Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Technika perfuzji nerki izolowanej u myszy

23.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/54712

⸱

17 listopada 2016

 ,  , 
1Institute of Anatomy, Swiss National Centre of Competence in Research Kidney, University of Zürich, 2Department of Physiology, University of Regensburg

W tym artykule

Podsumowanie

Mysia izolowana perfundowana nerka (MIPK) to technika utrzymywania nerki myszy w warunkach ex vivo w stanie perfundowanym i funkcjonalnym przez 1 godzinę. i technika chirurgiczna są szczegółowo opisane.

Streszczenie

Mysia izolowana perfundowana nerka (MIPK) to technika utrzymywania nerki myszy w warunkach ex vivo w stanie perfundowanym i funkcjonalnym przez 1 godzinę. Jest to warunek wstępny do badania fizjologii izolowanego narządu i do wielu innowacyjnych zastosowań, które mogą być możliwe w przyszłości, w tym decelularyzacja perfuzyjna w bioinżynierii nerek lub podawanie leków zapobiegających odrzuceniu lub edycji genomu w wysokich dawkach w celu przygotowania nerki do przeszczepu. W czasie perfuzji można manipulować nerkami, oceniać czynność nerek i podawać różne farmaceutyki. Po zabiegu nerka może zostać przeszczepiona lub przetworzona do biologii molekularnej, analizy biochemicznej lub mikroskopii.

Ten artykuł opisuje perfuzat i technikę chirurgiczną potrzebną do perfuzji ex vivo nerek myszy. Podano szczegóły dotyczące aparatu perfuzyjnego i przedstawiono dane pokazujące żywotność preparatu nerkowego: przepływ krwi przez nerki, opór naczyniowy i dane dotyczące moczu jako funkcjonalne, mikrofotografie elektronów transmisyjnych różnych segmentów nefronu jako odczyty morfologiczne oraz western blot białek transportowych różnych segmentów nefronu jako odczyt molekularny.

Wprowadzenie

Izolowana perfuzja narządów jest przedmiotem nieustannych starań fizjologów od wielu dziesięcioleci1. Technika ta umożliwia badanie funkcji narządu bez wpływów systemowych, takich jak ciśnienie krwi, hormony czy nerwy. Carl Eduard Loebell jest uważany za pierwszą osobę, która w 1849 roku opisała pomyślną perfuzję izolowanej nerki2. Od tego czasu aparatura do perfuzji przeszła znaczną udoskonalenie. Frey i Gruber wprowadzili sztuczne płuco do natleniania oraz pompy pulsacyjne do ciągłej perfuzji2. Podczas gdy pierwsi badacze studiowali głównie nerki dużych ssaków – mianowicie świń2 i psów3 – pierwszy raport o zastosowaniu nerek szczura, opracowany przez Weiss et al., stanowił kamień milowy w badaniach nad perfuzją narządów małych ssaków4. Schurek et al. zgłosili konieczność dodania erytrocytów ssaków do perfuzatu, aby zapewnić wystarczające natlenowanie kanalików nerkowych5. Kluczowe dla długoterminowych eksperymentów było wprowadzenie ciągłej dializy buforu przez tę samą grupę badawczą6. W 2003 roku Schweda et al. jako pierwsi opisali funkcjonalny model izolowanej perfuzji nerki mysiej (MIPK)7, który został później udoskonalony przez Rahgozar et al.18 oraz Lindell et al.14.

Choć technicznie bardziej wymagający niż model izolowanego perfundowanego nerk szczura, zastosowanie MIPK daje przewagę w postaci możliwości wykorzystania szerokiego spektrum myszy modyfikowanych genetycznie. Niniejszy artykuł przedstawia szczegóły opracsetowanej przez autorów metody perfuzji izolowanych nerek myszy przez 1 hr. Metoda ta pozwala na ciągłą ocenę prędkości przepływu nerkowego, oporu naczyniowego, uwalniania hormonów, analizę gazometryczną krwi, analizę moczu oraz podawanie leków. Po zakończeniu procedury nerki mogą zostać poddane analizie molekularnej i biochemicznej, utrwalone do badań mikroskopowych lub przeszczepione do myszy biorcy (Rysunek 1).

Schemat perfuzji nerek z użyciem buforu półsyntetycznego, czynników wejściowych i mierzonych parametrów wyjściowych.
Rysunek 1: Przegląd możliwych parametrów wejściowych/wyjściowych dla izolowanej perfundowanej nerki. BGA: Analiza gazometryczna krwi. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Technika ta prawdopodobnie zyska na znaczeniu w nadchodzących latach, ponieważ wraz z wprowadzeniem przedłużonej normotermicznej perfuzji nerek przed transplantacją (z zastosowaniem lub bez zastosowania leków przeciwodrzutowych lub leków do edycji genomu)8,9, 10, 11, bioinżynierii całych nerek z rusztowań odkomórkowionych12 oraz zastosowania wysokich dawek barwników fluorescencyjnych w obrazowaniu wielofotonowym13 omawianych jest wiele innowacyjnych zastosowań. Jest to również idealny model do badania roli specyficznych genów podczas ostrego uszkodzenia nerek14.

Przedstawiono szczegółowy protokół krok po kroku, który umożliwia innym laboratoriom pomyślne przeprowadzenie izolowanej perfuzji nerki myszy. W pierwszej kolejności określono skład i sposób przygotowania buforu. Następnie szczegółowo opisano zabieg chirurgiczny oraz zaprezentowano krytyczne etapy jego realizacji. Po trzecie przedstawiono dane reprezentatywne dla udanej preparatyki: przepływ krwi przez nerki, opór naczyniowy, współczynnik filtracji kłębuszkowej oraz frakcyjną ekskrecję elektrolitów – wszystkie jako funkcjonalne pomiary żywotności – a także mikrofotografie transmisyjne elektronowe morfologii różnych segmentów nefronów perfundowanych nerek utrwalonych po 1 hr perfuzji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury z udziałem zwierząt opisane w niniejszym manuskrypcie zostały przeprowadzone zgodnie z prawem szwajcarskim i zatwierdzone przez administrację weterynaryjną kantonu Zurych w Szwajcarii.

1. Przygotowanie buforu

  1. Przygotować roztwory 1 – 4 oraz roztwór hormonu przeciwmoczowego (ADH) (Tabela 1).
  2. Przygotować bufor do dializy (Tabela 1).
    UWAGA: Jest to bufor stosowany jako bufor dializacyjny podczas perfuzji. Później erytrocyty zostaną rozcieńczone w tym buforze w celu przygotowania ostatecznego perfuzatu.
  3. Przygotowanie erytrocytów.
    1. Rozcieńczyć 250 ml koncentratu erytrocytów ludzkich (materiał testowy otrzymany z lokalnego banku krwi) do 500 ml buforem do dializy. Odwirować przy 2 000 x g przez 8 min. Usunąć bufor, uważając, aby nie usunąć erytrocytów. Powtórzyć 3x.
  4. Przygotować bufor albuminowy (albumina surowicy bydlęcej; BSA).
    1. W 200 ml buforu do dializy rozpuścić 44 g BSA za pomocą mieszadła magnetycznego. Przefiltrować roztwór przez papier filtracyjny.
  5. Przygotować perfuzat.
    1. Przefiltrować erytrocyty z kroku 1.3.1 przez papier filtracyjny do buforu BSA. Dopełnić do całkowitej objętości 800 ml buforem do dializy.
      UWAGA: Jest to ostateczny perfuzat. Hematokryt powinien teraz wynosić od 8 do 12%. Perfuzat można przechowywać do 12 h w temperaturze 4 °C.

2. Rozpoczęcie dializy i natleniania

  1. Włączyć łaźnię wodną otaczającą większy zbiornik z buforem, mniejszy zbiornik z buforem oraz komorę wilgotną (małą, dwuścienną komorę podgrzaną do 37 °C i 100% wilgotności, w której później umieszczona zostanie nerka) i ustawić temperaturę na 37 °C (Rysunek 2).
  2. Napełnić większy zbiornik buforem do dializy, a mniejszy zbiornik perfuzatem.
  3. Włączyć dopływ mieszaniny gazów 5% CO2/95% O2 do buforu do dializy.
  4. Uruchomić ciągłą dializę perfuzatu przeciwko buforowi do dializy. Należy pamiętać o zastosowaniu rurek do dializy o niskim strumieniu (low-flux). Przejść do kroku 3.

Schemat cyklu komórkowego, szczegółowy proces z etapami i przejściami do badań w biologii molekularnej.
Rycina 2: Schemat obwodu perfuzyjnego. Schemat przedstawia główne elementy obwodu perfuzyjnego oraz kierunek przepływu buforu. Wszystkie elementy otoczone ciemnoniebieską ramką są utrzymywane w temperaturze 37 °C za pomocą łaźni wodnej/termostatu. 1: Bufor dializacyjny o objętości co najmniej 3-krotnie większej niż objętość buforu perfuzyjnego jest stale napowietrzany mieszanką 95% O2/5% CO2. 2: Bufor dializacyjny i bufor perfuzyjny są stale dializowane względem siebie w rurce dializacyjnej za pomocą pompy perystaltycznej. 3: Dzięki tej dializie bufor perfuzyjny jest wzbogacony w 9% O2/5% CO2, a poziomy elektrolitów pozostają stałe przez cały czas trwania perfuzji. 4: Pompa perystaltyczna tłoczy bufor perfuzyjny w kierunku nerki. 5: Amortyzator (windkessel) niweluje fale perystaltyczne i działa jako pułapka na pęcherzyki powietrza. 6: Przetwornik ciśnienia (połączony z 4. (pompą perystaltyczną), aby utrzymać stałe ciśnienie, umożliwiając jednocześnie swobodny przepływ naprzemienny). 7: Przez cały czas trwania perfuzji nerka znajduje się w wilgotnej komorze, aby zapewnić 100% wilgotności powietrza i temperaturę nerki wynoszącą 37 °C. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

3. Procedura chirurgiczna cz. 1 (schemat wszystkich podwiązań przedstawiono na rysunku 3)

Uwaga: Wszystkie podwiązania należy wykonać przy użyciu nici chirurgicznej 5-0.

  1. Zanurzyć mysz w narkozie poprzez wstrzyknięcie dostronne (10 µl/g masy ciała, 20 mg/ml ketaminy i 1 mg/ml ksylazyny rozpuszczonych w 0,9% NaCl). Potwierdzić odpowiednią głębokość znieczulenia, sprawdzając brak odruchów kończyn tylnych.
  2. Utrzymać mysz w pozycji na plecach w wilgotnej komorze. Zabezpieczyć oczy maścią weterynaryjną. Umieścić strzykawkę o pojemności 1 ml pod kręgosłupem, aby unieść naczynia lędźwiowe.
  3. Wykonać medianową laparotomię od grzebienia łonowego do mostka, rozcinając najpierw skórę, a następnie mięśnie brzuszne za pomocą nożyczek.
  4. Usunąć jelita i ułożyć je po lewej stronie myszy, bocznie od jamy brzusznej.
  5. Uwolnić pęcherz moczowy z tkanki łącznej i zlokalizować oba moczonowody oraz cewkę moczową.
  6. Założyć więzadło wokół lewego moczonowodu (więzadło I). Zaciągnąć je.
  7. Założyć więzadło wokół cewki moczowej (więzadło II). Zaciągnąć je.
  8. Założyć więzadło typu „lasso” wokół całego pęcherza moczowego (więzadło III).
  9. Naciąć pęcherz moczowy na 1 mm.
  10. Kaniulować otwór za pomocą 2 cm rurki PE 50.
  11. Zaciągnąć więzadło III wokół rurki.
  12. Przeciąć lewy moczonowód i cewkę moczową dystalnie od więzadeł. Pęcherz jest teraz przymocowany tylko do prawego moczonowodu i może się swobodnie poruszać.
  13. Oczyścić aortę brzuszną z tkanki łącznej i tłuszczu.
  14. Założyć więzadło na środkową część aorty brzusznej (więzadło IV).
  15. Założyć więzadło wokół aorty poniżej przepony, pomiędzy górną tętnicą krezkową a pniem trzewnym (więzadło V).
  16. Założyć więzadło wokół górnej tętnicy krezkowej (więzadło VI).
  17. Założyć więzadło aortalne bezpośrednio poniżej prawej i powyżej lewej tętnicy nerkowej (więzadło VII).
  18. Założyć więzadło wokół pakietu żyły głównej (cava) (więzadło VIII). Przejść do kroku 4.

Schemat układu sercowo-naczyniowego, przedstawiający naczynia czaszkowe i ogonowe, aortę oraz drogi żyły głównej.
Rycina 3: Schematyczna ilustracja podwiązań wykonanych podczas operacji. Widok otwartej jamy brzusznej po laparotomii. Jelito zostało przesunięte w lewo. L i R oznaczają odpowiednio lewą i prawą nerkę. Czarne linie wskazują miejsce poszczególnych podwiązań. Podwiązania są najpierw nakładane, a następnie zaciskane w kolejności opisanej w tekście. X oznacza miejsce nacięcia do kaniulacji aorty. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

4. Napełnianie układu perfuzyjnego

  1. Uruchom pompę perystaltyczną i napełnij przewody perfuzatem. Należy upewnić się, że wszystkie pęcherzyki powietrza zostały z nich usunięte.
  2. Napełnij urządzenie windkessel perfuzatem do około połowy jego objętości.
  3. Skalibruj przetwornik ciśnienia do 0 mm Hg, gdy wszystkie przewody są wypełnione, a przepływ wynosi 0. W tym czasie trzymaj igłę perfuzyjną na poziomie nerki.
  4. Utrzymaj przepływ na stałym, minimalnym poziomie (0.6 ml/min) i przejdź do kroku 5.

5. Procedura chirurgiczna część 2

  1. Umieść zacisk pomiędzy podwiązką IV a rozgałęzieniem lewej tętnicy nerkowej.
  2. Wykonaj małe nacięcie w aorcie gudałnie względem podwiązki IV, dbając o to, aby nie przeciąć ściany grzbietowej.
  3. Rozszerz otwór w aorcie za pomocą rozszerzacza naczyń.
  4. Kaniuluj aortę za pomocą igły (długość 2 cm, wyciągnięty PE 50), przesuwając końcówkę dokładnie do zacisku.
  5. Otwórz zacisk.
  6. Przesuń końcówkę igły w kierunku kranialnym, aż dotrze ona do połączenia prawej tętnicy nerkowej z aortą.
  7. Zaciśnij podwiązkę VII.
  8. Zaciśnij podwiązkę IV.
  9. Otwórz klatkę piersiową nożyczkami, rozcinając przeponę. Jednym cięciem oddziel aortę, żyłę główną, serce i nerwy wegetatywne. Na tym etapie zwierzę zostaje uśmiercone poprzez szybkie wykrwawienie w stanie ciągłej głębokiej anestezji.
  10. Uruchom kontrolę ciśnienia pompy perfuzyjnej. Utrzymuj średnie ciśnienie w przedziale od 80 do 100 mmHg.
  11. Zaciśnij podwiązkę V.
  12. Zaciśnij podwiązkę VI.
  13. Zaciśnij podwiązkę VIII.
  14. Uwolnij prawą nerkę z tkanki łącznej oraz z otaczającej ją torebki tłuszczowej za pomocą nożyczek.
  15. Przetnij aortę proksymalnie względem podwiązki V.
  16. Przetnij tętnicę krezkową górną dystalnie względem podwiązki VI.
  17. Wycięcie pęczek naczyniowy podtrzymujący nerkę, dbając o to, aby nie przeciąć samych naczyń.
  18. Przetnij wątrobę w miejscu połączenia z nerką. Należy uwolnić nerkę, pozostawiając jednak niewielką część wątroby przytwierdzoną do niej, aby żyła główna pozostała otwarta.
  19. Wyjmij pęczek nerkowy z myszy. Wyjmij mysz z komory wilgotnej.
  20. Załóż podwiązkę typu „lasso” wokół połączenia wątroby i nerki (podwiązka IX).
  21. Kaniuluj żyłę główną za pomocą linii żylnej (2 cm PE 50).
  22. Zaciśnij podwiązkę IX. Odpływ żylny przez linię żylną powinien rozpocząć się natychmiast.
  23. Zamknij komorę wilgotną.

6. Analizy następcze

  1. Przez następną godzinę należy stale monitorować przepływ krwi oraz ciśnienie wewnątrznaczyniowe15. Należy zbierać odpływ żylny, który może zostać wykorzystany do analizy np. wydzielania reniny przez nerki7. Należy zbierać mocz w celu analizy stężenia elektrolitów oraz szybkości filtracji kłębuszkowej 14. Po 1 hr perfuzji nerki można zamrozić gwałtownie do analizy western blotting lub utrwalić do metod obrazowania16.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Dzięki opisanej metodzie izolowane nerki mysze mogą pozostać żywe przez co najmniej 1 hr. Przebadaliśmy żywotność tkanki po 1 hr ciągłej perfuzji za pomocą metod funkcjonalnych (przepływ nerkowy i opór naczyniowy, analiza gazometryczna odpływu żylnego, współczynnik filtracji kłębuszkowej, frakcyjna wydalanie Na+ i K+ z moczem oraz osmolalność moczu) i morfologicznych (transmisyjna mikroskopia elektronowa, TEM) w czterech nerkach myszy C57Bl/6 typu dzikiego. Dodatkowo...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Izolowana perfundowana nerka u myszy jest narzędziem do badania funkcji nerek w kontrolowanym środowisku ex vivo przez 1 godzinę, wypełniając lukę między eksperymentami in vivo na nienaruszonych zwierzętach, które mogą być wadliwe pod wpływem wielu czynników ogólnoustrojowych, a eksperymentami in vitro na izolowanych segmentach nefronu lub hodowanych komórkach, które z konieczności zaniedbują wpływ nienaruszonej struktury narządu na funkcję. Według wiedzy autorów nie ma alternatywnej techniki, ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają żadnych konkurencyjnych interesów finansowych i nic więcej do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy chcieliby podziękować Hansowi-Joachimowi Schurekowi za nieocenione porady naukowe. Autorzy pragną podziękować Monique Carrel i Michèle Heidemeyer za doskonałą pomoc techniczną, Davidowi Pentonowi Ribasowi i Nourdine Faresse za krytyczną lekturę rękopisu oraz Carstenowi Wagnerowi i Jürgowi Biberowi za przeciwciało NaPi-2a. Prace te były wspierane przez Szwajcarskie Narodowe Centrum Kompetencji w Badaniach Naukowych "Kidney.CH" oraz przez grant projektowy (310030_143929/1) ze Szwajcarskiej Narodowej Fundacji Nauki.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
< silny> Obwód perfuzyjny: < / strong>
Komora wilgotnościowa 834/8Aparat Harvard/Hugo Sachs Elektronik GmbH73-2901
Kanularna z koszem i bocznym portemAparatura Harvarda/Hugo Sachs Elektronik GmbH73-2947
Termostat TC120-ST5 Aparatura Harvarda/Hugo Sachs Elektronik GmbH73-4544
ISM 827/230V Pompa rolkowa Reglo Analogowaaparatura Harvarda/Hugo Sachs Elektronik GmbH73-0114
Zbiornik z płaszczem na roztwór buforowy 1 LAparatura Harvarda/Hugo Sachs Elektronik GmbH73-3438
Zbiornik z płaszczem na roztwór buforowy 0,5 LAparatura Harvarda/Hugo Sachs Elektronik GmbH73-3436
Przetwornik ciśnienia APT300 Harvard Apparatus/Hugo Sachs Elektronik GmbH73-3862
TAM-D Przetwornik PlugsysHarvard Apparatus/Hugo Sachs Elektronik GmbH73-1793
SCP Kontroler serwomechanizmu PlugsysHarvard Apparatus/Hugo Sachs Elektronik GmbH73-2806
Windkessel Aparatura Harvarda/Hugo Sachs Elektronik GmbH73-3717
Akwizycja danych HSE-USBAparatura Harvarda/Hugo Sachs Elektronik GmbH73-3330
Dializator niskostrumieniowy Diacap PolysulfonB.Braun7203525
Rurka PE do kaniulacji aorty 1,19 mm ID x 1,70 mm ODTowary naukowe Inc.BB31695-PE/8
NazwaFirmaNumer katalogowyUwagi
Odczynniki buforowe:
Aminoplasmal 10%B.Braun134518064
Pirogronian soduSigma-AldrichP2256-25G
Hydrat soli monosodowej kwasu L-glutaminowegoSigma-AldrichG1626-100G
Sól sodowa kwasu L-(-)-jabłkowegoSigma-AldrichM1125-25G
Mleczan sodu L-L-LmleczanSigma-AldrichL7022-10G
sól sodowa kwasu alfa-ketoglutarowegoSigma-AldrichK1875-25G
NaClSigma-Aldrich31434-1KG-R
NaHCO3Sigma-AldrichS5761-5KG
KClSigma-Aldrich60130-1KG
MocznikSigma-AldrichU5378-500G
KreatyninaSigma-AldrichC4255-10G
AmpicylinaRoche10835242001
MgCl2 * 6H2OSigma-AldrichM2393-500G
D-GlucoseSigma-AldrichG8270-1KG
CaCl2 * 6H2O Riedel-de-Haë n12074
NaH2PO4Sigma-AldrichS9638-500G
Na2HPO4Sigma-AldrichS0876-500G
Hormon antydiuretyczny dDAVPSigma-AldrichV2013-1MG
FITC-InulinaFiltr Sigma-Aldrich
używany do filtracji erytrocytówMacherey-NagelMN 615
BGA Analiza:
ABL 80 flexRadiometr Medyczny mikroskop elektronowy ApS
:
Philips CM100 TEMFEI

Bibliografia

  1. Carrel, A., Lindbergh, C. A. The culture of whole organs. Science (New York, N.Y.). 81 (2112), 621-623 (1935).
  2. Skutul, K. Über Durchströmungsapparate Pflüger's Archiv. 123 (4-6), 249-273 (1908).
  3. Nizet, A. The isolated perfused kidney: possibilities, limitations and results. Kidney Int. 7 (1), 1-11 (1975).
  4. Weiss, C., Passow, H., Rothstein, A. Autoregulation of flow in isolated rat kidney in the absence of red cells. Am J Physiol. 196 (5), 1115-1118 (1959).
  5. Schurek, H. J., Kriz, W. Morphologic and functional evidence for oxygen deficiency in the isolated perfused rat kidney. Lab Invest. 53 (2), 145-155 (1985).
  6. Stolte, H., Schurek, H. J., Alt, J. M. Glomerular albumin filtration: a comparison of micropuncture studies in the isolated perfused rat kidney with in vivo experimental conditions. Kidney Int. 16 (3), 377-384 (1979).
  7. Schweda, F., Wagner, C., Krämer, B. K., Schnermann, J., Kurtz, A. Preserved macula densa-dependent renin secretion in A1 adenosine receptor knockout mice. AJP Renal Physiol. 284 (4), F770-F777 (2003).
  8. Moers, C., Smits, J. M., et al. Machine perfusion or cold storage in deceased-donor kidney transplantation. N Engl J Med. 360 (1), 7-19 (2009).
  9. Nicholson, M. L., Hosgood, S. A. Renal transplantation after ex vivo normothermic perfusion: the first clinical study. Am J Transplant. 13 (5), 1246-1252 (2013).
  10. Worner, M., Poore, S., Tilkorn, D., Lokmic, Z., Penington, A. J. A low-cost, small volume circuit for autologous blood normothermic perfusion of rabbit organs. Art Org. 38 (4), 352-361 (2014).
  11. Kaths, J. M., Spetzler, V. N., et al. Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation. J Vis Exp. (101), e52909(2015).
  12. Song, J. J., Guyette, J. P., Gilpin, S. E., Gonzalez, G., Vacanti, J. P., Ott, H. C. Regeneration and experimental orthotopic transplantation of a bioengineered kidney. Nature Med. 19 (5), 646-651 (2013).
  13. Hall, A. M., Crawford, C., Unwin, R. J., Duchen, M. R., Peppiatt-Wildman, C. M. Multiphoton imaging of the functioning kidney. JASN. 22 (7), 1297-1304 (2011).
  14. Lindell, S. L., Williams, N., Brusilovsky, I., Mangino, M. J. Mouse IPK: A Powerful Tool to Partially Characterize Renal Reperfusion and Preservation Injury. Open Transplant J. 5, 15-22 (2011).
  15. Wagner, C., De Wit, C., Kurtz, L., Grünberger, C., Kurtz, A., Schweda, F. Connexin40 is essential for the pressure control of renin synthesis and secretion. Circ Res. 100 (4), 556-563 (2007).
  16. Czogalla, J., Vohra, T., Penton, D., Kirschmann, M., Craigie, E., Loffing, J. The mineralocorticoid receptor (MR) regulates ENaC but not NCC in mice with random MR deletion. Pflüger's Archiv. , (2016).
  17. Poosti, F., et al. Precision-cut kidney slices (PCKS) to study development of renal fibrosis and efficacy of drug targeting ex vivo. Dis Model Mech. 8 (10), 1227-1236 (2015).
  18. Rahgozar, M., Guan, Z., Matthias, A., Gobé, G. C., Endre, Z. H. Angiotensin II facilitates autoregulation in the perfused mouse kidney: An optimized in vitro model for assessment of renal vascular and tubular function. Nephrology. 9 (5), 288-296 (2004).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Perfuzja nerki myszyperfuzja ex vivoprzepływ krwi nerkowejopór naczyniowyanaliza moczutransmisyjna mikroskopia elektronowaanaliza Western blotwspółczynnik filtracji kłębuszkowejfrakcyjna ekskrecja
Technika perfuzji nerki izolowanej u myszy
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.