Artykuł metodologiczny

Technika perfuzji nerki izolowanej u myszy

DOI:

10.3791/54712

⸱

17 listopada 2016

 ,  , 
1Institute of Anatomy, Swiss National Centre of Competence in Research Kidney, University of Zürich, 2Department of Physiology, University of Regensburg

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mysia izolowana perfundowana nerka (MIPK) to technika utrzymywania nerki myszy w warunkach ex vivo w stanie perfundowanym i funkcjonalnym przez 1 godzinę. i technika chirurgiczna są szczegółowo opisane.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mysia izolowana perfundowana nerka (MIPK) to technika utrzymywania nerki myszy w warunkach ex vivo w stanie perfundowanym i funkcjonalnym przez 1 godzinę. Jest to warunek wstępny do badania fizjologii izolowanego narządu i do wielu innowacyjnych zastosowań, które mogą być możliwe w przyszłości, w tym decelularyzacja perfuzyjna w bioinżynierii nerek lub podawanie leków zapobiegających odrzuceniu lub edycji genomu w wysokich dawkach w celu przygotowania nerki do przeszczepu. W czasie perfuzji można manipulować nerkami, oceniać czynność nerek i podawać różne farmaceutyki. Po zabiegu nerka może zostać przeszczepiona lub przetworzona do biologii molekularnej, analizy biochemicznej lub mikroskopii.

Ten artykuł opisuje perfuzat i technikę chirurgiczną potrzebną do perfuzji ex vivo nerek myszy. Podano szczegóły dotyczące aparatu perfuzyjnego i przedstawiono dane pokazujące żywotność preparatu nerkowego: przepływ krwi przez nerki, opór naczyniowy i dane dotyczące moczu jako funkcjonalne, mikrofotografie elektronów transmisyjnych różnych segmentów nefronu jako odczyty morfologiczne oraz western blot białek transportowych różnych segmentów nefronu jako odczyt molekularny.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Izolowana perfuzja narządów była przedmiotem nieustających wysiłków fizjologów przez wiele dziesięcioleci1. Technika ta umożliwia badanie funkcji narządu bez wpływów ogólnoustrojowych, takich jak ciśnienie krwi, hormony czy nerwy. Carl Eduard Loebell jest uważany za pierwszego, który opisał udaną perfuzję izolowanej nerki w 1849roku. Od tego czasu aparat perfuzyjny został znacznie udoskonalony. Frey i Gruber wprowadzili sztuczne płuco do natleniania i pompy pulsacyjne do ciągłej perfuzji2. Podczas gdy pierwsi badacze badali głównie nerki dużych ssaków – a mianowicie świń2i psów3 – pierwsze doniesienie o zastosowaniu nerek szczurów, autorstwa Weissa i wsp., było kamieniem milowym w badaniach nad perfuzją narządów małych ssaków4. Schurek i wsp. stwierdzili konieczność dodania erytrocytów ssaków do perfuzatu, jeśli miało zostać osiągnięte wystarczające utlenowanie kanalików nerkowych5. Kluczowe dla długoterminowych eksperymentów było wprowadzenie ciągłej dializy buforu przez tę samą grupę badawczą6. W 2003 roku Schweda i wsp. jako pierwsi opisali funkcjonalną mysią izolowaną perfundowaną nerkę (MIPK)7, później udoskonaloną przez Rahgozara i wsp.18 oraz Lindell i wsp.Rozdział 14.

Chociaż technicznie trudniejsze niż izolowana przez szczura perfuzjonowana nerka, użycie MIPK ma tę zaletę, że umożliwia korzystanie z szerokiej gamy genetycznie zmienionych myszy. W pracy przedstawiono szczegóły opracowanej przez autorów metody perfuzji izolowanych nerek myszy przez 1 godzinę. Metoda pozwala na ciągłą ocenę szybkości przepływu przez nerki, oporu naczyniowego, uwalniania hormonów, gazometrię krwi, analizę moczu oraz stosowanie leków. Po zabiegu nerki mogą być przetwarzane do analizy molekularnej i biochemicznej, utrwalane do mikroskopii lub przeszczepiane myszy biorcy (ryc. 1).

figure-introduction-1
Rysunek 1: Przegląd możliwych wejść/wyjść do izolowanej perfuzji nerki. BGA: Gazometria krwi. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Ta technika prawdopodobnie będzie coraz bardziej uważna w nadchodzących latach, ponieważ wiele innowacyjnych zastosowań jest dyskutowanych wraz z nadejściem przedłużonej normotermicznej perfuzji nerek przed przeszczepem (z lub bez stosowania leków zapobiegających odrzuceniu lub edycji genomu)8,9, 10, 11, bioinżynierii całych nerek z rusztowań zdecelularyzowanych12, oraz zastosowaniu wysokich dawek barwników fluorescencyjnych do obrazowania wielofotonowego13. Jest to również idealny model do badania roli określonych genów podczas ostrego uszkodzenia nerek14.

Podano protokół krok po kroku, który pozwala innym laboratoriom na pomyślne przeprowadzenie izolowanej perfuzji nerki myszy. Po pierwsze, określa się skład i przygotowanie buforu. Następnie szczegółowo opisano operację i pokazane są krytyczne kroki. Po trzecie, przedstawiono dane, które są reprezentatywne dla udanego preparatu: przepływ krwi przez nerki, opór naczyniowy, szybkość filtracji kłębuszkowej i frakcyjne wydalanie elektrolitów - wszystko jako funkcjonalne pomiary żywotności - i transmisyjne mikrografie elektronowe morfologii różnych segmentów nefronu perfundowanych nerek utrwalone po 1 godzinie perfuzji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury z udziałem zwierząt opisane w tym manuskrypcie zostały przeprowadzone zgodnie z prawem szwajcarskim i zatwierdzone przez administrację weterynaryjną kantonu Zurych, Szwajcaria.

1. Przygotowanie bufora

  1. Przygotować roztwory 1 - 4 i roztwór hormonu antydiuretycznego (ADH) (Tabela 1).
  2. Przygotować bufor do dializy (Tabela 1).
    UWAGA: Jest to bufor używany jako bufor dializacyjny podczas perfuzji. Później erytrocyty zostaną rozcieńczone w tym buforze, aby utworzyć końcowy perfuzat.
  3. Preparat erytrocytów.
    1. Rozcieńczyć 250 ml ludzkiego koncentratu erytrocytów (badany materiał uzyskany z lokalnego banku krwi) do 500 ml z buforem do dializy. Wirować przy 2.000 x g przez 8 min. Usuń bufor, uważając, aby nie usunąć żadnych erytrocytów. Powtórz 3 razy.
  4. Przygotować albuminę (albuminę surowicy bydlęcej; BSA).
    1. W 200 ml buforu do dializy rozpuścić 44 g BSA za pomocą mieszadła. Przefiltrować roztwór bibułą filtracyjną.
  5. Przygotować perfuzat.
    1. Przefiltrować erytrocyty z kroku 1.3.1 przez bibułę filtracyjną do buforu BSA. Napełnić do całkowitej objętości 800 ml buforem dializacyjnym.
      UWAGA: To jest ostatnia perfuzacja. Hematokryt powinien teraz wynosić od 8 do 12%. Perfuzat można przechowywać do 12 godzin w temperaturze 4 °C.

2. Inicjowanie dializy i natleniania

  1. Włącz łaźnię wodną otaczającą większy zbiornik buforowy, mniejszy zbiornik buforowy i komorę wilgotnościową (małą, dwuścienną komorę doprowadzoną do temperatury 37 °C i wilgotności 100%, aby później utrzymać nerkę) do 37 °C (rysunek 2).
  2. Napełnić większy zbiornik buforowy buforem do dializy, a mniejszy zbiornik perfuzatem.
  3. Włączyć dopływ 5% gazu CO2/95% O2 do bufora dializacyjnego.
  4. Włączyć ciągłą dializę perfuzatu w stosunku do buforu dializacyjnego. Należy pamiętać o używaniu wężyków do dializy o niskim strumieniu. Przejdź do kroku 3.

figure-protocol-1
Rysunek 2: Schematyczny rysunek obwodu perfuzyjnego. Schemat przedstawia główne elementy obwodu perfuzyjnego i kierunek przepływu bufora. Wszystkie elementy otoczone kolorem ciemnoniebieskim są utrzymywane w temperaturze 37 °C za pomocą łaźni wodnej/termostatu. Pytanie 1: Bufor dializacyjny o objętości co najmniej 3 razy większej niż objętość buforu perfuzyjnego jest stale bąbelkowany 95% O2/5% CO2 . cyfra arabska: Bufor dializacyjny i bufor perfuzyjny są w sposób ciągły dializowane względem siebie w rurze dializacyjnej za pomocą pompy rolkowej. Nr 3: Dzięki tej dializie bufor perfuzyjny jest wzbogacony o 9%O2/5% CO2, a poziom elektrolitów jest utrzymywany na stałym poziomie przez cały czas trwania perfuzji. Rozdział 4: Pompa rolkowa napędza bufor perfuzyjny w kierunku nerki. Pozycja 5: Windkessel usuwa fale perystaltyczne i działa jak pułapka bąbelkowa. 6: Przetwornik ciśnienia (podłączony do 4. (pompa rolkowa), aby utrzymać ciągłe ciśnienie, umożliwiając jednocześnie swobodny naprzemienny przepływ). 7: Przez cały czas perfuzji nerka pozostaje w wilgotnej komorze przy wilgotności powietrza 100% i temperaturze nerki 37 °C. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

3. Zabieg chirurgiczny Część 1 (diagram wszystkich ligatur, patrz Rysunek 3)

Uwaga: Wykonaj wszystkie ligatury za pomocą nici chirurgicznej 5-0.

  1. Znieczulić mysz przez wstrzyknięcie dootrzewnowe (10 μl/g masy ciała, 20 mg/ml ketaminy i 1 mg/ml ksylazyny rozpuszczonych w 0,9% NaCl). Potwierdź wystarczającą głębokość znieczulenia, testując pod kątem braku odruchów tylnej części stopy.
  2. Zamocuj mysz w pozycji leżącej w wilgotnej komorze. Chroń oczy maścią weterynaryjną. Umieścić strzykawkę o pojemności 1 ml poniżej kręgosłupa, aby unieść naczynia lędźwiowe.
  3. Wykonaj laparotomię pośrodkową od grzebienia łonowego do mostka, otwierając nożyczkami najpierw skórę, a następnie mięśnie brzucha.
  4. Usuń jelito i umieść je po lewej stronie myszy po stronie brzucha.
  5. Uwolnij pęcherz moczowy z tkanki łącznej i zbadaj zarówno moczowody, jak i cewkę moczową.
  6. Umieść ligaturę wokół lewego moczowodu (ligatura I). Zamknij to.
  7. Umieść ligaturę wokół cewki moczowej (ligatura II). Zamknij to.
  8. Umieść więzadło "lasso" wokół całego pęcherza moczowego (ligatura III).
  9. Naciąć pęcherz moczowy 1 mm.
  10. Uszczelnij otwór rurką PE 50 o średnicy 2 cm.
  11. Zamknij ligaturę III wokół rurki.
  12. Odetnij lewy moczowód i cewkę moczową dystalnie od więzadeł. Pęcherz moczowy jest teraz przyczepiony tylko do prawego moczowodu i porusza się swobodnie.
  13. Oczyść aortę brzuszną z tkanki łącznej i tłuszczu.
  14. Założyć więzadło aorty środkowej jamy brzusznej (ligatura IV).
  15. Umieść ligaturę wokół aorty poniżej przepony między tętnicą krezkową górną a pniem trzewnej (ligatura V).
  16. Umieść ligaturę wokół tętnicy krezkowej górnej (ligatura VI).
  17. Umieść ligaturę aorty bezpośrednio poniżej prawej i powyżej lewej tętnicy nerkowej (więzadło VII).
  18. Umieść ligaturę wokół pakietu żyły ogonowej (cava) (ligatura VIII). Przejdź do kroku 4.

figure-protocol-2
Rycina 3: Schematyczny rysunek ligatur umieszczonych podczas operacji. Widok otwartego brzucha po laparotomii. Jelito jest przesuwane na zewnątrz w lewo. L i R wskazują lewą i prawą nerkę. Czarne linie pokazują obszar odpowiedniej ligatury. Ligatury są najpierw umieszczane, a następnie zamykane, w kolejności podanej w tekście. X oznacza miejsce nacięcia do kaniulacji aorty. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

4. Gruntowanie obwodu perfuzyjnego

  1. Uruchom pompę rotacyjną i napełnij rurkę perfuzatem. Uważaj, aby opróżnić z niego wszystkie pęcherzyki powietrza.
  2. Napełnij urządzenie windkessel do mniej więcej połowy poziomu perfuzatem.
  3. Skalibruj przetwornik ciśnienia na 0 mm Hg, gdy wszystkie rurki są napełnione, a przepływ wynosi 0. W tym czasie należy utrzymywać igłę perfuzyjną na poziomie nerek.
  4. Utrzymuj przepływ na stałym minimalnym poziomie (0,6 ml/min) i przejdź do kroku 5.

5. Zabieg chirurgiczny, część 2

  1. Umieść zacisk między ligaturą IV a rozgałęzieniem lewej tętnicy nerkowej.
  2. Wykonaj małe nacięcie w aorcie ogonowej ligatury IV, uważając, aby nie przeciąć ściany grzbietowej.
  3. Rozszerz otwór w aorcie za pomocą rozszerzacza naczynia.
  4. Kanulować aortę za pomocą igły (o długości 2 cm, ciągnącej PE 50), dociskając końcówkę tylko do zacisku.
  5. Otwórz zacisk.
  6. Wciśnij końcówkę igły czaszkowo, aż dotrze do połączenia prawej tętnicy nerkowej i aorty.
  7. Ligatura ścisła VII.
  8. Ścisła ligatura IV.
  9. Otwórz klatkę piersiową nożyczkami, preparując przeponę. Za pomocą jednego cięcia oddziel aortę, żyłę główną, serce i nerwy wegetatywne. Na tym etapie zwierzę jest uśmiercane poprzez szybkie wykrwawienie w ciągłym głębokim znieczuleniu.
  10. Rozpocznij kontrolę ciśnienia pompy perfuzyjnej. Utrzymuj średnie ciśnienie między 80 a 100 mmHg.
  11. Ścisła ligatura V.
  12. Ścisła ligatura VI.
  13. Ścisła ligatura VIII.
  14. Uwolnij prawą nerkę od tkanki łącznej i jej osadzenia w torebce tłuszczowej za pomocą nożyczek.
  15. Przetnij aortę proksymalnie do ligatury V.
  16. Przeciąć tętnicę krezkową górną dystalnie do więzadła VI.
  17. Wytnij wiązkę naczyń podtrzymujących nerki, uważając, aby nie wciąć się w same naczynia.
  18. Przeciąć wątrobę na połączeniu z nerką. Uważaj, aby uwolnić nerkę, ale pozostaw przylegającą do niej niewielką część wątroby, aby żyła główna była przez nią otwarta.
  19. Wyjmij wiązkę nerek z myszy. Wyjmij mysz z wilgotnej komory.
  20. Umieść ligaturę "lasso" wokół połączenia wątroby i nerki (ligatura IX).
  21. Kankaniuj żyłę główną linią żylną (2 cm PE 50).
  22. Ścisła ligatura IX. Odpływ żylny przez linię żylną powinien rozpocząć się natychmiast.
  23. Zamknij wilgotną komorę.

6. Dalsze analizy

  1. W ciągu następnej godziny stale monitoruj przepływ krwi i ciśnienie wewnątrznaczyniowe15. Pobrać odpływ żylny, który można wykorzystać do analizy np. nerkowego uwalniania reniny7. Pobrać mocz do analizy stężenia elektrolitu i szybkości filtracji kłębuszkowej 14. Po 1 godzinie perfuzji nerki mogą zostać zamrożone w celu uzyskania western blot lub utrwalone do podejść obrazowych16.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dzięki opisanej metodzie, izolowane nerki myszy mogą zachować żywotność przez co najmniej 1 godzinę. Przetestowaliśmy żywotność tkanek po 1 godzinie ciągłej perfuzji metodami funkcjonalnymi (przepływ krwi przez nerki i opór naczyniowy, gazometria odpływu żylnego, szybkość filtracji kłębuszkowej, frakcyjne wydalanie S + i K + z moczem oraz osmolalność moczu) i morfologicznej (transmisyjna mikroskopia elektronowa, TEM) w czterech nerkach myszy C57Bl / 6 typu dzikiego. ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Izolowana perfundowana nerka u myszy jest narzędziem do badania funkcji nerek w kontrolowanym środowisku ex vivo przez 1 godzinę, wypełniając lukę między eksperymentami in vivo na nienaruszonych zwierzętach, które mogą być wadliwe pod wpływem wielu czynników ogólnoustrojowych, a eksperymentami in vitro na izolowanych segmentach nefronu lub hodowanych komórkach, które z konieczności zaniedbują wpływ nienaruszonej struktury narządu na funkcję. Według wiedzy autorów nie ma alternatywnej techniki, ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają żadnych konkurencyjnych interesów finansowych i nic więcej do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy chcieliby podziękować Hansowi-Joachimowi Schurekowi za nieocenione porady naukowe. Autorzy pragną podziękować Monique Carrel i Michèle Heidemeyer za doskonałą pomoc techniczną, Davidowi Pentonowi Ribasowi i Nourdine Faresse za krytyczną lekturę rękopisu oraz Carstenowi Wagnerowi i Jürgowi Biberowi za przeciwciało NaPi-2a. Prace te były wspierane przez Szwajcarskie Narodowe Centrum Kompetencji w Badaniach Naukowych "Kidney.CH" oraz przez grant projektowy (310030_143929/1) ze Szwajcarskiej Narodowej Fundacji Nauki.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
< silny> Obwód perfuzyjny: < / strong>
Komora wilgotnościowa 834/8Aparat Harvard/Hugo Sachs Elektronik GmbH73-2901
Kanularna z koszem i bocznym portemAparatura Harvarda/Hugo Sachs Elektronik GmbH73-2947
Termostat TC120-ST5 Aparatura Harvarda/Hugo Sachs Elektronik GmbH73-4544
ISM 827/230V Pompa rolkowa Reglo Analogowaaparatura Harvarda/Hugo Sachs Elektronik GmbH73-0114
Zbiornik z płaszczem na roztwór buforowy 1 LAparatura Harvarda/Hugo Sachs Elektronik GmbH73-3438
Zbiornik z płaszczem na roztwór buforowy 0,5 LAparatura Harvarda/Hugo Sachs Elektronik GmbH73-3436
Przetwornik ciśnienia APT300 Harvard Apparatus/Hugo Sachs Elektronik GmbH73-3862
TAM-D Przetwornik PlugsysHarvard Apparatus/Hugo Sachs Elektronik GmbH73-1793
SCP Kontroler serwomechanizmu PlugsysHarvard Apparatus/Hugo Sachs Elektronik GmbH73-2806
Windkessel Aparatura Harvarda/Hugo Sachs Elektronik GmbH73-3717
Akwizycja danych HSE-USBAparatura Harvarda/Hugo Sachs Elektronik GmbH73-3330
Dializator niskostrumieniowy Diacap PolysulfonB.Braun7203525
Rurka PE do kaniulacji aorty 1,19 mm ID x 1,70 mm ODTowary naukowe Inc.BB31695-PE/8
NazwaFirmaNumer katalogowyUwagi
Odczynniki buforowe:
Aminoplasmal 10%B.Braun134518064
Pirogronian soduSigma-AldrichP2256-25G
Hydrat soli monosodowej kwasu L-glutaminowegoSigma-AldrichG1626-100G
Sól sodowa kwasu L-(-)-jabłkowegoSigma-AldrichM1125-25G
Mleczan sodu L-L-LmleczanSigma-AldrichL7022-10G
sól sodowa kwasu alfa-ketoglutarowegoSigma-AldrichK1875-25G
NaClSigma-Aldrich31434-1KG-R
NaHCO3Sigma-AldrichS5761-5KG
KClSigma-Aldrich60130-1KG
MocznikSigma-AldrichU5378-500G
KreatyninaSigma-AldrichC4255-10G
AmpicylinaRoche10835242001
MgCl2 * 6H2OSigma-AldrichM2393-500G
D-GlucoseSigma-AldrichG8270-1KG
CaCl2 * 6H2O Riedel-de-Haë n12074
NaH2PO4Sigma-AldrichS9638-500G
Na2HPO4Sigma-AldrichS0876-500G
Hormon antydiuretyczny dDAVPSigma-AldrichV2013-1MG
FITC-InulinaFiltr Sigma-Aldrich
używany do filtracji erytrocytówMacherey-NagelMN 615
BGA Analiza:
ABL 80 flexRadiometr Medyczny mikroskop elektronowy ApS
:
Philips CM100 TEMFEI

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Carrel, A., Lindbergh, C. A. The culture of whole organs. Science (New York, N.Y.). 81 (2112), 621-623 (1935).
  2. Skutul, K. Über Durchströmungsapparate Pflüger's Archiv. 123 (4-6), 249-273 (1908).
  3. Nizet, A. The isolated perfused kidney: possibilities, limitations and results. Kidney Int. 7 (1), 1-11 (1975).
  4. Weiss, C., Passow, H., Rothstein, A. Autoregulation of flow in isolated rat kidney in the absence of red cells. Am J Physiol. 196 (5), 1115-1118 (1959).
  5. Schurek, H. J., Kriz, W. Morphologic and functional evidence for oxygen deficiency in the isolated perfused rat kidney. Lab Invest. 53 (2), 145-155 (1985).
  6. Stolte, H., Schurek, H. J., Alt, J. M. Glomerular albumin filtration: a comparison of micropuncture studies in the isolated perfused rat kidney with in vivo experimental conditions. Kidney Int. 16 (3), 377-384 (1979).
  7. Schweda, F., Wagner, C., Krämer, B. K., Schnermann, J., Kurtz, A. Preserved macula densa-dependent renin secretion in A1 adenosine receptor knockout mice. AJP Renal Physiol. 284 (4), F770-F777 (2003).
  8. Moers, C., Smits, J. M., et al. Machine perfusion or cold storage in deceased-donor kidney transplantation. N Engl J Med. 360 (1), 7-19 (2009).
  9. Nicholson, M. L., Hosgood, S. A. Renal transplantation after ex vivo normothermic perfusion: the first clinical study. Am J Transplant. 13 (5), 1246-1252 (2013).
  10. Worner, M., Poore, S., Tilkorn, D., Lokmic, Z., Penington, A. J. A low-cost, small volume circuit for autologous blood normothermic perfusion of rabbit organs. Art Org. 38 (4), 352-361 (2014).
  11. Kaths, J. M., Spetzler, V. N., et al. Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation. J Vis Exp. (101), e52909(2015).
  12. Song, J. J., Guyette, J. P., Gilpin, S. E., Gonzalez, G., Vacanti, J. P., Ott, H. C. Regeneration and experimental orthotopic transplantation of a bioengineered kidney. Nature Med. 19 (5), 646-651 (2013).
  13. Hall, A. M., Crawford, C., Unwin, R. J., Duchen, M. R., Peppiatt-Wildman, C. M. Multiphoton imaging of the functioning kidney. JASN. 22 (7), 1297-1304 (2011).
  14. Lindell, S. L., Williams, N., Brusilovsky, I., Mangino, M. J. Mouse IPK: A Powerful Tool to Partially Characterize Renal Reperfusion and Preservation Injury. Open Transplant J. 5, 15-22 (2011).
  15. Wagner, C., De Wit, C., Kurtz, L., Grünberger, C., Kurtz, A., Schweda, F. Connexin40 is essential for the pressure control of renin synthesis and secretion. Circ Res. 100 (4), 556-563 (2007).
  16. Czogalla, J., Vohra, T., Penton, D., Kirschmann, M., Craigie, E., Loffing, J. The mineralocorticoid receptor (MR) regulates ENaC but not NCC in mice with random MR deletion. Pflüger's Archiv. , (2016).
  17. Poosti, F., et al. Precision-cut kidney slices (PCKS) to study development of renal fibrosis and efficacy of drug targeting ex vivo. Dis Model Mech. 8 (10), 1227-1236 (2015).
  18. Rahgozar, M., Guan, Z., Matthias, A., Gobé, G. C., Endre, Z. H. Angiotensin II facilitates autoregulation in the perfused mouse kidney: An optimized in vitro model for assessment of renal vascular and tubular function. Nephrology. 9 (5), 288-296 (2004).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Perfuzja nerki myszyperfuzja ex vivoprzep yw krwi nerkowejop r naczyniowyanaliza moczutransmisyjna mikroskopia elektronowaanaliza Western blotwsp czynnik filtracji k buszkowejfrakcyjna ekskrecja

Powiązane artykuły