadal krąży w układzie naczyniowym, a znaczny wychwyt obserwuje się w śledzionie i wątrobie. Zaobserwowano, że wewnątrznowotworowa akumulacja liposomów CT jest niejednorodna, z głównie akumulacją obwodową w porównaniu z centrum, co oznaczają jasne obszary w objętości guza (ryc. 2b).

Wolumetryczne obrazowanie CT może być używane do śledzenia lokalizacji pomiarów IFP wykonanych za pomocą konfiguracji robota CT-IFP. Rycina 3a przedstawia umieszczenie igły IFP w objętości guza, jak zobrazowano za pomocą mikrotomografii komputerowej o wysokiej rozdzielczości. Igła może być wyraźnie zidentyfikowana w objętości guza, co pozwala na przestrzenną lokalizację pomiarów IFP w objętości guza (ryc. 3b). Możliwe jest wygenerowanie przestrzennej mapy IFP w całym guzie poprzez wykonanie wielu pomiarów IFP w objętości guza. Przestrzenny IFP można następnie skorelować z odpowiednimi pomiarami mikrokrążenia guza i akumulacji liposomów CT.

Wolumetryczne obrazowanie CT pozwala na wspólny układ odniesienia, umożliwiając kolokalizację pomiarów hemodynamiki, IFP i akumulacji liposomów CT. Rysunek 4 przedstawia przykład przestrzennie kolokalizowanych pomiarów akumulacji liposomów CT, IFP, perfuzji, przepuszczalności naczyń, frakcji objętościowej osocza i frakcji objętościowej śródmiąższowej. Zaobserwowano, że perfuzja i frakcja objętościowa osocza były istotnie skorelowane z wewnątrznowotworową akumulacją liposomów CT w podskórnych guzach MDA-MB-231. Ponadto rozkład radialny IFP korelował z pomiarami hemodynamicznymi. Wyniki te sugerują, że istnieje złożony związek czasoprzestrzenny między mikrokrążeniem guza, IFP a wewnątrznowotworową akumulacją liposomów14.

Rycina 1: Obrazowanie DCE-CT mikrokrążenia guza. (a) Reprezentatywna seria czasowych obrazów CT zebranych w objętości guza, przedstawiająca kinetykę środka kontrastowego w funkcji czasu. Czerwony kontur reprezentuje ROI, w którym mierzona jest krzywa intensywności czasu (TIC). (b) TIC jest dopasowany przy użyciu dwukompartmentowego modelu kinetycznego znacznika w celu uzyskania ilościowych oszacowań parametrów hemodynamicznych w ramach ROI. (c) Reprezentatywny rozkład przestrzenny ilościowych parametrów hemodynamicznych w guzie. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rycina 2: wolumetryczne obrazowanie TK akumulacji liposomów. a) Reprezentatywny obraz 3D renderowany objętościowo demonstrujący biodystrybucję liposomów CT. (b) Reprezentatywne wycinki osiowe, czołowe i strzałkowe pobrane przez środek guza, pokazujące wewnątrznowotworową akumulację liposomów CT w 48 godzinach po wstrzyknięciu. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 3: Pomiary IFP sterowane obrazem. (a) Reprezentatywny, renderowany objętościowo obraz 3D systemu robota CT-IFP (zielony) po wprowadzeniu igły do guza podskórnego w 48 godziny po wstrzyknięciu liposomów CT (pomarańczowy). (b) Reprezentatywny obraz TK przedstawiający wprowadzenie po wkłuciu igły. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rycina 4: Współlokalizowane pomiary mikrokrążenia guza, IFP i akumulacji liposomów CT. Panel przedstawiający reprezentatywną przestrzenną kolokalizację akumulacji liposomów CT pobraną 48 godzin po wstrzyknięciu, IFP, perfuzję, przepuszczalność naczyń, frakcję objętościową osocza i frakcję objętościową śródmiąższową. Ponowny wydruk za zgodą14. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Autorzy nie mają nic do ujawnienia