Artykuł metodologiczny

Nowatorska technika generowania i obserwacji chemiluminescencji w środowisku biologicznym

DOI:

10.3791/54694

⸱

9 marca 2017

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Radiology, Memorial Sloan Kettering Cancer Center, 2KAUST Catalysis Center, King Abdullah University of Science and Technology, 3Department of Chemistry, Hunter College, and PhD Program in Chemistry, Graduate Center of City University of New York, 4Department of Radiology, Weill Cornell Medical College

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół opisuje nową technikę obrazowania śródoperacyjnego, która wykorzystuje kompleks rutenu jako źródło chemiluminescencyjnej emisji światła, wytwarzając w ten sposób wysokie proporcje sygnału do szumu podczas obrazowania in vivo. Obrazowanie śródoperacyjne to rozwijająca się dziedzina, która może zrewolucjonizować sposób wykonywania zabiegów chirurgicznych.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Techniki obrazowania śródoperacyjnego mają potencjał, aby uczynić interwencje chirurgiczne bezpieczniejszymi i bardziej skutecznymi; z tych powodów, takie techniki szybko przenoszą się na sale operacyjne. W tym miejscu przedstawiamy nowe podejście, które wykorzystuje technikę, która nie została jeszcze zbadana w obrazowaniu śródoperacyjnym: obrazowanie chemiluminescencyjne. Metoda ta wykorzystuje reporter chemiluminescencyjny na bazie rutenu wraz ze specjalnie zbudowanym systemem nebulizacji do tworzenia obrazów ex vivo lub in vivo o wysokim stosunku sygnału do szumu. Reporter na bazie rutenu wytwarza światło po wystawieniu na działanie wodnego roztworu utleniającego i ponownej redukcji w otaczającej tkance. Metoda ta pozwoliła nam wykryć stężenia reporterowe już od 6,9 pmol/cm2. W tej pracy przedstawiamy wizualny przewodnik po naszych badaniach in vivo potwierdzających słuszność koncepcji obejmujących wstrzyknięcia podskórne i dożylne u myszy. Wyniki sugerują, że technologia ta jest obiecującym kandydatem do dalszych badań przedklinicznych i ostatecznie może stać się użytecznym narzędziem na sali operacyjnej.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W ostatnich dziesięcioleciach technologie obrazowania zrewolucjonizowały sposób, w jaki lekarze diagnozują i monitorują choroby. Te technologie obrazowania są jednak w dużej mierze ograniczone do systemów obrazowania całego ciała, takich jak pozytonowa tomografia emisyjna (PET), tomografia komputerowa z emisją pojedynczych fotonów (SPECT), tomografia komputerowa (CT) i rezonans magnetyczny (MRI). Szczególną uwagę zwrócono na nowotwory, a przełomowe odkrycia technologiczne w zakresie obrazowania znacznie poprawiły sposób diagnozowania i leczenia tej choroby. Pomimo tych postępów jest jedno miejsce, w którym te technologie obrazowania po prostu nie pasują: sala operacyjna. Chociaż techniki obrazowania całego ciała mogą pomóc w planowaniu chirurgicznym, zazwyczaj brakuje im rozdzielczości przestrzennych wystarczająco wysokich, aby pomóc lekarzom określić w czasie rzeczywistym, czy cała tkanka nowotworowa została usunięta, czy też pozostała tkanka nowotworowa pozostaje ukryta na marginesach chirurgicznych1. Upewnienie się, że nie pozostały żadne naciekające brzegi guza, jest jednym z najważniejszych celów chirurgicznych, a chirurdzy muszą stąpać po cienkiej linie między rygorystyczną i ostrożną resekcją tkanki. Jeśli zbyt duża ilość zostanie usunięta, nasilają się niepożądane skutki uboczne dla pacjenta; Jeśli usunięta zostanie zbyt mała ilość, zwiększa się częstotliwość nawrotów2,3. Dlatego tak ważne jest wyznaczenie dokładnych marginesów guza i uważamy, że chemiluminescencyjne obrazowanie śródoperacyjne może pomóc w poprawie dokładności identyfikacji marginesów guza, pomagając chirurgom w wizualizacji tkanki złośliwej, która w przeciwnym razie mogłaby pozostać niewykryta za pomocą ustalonych technik.

Obecnie bada się wiele technologii obrazowania pod kątem ich możliwej użyteczności jako śródoperacyjnych systemów obrazowania. Należą do nich sondy emitujące promieniowanie β i γ4, fluorescencja optyczna5, spektroskopia Ramana6,7 oraz Cherenkov luminescence8,9. Do tej pory jednak żadne z nich nie stało się standardowymi narzędziami klinicznymi. Optyczne obrazowanie fluorescencyjne okazało się do tej pory najbardziej obiecującą z tych technik i dlatego jest najbardziej zbadane. Chociaż wykazano już, że jest to cenne narzędzie dla wielu zastosowań, nie jest pozbawione ograniczeń. Rzeczywiście, jego główną wadą jest fluorescencja tła generowana przez z natury autofluorescencyjną tkankę biologiczną. Ten sygnał autofluorescencyjny tła jest produktem wzbudzenia otaczającej tkanki, oprócz fluoroforu, przez zewnętrzne źródło światła potrzebne do wygenerowania sygnału fluorescencyjnego. Z praktycznego punktu widzenia ta autofluorescencja może potencjalnie prowadzić do niskiego stosunku sygnału do szumu, co może ograniczyć użyteczność tej technologii na sali operacyjnej.

Główną zaletą obrazowania chemiluminescencyjnego nad obrazowaniem fluorescencyjnym jest to, że nie jest potrzebne światło wzbudzające. W rezultacie nie ma autofluorescencji tła. W obrazowaniu chemiluminescencyjnym energia wzbudzenia jest zamiast tego generowana chemicznie. Proces ten nie wytwarza niezamierzonego sygnału tła i dlatego może skutkować wyższymi stosunkami sygnału do szumu. Może to ostatecznie doprowadzić do bardziej precyzyjnego i dokładnego wykrywania marginesów chirurgicznych. Nieco zaskakujące jest to, że użyteczność tego podejścia jako techniki obrazowania śródoperacyjnego pozostała niezbadana10. Rzeczywiście, najbliższym przykładem tej techniki jest utlenianie luminolu przez mieloperoksydazę u myszy11,12,13. Chemiluminescencyjne obrazowanie biomedyczne jest zatem raczej niezbadanym obszarem badań, który może przynieść następujące korzyści: (1) minimalna autofluorescencja skutkująca niskim sygnałem tła przy wyższym stosunku sygnału do szumu; (2) przestrajalne długości fal emisji chemiluminescencyjnych w zakresie od światła widzialnego do bliskiej podczerwieni; oraz (3) funkcjonalizowane kompleksy chemiluminescencyjne, które w połączeniu z technologiami łączników i już istniejącymi celowanymi biomolekułami zapewniają dostęp do całych bibliotek ukierunkowanych sond do obrazowania molekularnego14.

To badanie potwierdzające zasadność ilustruje potencjalną użyteczność obrazowania chemiluminescencyjnego w środowisku biomedycznym przy użyciu środka do obrazowania na bazie rutenu. Właściwości chemiluminescencyjne tego związku są dobrze zbadane, a badania sięgają połowy lat 1960. XX wieku15. Po aktywacji chemicznej środek wytwarza światło o długości około 600 nm16, co dobrze nadaje się do celów obrazowania medycznego. Energia aktywacji jest dostarczana przez reakcję redoks, która prowadzi do stanu wzbudzonego - który ma czas życia 650 ns w wodzie 17 - po którym następuje generowanie fotonów po relaksacji tego wzbudzonego stanu. Dzięki zastosowaniu specjalnie zaprojektowanego zdalnego nebulizatora byliśmy w stanie wykryć ten związek zarówno ex vivo, jak i in vivo. Wyniki wstępnych eksperymentów są bardzo obiecujące, co sugeruje dalsze badania nad tą technologią.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Oświadczenie etyczne: Wszystkie opisane eksperymenty in vivo na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z zatwierdzonym protokołem i zgodnie z etycznymi wytycznymi Memorial Sloan Kettering Cancer Center (MSK) Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC).

1. Budowa urządzenia nebulizującego

  1. Przymocuj drewnianą część A (12.5 x 2.5 x 1.8 cm3) pionowo na środku części B (12.7 x 10.7 x 1.8 cm3) za pomocą dwóch (4 x 25 mm2). Przymocuj drewnianą część C (11 × 2.5 × 1.8 cm3) do środka części A (12.5 x 2.5 x 1.8 cm3) za pomocą jednej, tak aby część C (11 x 2.5 x 1.8 cm3) można było nadal przesuwać. Zobacz rysunek 1.
  2. Wywierć dwa otwory w dolnej końcówce spustu butelki z rozpylaczem plastikowego mini opryskiwacza o pojemności 3 uncji (D) i przepchnij pręt ze stali nierdzewnej (10 cm ze stali 1/16") (E), aby utworzyć dwie pętle, po jednej z każdej strony spustu.
  3. Owiń dolną część butelki z rozpylaczem taśmą klejącą (F), aby zapobiec zsuwaniu się opasek kablowych. Przymocuj butelkę z rozpylaczem do drewnianej części C (11 x 2.5 x 1.8 cm3) za pomocą dwóch plastikowych opasek kablowych (28 cm) (G).
  4. Odetnij serwomotor 011 (I) i podłącz go ponownie luźnymi serwosterowania (H). Następnie przymocuj serwomotor do górnej części drewnianej części A (12.5 x 2.5 x 1.8 cm3) za pomocą taśmy klejącej.
  5. Przymocuj ołówek (J) do dźwigni serwomotoru za pomocą spinacza do papieru (K). Szczelnie połącz skrajne części ołówka z pętlami pręta stalowego za pomocą drutów skręcanych pokrytych plastikiem (L) i zabezpiecz końce ołówka taśmą klejącą.
  6. Odetnij złącze magnetycznego jednostki sterującej serwomotorem (M) i podłącz je ponownie do głośnikowego (N). Następnie przyklej jednostkę sterującą serwomotorem do drewnianej części B (12,7 x 10,7 x 1,8 cm3). Przetnij w1 ze złączami magnetycznymi na pół i przymocuj jedną część do luźnego końca miedzianego głośnikowego (1 m). Podłącz (magnetyczny) przełącznik dwustabilny i2 i zasilanie p1 do dostępnego w1 i baterii 9V.

2. Określanie czułości metody

  1. W probówce do mikrowirówki o pojemności 1,5 ml przygotować roztwory [Ru(bpy)3]Cl2 w wodzie z odwróconej osmozy (100 μL) w ilości 260 μg (347 nmol), 52 μg (69 nmol), 26 μg (34 nmol), 5 μg (6,9 nmol), 3 μg (3,5 nmol), 520 ng (694 pmol), 260 ng (347 pmol), 52 ng (69 pmol), 26 ng (34 pmol), 5 ng (6,9 pmol) i 3 ng (3,5 pmol).
  2. Zmieszać 100 μl każdego roztworu [Ru(bpy)3]Cl2 ze 100 μl wodnego roztworu amonowo-cerowego azotanu ((NH4)2Ce(NO3)6) w wodzie (25 mM) na szkiełku mikroskopowym.
  3. Skonfiguruj akwizycję w czytniku bioluminescencji, inicjując oprogramowanie do obrazowania.
    1. Zaloguj się do profilu użytkownika i poszukaj panelu sterowania pozyskiwaniem. Kliknij "Zainicjuj" i poczekaj, aż instrument będzie gotowy.
    2. Poszukaj opcji "Tryb obrazowania" i upewnij się, że "Luminescencyjny" i "Zdjęcie" są zaznaczone, a opcja "Fluorescencyjna" nie jest zaznaczona.
    3. Zmień ustawienie "Czas ekspozycji" dla "Oprawy luminescencyjnej" na 20 s. Ustaw pozostałe ustawienia dla "Oprawy luminescencyjnej" w następujący sposób: "Binning": średni; "F/stop": 1; i "Filtr emisyjny": Open.
      UWAGA: Może być konieczne dostosowanie czasów naświetlania zgodnie z zastosowanym oprzyrządowaniem i ustawieniami eksperymentalnymi, jeśli różnią się od przedstawionej konfiguracji.
    4. W polu "Zdjęcie" użyj następujących ustawień: "Czas ekspozycji": automatyczny; "Binning": średni; i "F/stop": 8. Dostosuj "Wysokość obiektu" zgodnie z celem obrazowania. Poszukaj menu rozwijanego "Pole widzenia". Początkowe ustawienie to "C." Zmień na "B" (odległość 14 cm między kamerą a stolikiem na próbki).
  4. Ustaw nebulizator, umieszczając mikroskopijne szkiełko na arkuszu czarnego papieru budowlanego na podłodze komory obrazowania, aby chronić go przed czynnikiem utleniającym. Zmieszać 100 μl kropli [Ru(bpy)3]Cl2-roztworu ze 100 μl wodnego roztworu (NH4)2Ce(NO3)6. Zwróć uwagę na celownik w zielonym polu.
    1. Umieść obiekt obrazowania na czarnym papierze konstrukcyjnym w taki sposób, aby obszar zainteresowania znajdował się w środku krzyżyka z zielonym światłem wyświetlanym na stoliku z próbką. Przygotuj nebulizator, odłączając plastikową butelkę z rozpylaczem od drewnianego wspornika. Wlej roztwór trietyloaminy (1:3 w wodzie/etanolu) do plastikowego zbiornika i ponownie przymocuj go do drewnianego wspornika.
    2. Umieść nebulizator w czytniku bioluminescencji i upewnij się, że przewód zasilający jest odłączony od przewodu nebulizatora. Upewnij się, że wyłącznik zasilania jest włączony, przełącznik dwustabilny jest wyłączony, a czerwona dioda LED świeci. Umieść nebulizator w taki sposób, aby strumień aerozolu był skierowany w stronę obszaru zainteresowania na obrazowanym obiekcie, jednocześnie minimalizując przeszkody w view z aparatu w kierunku obrazowanego obiektu przez głowicę dyszy rozpylającej.
    3. Umieść małe, czarne kawałki papieru budowlanego na wszelkich potencjalnych gorących punktach (np. białych śladach na mikroskopijnych szkiełkach lub miejscach wstrzyknięć), aby chronić je przed rozpryskami. Umieść co najmniej 40 cm przewodu zdalnego sterowania nebulizatorem wewnątrz komory obrazowania, tak aby nie kolidował z obiektem obrazowania, nebulizatorem ani magnetycznym zatrzaskiem drzwi. Zamknij drzwiczki systemu obrazowania.
      UWAGA: Celownik zmieni rozmiar w oparciu o ustawienie "Pole widzenia" w "Żywym obrazie; " upewnij się, że jest to ustawione na "B".
  5. Uzyskaj obraz, inicjując sekwencję obrazowania. Kliknij "Pobierz" w "Panelu sterowania akwizycją". W pierwszej sekwencji obrazowania włącz automatyczne zapisywanie, jeśli jest to pożądane (zalecane) i wybierz folder danych. Zignoruj okno dialogowe "Edytuj etykiety obrazowania" do końca sekwencji.
    UWAGA: Oprogramowanie sterujące wyświetla działania przyrządu krok po kroku w czasie rzeczywistym. Po przygotowaniu pomiaru i przesunięciu stolika na próbkę do właściwej pozycji, otwiera migawkę kamery i odlicza czas pomiaru. Otwarcie migawki może być również słyszalne przez dźwięk kliknięcia generowany przez maszynę.
  6. Gdy migawka się otwiera, rozpyl trzy serie roztworu trietyloaminy (1:3 w wodzie/etanolu, 0,24 ± 0,04 ml na serię rozpylania), przełączając trzykrotnie przełącznik, aby wytworzyć chemiluminescencję.
    UWAGA: Sample stage będzie się przesuwał podczas pomiaru. Pozostaw wystarczającą ilość (minimum 40 cm) wewnątrz instrumentu, aby to umożliwić. Upewnij się, że roztwór, który ma być rozpylany przez nebulizator, może być zasysany przez rurę wstępującą i że w rurze nie ma pęcherzyków powietrza. Na wypadek potrzeby przygotuj kilka zapasowych baterii do nebulizatora.

3. Obrazowanie in vivo po ogólnoustrojowym wstrzyknięciu dożylnym

  1. W probówce do mikrowirówek o pojemności 1,5 ml przygotować 100 μl roztworu soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS) zawierającego od 8 do 33 nmol [Ru(bpy)3]Cl2. W tym samym czasie przygotować wodny roztwór (NH4)2Ce(NO3)6 w wodzie (25 mM).
  2. Wstrzyknąć dożylnie 100 μl [Ru(bpy)3]Cl2 do żyły ogonowej zdrowych myszy (n = 5).
  3. Poddaj myszy eutanazji 10 minut po wstrzyknięciu przez uduszenie CO2 .
    1. Usuń skórę z wycięciem w kształcie litery Y z tułowia, a następnie usuń łuk żebrowy w kształcie litery U, aby odsłonić serce i płuca. Przeprowadź fuzję myszy, wycinając ujście w prawym przedsionku i wstrzykując 20 ml PBS przez igłę o rozmiarze 24 do lewej komory18. Ostrożnie przeciąć skórę brzucha i odsłonić nerkę i wątrobę. Przeciąć wzdłużnie przez narządy, aby uzyskać widoczne cięcie.
  4. Skonfiguruj pobieranie zgodnie z opisem w krokach 2.3-2.6 z następującymi zmianami.
    1. Po dokładnym umyciu plastikowego zbiornika nebulizatora napełnij go roztworem (NH4)2Ce(NO3)6 w wodzie (25 mM) zamiast trietyloaminy.
      UWAGA: Ważne jest, aby dokładnie wypłukać dyszę nebulizatora po każdym użyciu, ponieważ krystalizacja (NH4)2Ce(NO3)6 może zniszczyć dyszę rozpylającą po kilku użyciach.
  5. Do obrazowania należy wykorzystać próbki całego zwierzęcia lub narządów.
    1. W przypadku obrazowania całego brzucha należy ustawić tuszę myszy tak, aby otwarty brzuch był skierowany w stronę aparatu, a głowa była skierowana do tyłu instrumentu. Wyśrodkuj narząd, który ma być zobrazowany (np. wątrobę lub nerkę) w zielonym polu świetlnym na celowniku.
    2. W celu obrazowania i oceny ilościowej poszczególnych narządów wyjmij mysz z instrumentu do obrazowania i przypnij ją. Zaczynając od już otwartej jamy ciała, wytnij narządy wewnętrzne (np. nerki, wątrobę, płuca, mięśnie, śledzionę, mózg i serce). Przeciąć skórę tylnej nogi, aby wyciąć tkankę mięśniową. Ostrożnie otwórz czaszkę skalpelem, aby wyciąć mózg.
      1. Jeśli narządem będącym przedmiotem zainteresowania jest wątroba, nerka lub śledziona, przetnij wszystkie narządy na pół wzdłużnie, umieść każdy narząd na szalce Petriego lub kawałku czarnego papieru budowlanego.
    3. Postępować zgodnie z procedurą opisaną w krokach 2.3-2.6 w celu ustalenia względnej emisji znacznika chemiluminescencyjnego dla pojedynczych narządów.

4. Obrazowanie in vivo węzłów chłonnych

  1. Przygotować 10 μl roztworu PBS zawierającego 80 nmol [Ru(bpy)3]Cl2. W tym samym czasie przygotować wodny roztwór (NH4)2Ce(NO3)6 w wodzie (25 mM).
  2. Wstrzyknąć 10 μl roztworu podskórnie w tylną łapę zdrowych myszy (n = 5). Jako kontrolę ujemną wstrzyknąć do przeciwległej łapy 10 μl czystego PBS. Uśmierc myszy przez uduszenie CO2 15 minut po wstrzyknięciu. Usuń skórę z obu tylnych nóg, aby odsłonić kanały limfatyczne aż do węzłów chłonnych podkolanowych.
  3. Skonfiguruj pobieranie zgodnie z opisem w kroku 3.4.
  4. Usunąć węzły chłonne podkolanowe z obu tylnych nóg, przeciąć je na pół i spryskać utleniaczem na szalce Petriego, jak opisano wcześniej (krok 3.5.3), w celu oceny ilościowej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

System nebulizatora opisany w sekcji 1 protokołu może być zbudowany z łatwo dostępnych materiałów przy niskich kosztach. Ma to być wkładka do zdalnie wyzwalanego rozpylania środka redukującego/utleniającego wewnątrz czytnika bioluminescencyjnego (rysunek 1). Nasza konstrukcja pozwala na bezpieczną pracę nebulizatora w obrębie czytnika bioluminescencji w odległości 14 cm od soczewki. Podczas operacji nie zaobserwowano zaparowania ani rozmycia soczewki. Do opracowania nasze...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj przedstawiliśmy technologię, która jest w stanie optycznie nakreślić tkankę poprzez emisję fotonów wytwarzanych przez reporter chemiluminescencyjny. W przeciwieństwie do innych, bardziej uznanych technologii 4,5,6,7,8,9, ten chemiluminescencyjny system reporterowy wykorzystuje sondę obrazującą, która jest nieradioaktywna i ułatwia wykrywanie przy bardzo wysokich poziomach czułości.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy dziękują prof. Janowi Grimmowi i panu Travisowi Shafferowi za ich pomocne dyskusje oraz panu Davidowi Gregory'emu za redakcję rękopisu. Usługi techniczne świadczone przez MSK Animal Imaging Core Facility, wspierane częściowo przez NIH Cancer Center Support Grant P30CA008748-48, są z wdzięcznością. Autorzy dziękują NIH (K25 EB016673 i R21 CA191679, T.R. i 4R00CA178205-02, B.M.Z.), MSK Center for Molecular Imaging and Nanotechnology (T.R.), Tow Foundation (B.C.) oraz National Science Foundation Integrative Graduate Education and Research Traineeship (IGERT 0965983 at Hunter College for B.C. and T.M.S.) za ich hojne wsparcie. Badania opisane w tej publikacji były finansowane przez Uniwersytet Nauki i Technologii Króla Abdullaha.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Drewniana część A (12,5 &; 2,5 & razy; 1,8 cm)  Woodcraft131404Wycięte z arkusza sklejki brzozowej 3/4" x 24" x 30"
Drewniana część B (12,7 & razy; 10,7 & razy; 1,8 cm)Rzemiosło131404Wytnij z arkusza sklejki brzozowej 3/4" x 24" x 30"
Część drewniana C (11 & razy; 2,5 & razy; 1,8 cm)Drewno 131404Wytnij z 3/4" x 24" x 30& bdquo; blacha ze sklejki brzozowej
(4 i razy; 25 mm)Śruba79939
Harmon Wartości nominalne 3 uncje mini opryskiwaczaŁóżko, wanna i nie tylko
pręt ze stali nierdzewnej (10 cm ze stali 1/16 ")Metals Depot Int. Inc.2192
Ołówek Klasyczny HBPapermate58592
Spinacz do papieruOffice Depot221720
głośnikowyRCA Inc.
Bateria alkaliczna Energizer 9 VEnergizer Holdings Inc.EN22
Hitech HS-82MG Micro Servo Motor, wyjściowy moment obrotowy 3,4 kg / cm @ 6VHitech RCD USA Inc.32082S
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Plastikowe opaski kablowe 28 cmGeneral Electric Inc.50725
Taśma klejąca3M Inc.3939
littleBits w1 drutlittleBits Inc.w1 drut
littleBits p1 moclittleBits Inc.p1 moc
littleBits i2 przełącznik dwustabilnylittleBits Inc.dwustabilny
i2 littleBits 011 serwolittleBits Inc.011 serwo
20 cm drut pokryty tworzywem sztucznym opaski skręcaneFour Star Plastics71TIE8000
Tris(2,2&-bipirydylo)dichlororuten(II) sześciowodnySigma-Aldrich Inc.
Azotan amonu ceru(IV)Sigma-Aldrich Inc.22249
IzofluoranBaxter Healthcare1001936060
PBSSigma-AldrichPBS1
EtanolSigma-Aldrich2854
TrietyloaminaSigma-Aldrich Inc.T0886
WodaWodę oczyszczono za pomocą Milipore Mili-Q (R ≥ 18 MΩ)
Samica nagich (niekrewniaczych) myszyJackson Laboratories1929wiek 5 - 6 tygodni
Szczep C57BL/6J   
Samce myszy NU/J w Jackson Laboratories2019wiek 6 & ndash; 8 tygodni
IVIS 200 czytnik bioluminescencjiSuwmiarka Live Science
Live Image 4.2 oprogramowaniePerkin-Elmer128165
Szkiełka mikroskopoweThermoScientific4951PLUS4
drewniane AH1650SNPrzełącznik 224758

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Fong, Y., Giulianotti, P. C., Lewis, J., Koerkamp, B. G., Reiner, T. Imaging and Visualization in The Modern Operating Room: A Comprehensive Guide for Physicians. , Springer. (2015).
  2. Nguyen, Q. T., Tsien, R. Y. Fluorescence-guided surgery with live molecular navigation - a new cutting edge. Nat. Rev. Cancer. 13 (9), 653-662 (2013).
  3. Weissleder, R., Pittet, M. J. Imaging in the era of molecular oncology. Nature. 452, 580-589 (2008).
  4. Heller, S., Zanzonico, P. Nuclear probes and intraoperative gamma cameras. Semin. Nucl. Med. 41 (3), 166-181 (2011).
  5. van Dam, G. M., et al. Intraoperative tumor-specific fluorescence imaging in ovarian cancer by folate receptor-α targeting: first in-human results. Nat. Med. 17 (10), 1315-1319 (2011).
  6. Zavaleta, C. L., et al. A Raman-based endoscopic strategy for multiplexed molecular imaging. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 110 (25), E2288-E2297 (2013).
  7. Harmsen, S., Bedics, M. A., Wall, M. A., Huang, R., Detty, M. R., Kircher, M. F. Rational design of a chalcogenopyrylium-based surface-enhanced resonance Raman scattering nanoprobe with attomolar sensitivity. Nat. Commun. 6, 1-9 (2015).
  8. Thorek, D. L., et al. Positron Lymphography: Multimodal, High-Resolution, Dynamic Mapping and Resection of Lymph Nodes After Intradermal Injection of 18F-FDG. Nucl. Med. 53 (9), 1438-1445 (2012).
  9. Thorek, D. L. J., Riedl, C. C., Grimm, J. Clinical Cerenkov Luminescence Imaging of 18F-FDG. Nucl. Med. 55 (1), 95-98 (2014).
  10. Gross, S., et al. Bioluminescence imaging of myeloperoxidase activity in vivo. Nat. Med. 15 (4), 455-461 (2009).
  11. Lee, J. -J., White, A. G., Rice, D. R., Smith, B. D. In vivo imaging using polymeric nanoparticles stained with near-infrared chemiluminescent and fluorescent squaraine catenane endoperoxide. Chem. Commun. 49 (29), 3016-3018 (2013).
  12. Lee, D., et al. In vivo imaging of hydrogen peroxide with chemiluminescent nanoparticles. Nat. Mater. 6 (10), 765-769 (2007).
  13. Baumes, J. M., et al. thermally activated, near-infrared chemiluminescent dyes and dye-stained microparticles for optical imaging. Nat. Chem. 2 (12), 1025-1030 (2010).
  14. Siraj, N., et al. Fluorescence, Phosphorescence, and Chemiluminescence. Anal. Chem. 88 (1), 170-202 (2016).
  15. Hercules, D. M., Lytle, F. E. Chemiluminescence from Reduction Reactions. Am. Chem. Soc. 88 (20), 4745-4746 (1966).
  16. Kerr, E. Annihilation electrogenerated chemiluminescence of mixed metal chelates in solution: modulating emission colour by manipulating the energetics. Chem. Sci. 6, 472-479 (2015).
  17. Montalti, M., Credi, A., Prodi, L., Gandolfi, M. T. Handbook of Photochemistry 3rd Ed. , CRC Press Taylor & Francis Group. Boca Raton, FL, USA. 379-404 (2006).
  18. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole Animal Perfusion Fixation for Rhodents. J. Vis. Exp. (65), e3564(2012).
  19. Büchel, G. E., et al. Near-infrared intraoperative chemiluminescent imaging. ChemMedChem. , (2016).
  20. Ntziachristos, V., Ripoll, J., Wang, L. V., Weissleder, R. Looking and Listening to Light: the Evolution of Whole-Body Photonic Imaging. Nat. Biotechnol. 23, 313-320 (2005).
  21. Koch, J. H., Gyarfas, E. C., Dwyer, F. P. Biological Activity of Complex Ions Mechanism of Inhibition of Acetylcholinesterase. Austral. J. Biol. Sci. 9 (3), 371-381 (1956).
  22. Juris, A., Balzani, V., Barigelletti, F., Campagna, S., Belser, P., Zelewsky, A. V. Ru(II) polypyridine complexes: photophysics, photochemistry, electrochemistry, and chemiluminescence. Coord. Chem. Rev. 84, 85-277 (1988).
  23. Knoll, J. D., Turro, C. Control and utilization of ruthenium and rhodium metal complex excited states for photoactivated cancer therapy. Coord. Chem. Rev. 282, 110-126 (2015).
  24. Haley, T. J. Pharmacology and toxicology of the rare earth elements. J. Pharm. Sci. 54 (5), 663-670 (1965).
  25. Siekierski, S., Mioduski, T., Salomon, M. IUPAC Commission on Solubility Data. Solubility Data Series. Vol 13. Scandium, Yttrium, Lanthanum, and Lanthanide Nitrates. , Pergamon Press. (1983).
  26. Reiner, T., Jantke, D., Marziale, A. N., Raba, A., Eppinger, J. Metal-Conjugated Affinity Labels: A New Concept to Create Enantioselective Artificial Metalloenzymes. ChemistryOpen. 2, 50-54 (2013).
  27. Zanarini, S., et al. Synthesis and Electrochemiluminescence of a Ru(bpy)3-Labeled Coupling Adduct Produced on a Self-Assembled Monolayer. J. Phys. Chem. C. 112 (8), 2949-2957 (2008).
  28. Liu, R., Lv, Y., Hou, X., Yang, L., Mester, Z. Protein Quantitation Using Ru-NHS Ester Tagging and Isotope Dilution High-Pressure Liquid Chromatography-Inductively Coupled Plasma Mass Spectrometry Determination. Anal. Chem. 84 (6), 2769-2775 (2012).
  29. Jantke, D., et al. Synthetic strategies for efficient conjugation of organometallic complexes with pendant protein reactive markers. J. Organomet. Chem. 744, 82-91 (2013).
  30. Aoki, Y., et al. An experimental xenograft mouse model of diffuse pontine glioma designed for therapeutic testing. J Neurooncol. 108 (1), 29-35 (2012).
  31. Forster, R. J., Bertoncello, P., Keyes, T. E. Electrogenerated Chemiluminescence. Annual Rev. Anal. Chem. 2, 359-385 (2009).
  32. Connell, T. U., James, J. L., White, A. R., Donnelly, P. S. Protein Labelling with Versatile Phosphorescent Metal Complexes for Live Cell Luminescence Imaging. Chem. Eur. J. 21 (40), 14146-14155 (2015).
  33. Zhou, X., et al. Synthesis, labeling and bioanalytical applications of a tris(2,2′-bipyridyl)ruthenium(II)-based electrochemiluminescence probe. Nat. Protoc. 9 (5), 1146-1159 (2014).
  34. Bœuf, G., et al. Encapsulated Ruthenium(II) Complexes in Biocompatible Poly(d,l-lactide-co-glycolide) Nanoparticles for Application in Photodynamic Therapy. ChemPlusChem. 79 (1), 171-180 (2014).
  35. Loizidou, M., Seifalian, A. M. Nanotechnology and its applications in surgery. Brit. J. Surgery. 97 (4), 463-465 (2010).
  36. Barry, N. P. E., Sadler, P. J. Challenges for Metals in Medicine: How Nanotechnology May Help To Shape the Future. ACS Nano. 7, 5654-5659 (2013).
  37. Hasan, K., Bansal, A. K., Samuel, I. D. W., Roldán-Carmona, C., Bolink, H. J., Zysman-Colman, E. Tuning the Emission of Cationic Iridium (III) Complexes Towards the Red Through Methoxy Substitution of the Cyclometalating Ligand. Nat.Sci. Rep. 5, 1-15 (2015).
  38. Truong, J., et al. Chemiluminescence detection with water-soluble iridium(III) complexes containing a sulfonate-functionalised ancillary ligand. Analyst. 139 (22), 6028-6035 (2014).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Obrazowanie chemiluminescencyjnereporter rutenowysystem nebulizacjistosunek sygna u do szumuczytnik bioluminescencyjnyobrazowanie in vivotrisy bipyrydyna rutenazotan ceru IV amonuroztw r trietyloaminyminimalna st enie wykrywalne

Powiązane artykuły