Artykuł metodologiczny

Indukcja udaru niedokrwiennego i reperfuzji niedokrwiennej u myszy przy użyciu techniki niedrożności tętnicy środkowej i wizualizacji obszaru zawału

DOI:

10.3791/54805

⸱

2 lutego 2017

 ,  , 
1Department of Biochemistry and Molecular Biology, Miller School of Medicine, University of Miami, 2Miller School of Medicine, University of Miami, 3Jerzy Kukuczka Academy of Physical Education

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisujemy mysi model udaru wywołanego przez zamknięcie środkowej tętnicy mózgowej za pomocą szwu pokrytego silikonem. Protokół może być stosowany w celu wywołania trwałej okluzji lub tymczasowego niedokrwienia, a następnie reperfuzji.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Choroba naczyniowo-mózgowa jest bardzo rozpowszechniona w populacji globalnej i obejmuje kilka rodzajów schorzeń, w tym udar mózgu. Aby zbadać wpływ udaru mózgu na uszkodzenia tkanek i ocenić skuteczność interwencji terapeutycznych, opracowano kilka modeli eksperymentalnych u różnych gatunków. Należą do nich całkowite globalne niedokrwienie mózgu, niepełne globalne niedokrwienie, ogniskowe niedokrwienie mózgu i wieloogniskowe niedokrwienie mózgu. Model opisany w tym protokole opiera się na niedrożności tętnicy środkowej mózgu (MCAO) i jest związany z kategorią ogniskowego niedokrwienia. Technika ta powoduje stałe ogniskowe niedokrwienie w ściśle określonym obszarze półkuli i jest mniej inwazyjna niż inne metody. Opisana procedura jest wykonywana na myszach, biorąc pod uwagę dostępność kilku wariantów genetycznych i dużą liczbę testów standaryzowanych dla myszy, aby pomóc w ocenie behawioralnej i neurodeficytów.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Badanie chorób sercowo-naczyniowych, takich jak udar mózgu, opiera się na wykorzystaniu modeli in vivo. Aby zrozumieć możliwe implikacje niedokrwienia, toksyczności leków i/lub leczenia, istnieje potrzeba użycia odpowiedniego, ustandaryzowanego, wiarygodnego i powtarzalnego modelu choroby, który umożliwia badania porównawcze między grupami leczenia. W tym manuskrypcie używamy myszy, biorąc pod uwagę dostępność dużej liczby myszy transgenicznych i standaryzowane modele oceny. Opracowano wyniki grabieży do oceny deficytów motorycznych i behawioralnych po eksperymentalnym udarze niedokrwiennym mózgu i następującej po nim rekonwalescencji1,2.

Dostępnych jest kilka modeli udaru niedokrwiennego, takich jak całkowite globalne niedokrwienie mózgu, niepełne globalne niedokrwienie, wieloogniskowe niedokrwienie mózgu i ogniskowe niedokrwienie mózgu. Ta ostatnia grupa jest również kategorią udaru mózgu najczęściej występującą u pacjentów. Większość zdarzeń jest inicjowana przez powstanie niedrożności zatorowej lub zakrzepowej w lub w pobliżu tętnicy środkowej mózgu (MCA). Biorąc pod uwagę te parametry, przedstawiony model ściśle naśladuje etiologię choroby udaru mózgu u człowieka i sprawia, że uzyskane wyniki są bardzo istotne3. Niemniej jednak przełożenie odkryć z modeli zwierzęcych na leczenie chorób u ludzi okazało się wyzwaniem. Do tej pory tylko stosowanie trombolitycznego tkankowego aktywatora plazminogenu zostało zatwierdzone do leczenia ostrego udaru niedokrwiennego mózgu4.

Wśród modeli ogniskowego niedokrwienia mózgu u myszy, model udaru tylnego krążenia mózgowego i model zakrzepicy żył mózgowych są wysoce inwazyjne, co zmniejsza ich przydatność i ogranicza zakres analiz, które można wykonać. Jednak inne techniki, takie jak model zatorowy, model fotozakrzepicy, model udaru indukowanego endoteliną-1 i model niedrożności środkowej tętnicy mózgowej (MCAO) ze szwem śródświetlnym, są dostępne do stosowania bez takich ograniczeń. Model MCAO jest techniką opisaną w tym protokole. Oferuje niezawodną metodę wywoływania ogniskowego niedokrwienia mózgu, która może być łatwo reperperfowana i wykonywana w sposób wysokoprzepustowy. Istnieją dwa podejścia do tego modelu, a mianowicie metody Zea-Longa i Koizumi. Różnią się one nieznacznie sposobem wprowadzania szwu okluzyjnego do naczynia krwionośnego. W technice Zea-Longa szew jest wprowadzany przez tętnicę szyjną zewnętrzną5. Przedstawiona tutaj technika jest zmodyfikowana w stosunku do metody Koizumi, w której szew okluzyjny jest wprowadzany przez tętnicę szyjną wspólną6.

Model MCAO został z powodzeniem zastosowany do oceny różnych zdarzeń występujących podczas udaru niedokrwiennego. Po reperfuzji można zaobserwować obrzęk mózgu wraz z uszkodzeniem bariery krew-mózg. Szczytowa śmierć neuronów jest zwykle obserwowana po 24 godzinach; Jednak po 7 dniach wraca do poziomu wyjściowego7. U ludzi płeć i wiek są ważnymi zmiennymi przy określaniu wyniku udaru, obserwuje się to również u myszy i szczurów8,9,10. W kilku publikacjach wykorzystano model MCAO w celu zademonstrowania skuteczności leczenia11,12,13,14.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury zostały zatwierdzone przez University of Miami Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) zgodnie z wytycznymi National Institutes of Health (NIH). Wymagane jest stosowanie sterylnego sprzętu i technik aseptycznych.

1. Przygotowanie szwu okluzyjnego

  1. Użyj szwu o średnicy 0,21 mm dla myszy o masie ciała od 20 do 25 g i 0,23 mm dla myszy o masie ciała 25 - 35 g. Wybór rodzaju szwów do zabiegu MCAO zależy od masy ciała zwierzęcia.
  2. Za pomocą srebrnego pisaka zaznacz szew na 9 mm, zaczynając od końcówki pokrytej silikonem. Będzie to służyć jako wskazówka dotycząca długości wsunięcia.

2. Przygotowanie do operacji

  1. Znieczulić mysz izofluranem zmieszanym z tlenem, używając laboratoryjnego systemu znieczulającego. Użyj izofluranu przy ustawieniu 5 i przepływu tlenu przy 2 w maszynie komercyjnej (patrz tabela materiałów). Przenieś zwierzę na powierzchnię operowaną i podtrzymaj znieczulenie za pomocą stożka nosowego (użyj izofrunu ustawionego na 1,5 - 2,5 i przepływu tlenu na 2).
    1. Upewnij się, że częstość oddechów myszy wynosi około 1-2 oddechów na sekundę bez łapania oddechu. Ponadto upewnij się, że zwierzę nie wykazuje reakcji stymulacji wąsów i odruchu pedałowania (szczypania palców). Monitoruj częstość oddechów i wysiłek podczas zabiegu, co najmniej co 5 minut.
  2. Nałóż kroplę lubrykantu okulistycznego na każde oko za pomocą sterylnego wacika, aby zapobiec ich wysuszeniu podczas zabiegu. Alternatywnie nałóż maść okulistyczną na oko ze sterylnej tubki farmaceutycznej.
  3. Odwróć zwierzę na plecy i ogol obszar nacięcia. Następnie dokładnie zdezynfekuj obszar operacyjny za pomocą 70% etanolu, następnie chlorheksydyny i końcowego wacika z 70% etanolem. Umieść zwierzę na ciepłej powierzchni chirurgicznej pod mikroskopem stereoskopowym.

3. Rozwarstwienie tętnicy szyjnej wspólnej i rozgałęzienia wewnętrzne/zewnętrzne

  1. Za pomocą nożyczek chirurgicznych i kleszczy należy wykonać płytkie nacięcie w linii środkowej szyi, od góry mostka do poniżej żuchwy (około 3 - 4 cm). Wokół obszaru operacyjnego należy umieścić serwetę chirurgiczną, aby zapobiec kontaktowi narzędzi z niesterylnymi powierzchniami. Serweta chirurgiczna została pominięta w obecnym filmie, aby ułatwić filmowanie.
  2. Za pomocą kleszczy ostrożnie oddziel tkankę tłuszczową i łączną, aby odsłonić tchawicę. Tkanka powinna łatwo i naturalnie rozdzielać się na obie strony.
  3. Umieść poduszkę (okrągły przedmiot o średnicy około 0,5 cm) z tyłu szyi myszy, aby przedłużyć szyję, dodatkowo odsłaniając obszar do operacji.
  4. Otwórz nacięcie za pomocą zwijacza tkanek lub haczyków.
  5. Po lewej stronie tchawicy zwierzęcia ostrożnie rozsuń tkankę łączną, aby odsłonić lewą tętnicę szyjną wspólną (CCA). Uważaj, aby nie uszkodzić nerwów i głównych żył w pakiecie z CCA.
  6. Kontynuuj odsłanianie CCA, uważając, aby oderwać się od leżącej pod spodem tkanki i odsłonić górne rozgałęzienie "Y" tętnicy mózgowej wewnętrznej (ICA) i tętnicy mózgowej zewnętrznej (ECA). Aby pomóc w odłączeniu CCA, włóż zakrzywione kleszcze pod CCA, aby przebić tkankę łączną, a następnie powoli pozwól im się otworzyć.

4. Przygotowanie CCA do założenia szwu MCAO

  1. Umieść 3 segmenty nylonowego szwu o długości około 4 cm pod CCA. Upewnij się, że CCA nie jest skręcona, ponieważ drastycznie skomplikowałoby to wprowadzenie szwu.
  2. W najniższym możliwym punkcie zamknij dolny szew za pomocą stałego węzła.
  3. Zawiąż górny szew tuż pod rozgałęzieniem ICA/ECA za pomocą zdejmowanego węzła poślizgowego.
  4. Zawiąż środkowy szew za pomocą odpinanego węzła poślizgowego, ale utrzymuj go szeroko otwartym. Ważne jest, aby pozostawić dużo miejsca, aby nie utrudniać zakładania szwów.
  5. Za pomocą nożyczek sprężynowych do mikrodysekcji wykonaj nacięcie w CCA między dolnymi i środkowymi szwami. Wykonaj nacięcie 0,2 mm w pobliżu dolnego szwu.

5. Niedrożność tętnicy środkowej mózgu

  1. Za pomocą kleszczy włóż szew MCAO do nacięcia CCA, prowadząc go do góry. Wykonaj ten krok szybko po kroku 4.5, aby zapobiec krzepnięciu i zamknięciu otworu CCA. W przypadku, gdy wprowadzenie szwu jest zablokowane, użyj końcówek kleszczy, aby ponownie otworzyć nacięcie.
  2. Delikatnie zawiąż środkowy szew na silikonowej części do szwu MCAO za pomocą węzła poślizgowego, aby ograniczyć przepływ krwi wokół niego, ale na tyle luźno, aby mógł się swobodnie poruszać.
  3. Ostrożnie odpiąć górny szew, upewniając się, że szew MCAO nie wyślizguje się.
  4. Wprowadzić szew MCAO do ICA na kilka milimetrów, a następnie ponownie zamknąć szew górny, w taki sam sposób, jak opisano w kroku 5.2.
  5. Poprowadź szew MCAO do obszaru okluzji. Wskazaniem udanego wprowadzenia jest niewielka ilość cofania się krwi z nacięcia CCA oraz to, że srebrny znak 9 mm znajduje się między nacięciem CCA a rozwidleniem ICA/ECA. Dalsze potwierdzenie udanej okluzji można uzyskać za pomocą metod monitorowania, takich jak laserowy dopplerowski system monitorowania przepływu krwi15,16.
    UWAGA: Spadek przepływu krwi o 90% do środkowego obszaru mózgu po stronie okluzji wskazuje na udaną okluzję.
  6. Po udanej okluzji mocno zawiąż środkowy i górny szew. W przypadku wykonywania pozorowanego zakładania nie należy ponownie zakładać szwów, ale natychmiast przejść do kroku 7.3.

6. Zamykanie nacięć i opieka pooperacyjna

  1. Wsuń szwy w obszar nacięcia.
  2. Usuń retraktor lub haczyki na chusteczki i poduszkę.
  3. Oczyść obszar szwu za pomocą sterylnej soli fizjologicznej i bawełnianego wacika.
  4. Zamknij nacięcie za pomocą nylonowego szwu/igły i kleszczy.
  5. Podawać leki przeciwzapalne (np. karprofen 10 mg/kg s.c.) i przeciwbólowe (np. buprenorfina 0,1 mg/kg s.c., dwa razy dziennie) w celu złagodzenia dyskomfortu pooperacyjnego. Umieść myszy w klatce umieszczonej na podgrzewanej podkładce, aby zapobiec hipotermii i zapewnić dostęp do wody i zmiękczonego pokarmu ad labium.
  6. Monitorować powrót zwierząt do zdrowia (5 - 10 min) i objawy udaru. Mogą się one wahać od łagodnego paraliżu bocznego i krążenia do ciężkiego skurczu przeciwległego boku i toczenia. W dyskusji wymieniono kilka punktów oceny. Zwierzęta wykazujące objawy niewydolności oddechowej lub ciężkie drgawki powinny zostać poddane eutanazji.
  7. W zależności od protokołu reperfuzji niedokrwiennej, szew MCAO należy pozostawić na miejscu od 30 minut do 120 minut lub dłużej. Skrócenie czasu okluzji zapobiega śmiertelności.
  8. W przypadku trwałej niedrożności należy pozostawić szew MCAO na miejscu na 24 godziny, jednak należy spodziewać się znacznej śmiertelności. Po upływie tego czasu przejdź do kroku 7.
    1. Jeśli używasz modelu stałej okluzji, trzymaj myszy w klatce do punktu końcowego. W tym czasie usuń szew (kroki od 7.1 do 7.8). Zabieg ten można wykonać również po eutanazji.

7. Reperfuzja

  1. Ponownie znieczulić zwierzę (postępować zgodnie z instrukcjami w ppkt 2.1) i usunąć szwy zamykające ranę.
  2. Za pomocą kleszczy i separatorów tkanek ponownie otwórz nacięcie i odsłoń CCA.
  3. Ostrożnie zdejmij górny szew i delikatnie pociągnij za szew MCAO, aż część pokryta silikonem znajdzie się na środkowym węźle.
  4. Ponownie zawiąż górny węzeł na szwie, aby zapobiec przepływowi krwi przez szew (nie musi to być węzeł poślizgowy).
  5. Ostrożnie rozepnij środkowy węzeł i przeciągnij szew poza górny węzeł, ale trzymaj go w CCA.
  6. Szczelnie zamknij górny węzeł, aby zablokować przepływ krwi w tętnicy.
  7. Wyciągnij całkowicie szew MCAO i szczelnie zamknij środkowy węzeł.
  8. Szew MCAO może być wielokrotnie używany. Po każdym użyciu należy dokładnie oczyścić szew w 70% etanolu, aby usunąć zanieczyszczenia (np. krew lub tkanki) za pomocą sterylnej gazy. Następnie umieść szew w woreczku sterylizatora i wysterylizuj go.
  9. Powtórz kroki 6.1 - 6.4 i monitoruj powrót do zdrowia zwierząt.

8. Analiza tkankowa

  1. Aby monitorować objętość wyrzutową, należy przeciąć mózg.
    1. Poddaj mysz eutanazji w dwuetapowym procesie. Najpierw należy wystawić zwierzę na przedawkowanie izofluranu do momentu zatrzymania oddychania. W przypadku barwienia TTC należy natychmiast odciąć głowę myszy i przystąpić do ekstrakcji mózgu. W przypadku wycinków mózgu (np. do analiz barwienia immunologicznego) przed dekapitacją należy przeprowadzić perfuzję przez nakłucie serca.  
    2. Odetnij głowę u podstawy czaszki i odetnij skórę głowy od otworu szyi do szczytu czaszki aż między oczami. Mając odsłoniętą czaszkę, przetnij kość po obu stronach, zaczynając od podstawy czaszki otwierającej się do oczodołu. Wykonaj to cięcie wzdłuż szerokiej części czaszki. Uważaj, aby nie sięgać nożyczkami zbyt głęboko, aby nie uszkodzić mózgu.
    3. Następnie przetnij kość między dwoma oczodołami.
  2. Za pomocą kleszczy podnieś górną część czaszki, aby odsłonić mózg. Opór powinien być tylko niewielki. Jeśli nie podnosi się łatwo, nacięcia czaszki mogą być niekompletne. Delikatnie podważ mózg za pomocą, zakrzywionych kleszczy. Mózg może być nadal połączony kilkoma nerwami. Postępuj powoli, usuwając po drodze załączniki.
  3. Umieść świeży mózg w matrycy mózgowej o średnicy 1 mm, dodaj kilka kropli PBS i pokrój wzdłuż matrycy za pomocą żyletki lub ostrza kriostatu.
  4. Przenieść mózg do naczynia o średnicy 100 mm i dodać roztwór barwiący (2% chlorek 2,3,5-trifenylotetrazolu [TTC] rozpuszczony w PBS), aby przykryć dno naczynia. Za pomocą dwóch kleszczy oddziel wszystkie plasterki mózgu (przodem do dołu) i ułóż je w kolejności na dnie naczynia.
    UWAGA: Barwienie zmieni żywotną tkankę na czerwoną, a tkanka nieżywotna pozostanie biała. Podgrzanie roztworu do 37 °C przyspieszy barwienie. Oznaki udaru (białe) można zauważyć już po 90 minutach od udaru i pozostają one widoczne przez ponad 7 dni. Obrazowanie powinno być wykonane wraz z linijką, aby umożliwić obliczenie objętości wyrzutu.
  5. Przetwarzaj wypreparowane mózgi do sekcji, barwienia immunologicznego, izolacji białek lub wielu innych procedur17,18,19.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Droga wprowadzania szwu okluzyjnego jest pokazana na rysunku 1. Szew MCAO ma być skierowany do obszaru okluzji, rozwidlając się w ICA. Skuteczna okluzja MCA doprowadzi do uszkodzenia tkanki, widocznego przez barwienie TTC. Rycina 2 przedstawia obrazy barwienia od zwierzęcia pozorowanego leczonego (Ryc. 2A) i od zwierzęcia z 60-minutowym niedokrwieniem MCAO (barwienie po 90 minutach lub 24 godzinach po okluzji, Figura 2B)....

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pomyślne zastosowanie opisanej metody MCAO jest w dużym stopniu zależne od zrozumienia anatomii przepływu krwi w mózgu. Ponieważ prawidłowe umieszczenie szwu jest trudne do zauważenia ze względu na brak bezpośrednich wskazówek wizualnych, ważne jest, aby opanować procedurę przed użyciem jej do badań śledczych. Objętość wyrzutowa powinna być analizowana, aby zapewnić spójne wyniki. Dodanie laserowego systemu Dopplera może pomóc w określeniu pomyślnej okluzji przepływu krwi i powinno być stosowane okresowo, aby upewnić się...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają konkurencji ani konfliktu interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chcielibyśmy podziękować dr Lei Chen (Icahn School of Medicine at Mount Sinai, NY), który jako pierwszy stworzył ten model w naszym laboratorium. Wspierane częściowo przez HL126559, DA039576, MH098891, MH63022, MH072567, DA027569 i NSC 2015/17/B/NZ7/02985. Dr Luc Bertrand jest częściowo wspierany przez stypendium podoktorskie American Heart Association (16POST31170002).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Szew MCAO 0,23 mmDoccol702345PK5Re
Szew MCAO 0,21 mmDoccol702145PK5Re
Srebrnezszywki do długopisów503205
Maszyna anestezjologicznaVetequip901806
Nożyczki chirurgiczneNarzędzie do nauki o tematyce precyzyjnej14558-09
Kleszcze chirurgiczne z prostą końcówkąFine narzędzie naukowe00108-11
Kleszcze chirurgiczne z końcówką kątowąNarzędzie do naukiprecyzyjnej 00109-11
Nożyczki sprężynoweNarzędzie do nauki precyzyjnej15000-08
Szew nylonowyBraintree scintificSUT-S 104
Szew zamykającyVWR95057-036
IzofluranPiramal
2,3,5- Chlorek trifenylotetrazoluFisherSci50-121-8005
Blok mózgowyBraintree scintificBS-A 5000C
Ostrze kriostatuVWR89202-606
Opcjonalnie:
Periflux Laserowy system dopplerowskiPerimed Periflux5000
Jednostka monitorującaPerimedPF 5010 - LDPM

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Cuomo, O., et al. Antithrombin reduces ischemic volume, ameliorates neurologic deficits, and prolongs animal survival in both transient and permanent focal ischemia. Stroke. 38 (12), 3272-3279 (2007).
  2. Wauquier, A., Melis, W., Janssen, P. A. Long-term neurological assessment of the post-resuscitative effects of flunarizine, verapamil and nimodipine in a new model of global complete ischaemia. Neuropharmacology. 28 (8), 837-846 (1989).
  3. Liu, F., McCullough, L. D. Middle cerebral artery occlusion model in rodents: methods and potential pitfalls. J Biomed Biotechnol. 2011, 464701(2011).
  4. Chiu, D., et al. Intravenous tissue plasminogen activator for acute ischemic stroke: feasibility, safety, and efficacy in the first year of clinical practice. Stroke. 29 (1), 18-22 (1998).
  5. Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).
  6. Koizumi, J., Yoshida, Y., Nakazawa, T., Ooneda, G. Experimental studies of ischemic brain edema, I: a new experimental model of cerebral embolism in rats in which recirculation can be introduced in the ischemic area. Jpn J Stroke. 8, 1-8 (1986).
  7. Liu, F., Schafer, D. P., McCullough, L. D. TTC, fluoro-Jade B and NeuN staining confirm evolving phases of infarction induced by middle cerebral artery occlusion. J Neurosci Methods. 179 (1), 1-8 (2009).
  8. Liu, F., Yuan, R., Benashski, S. E., McCullough, L. D. Changes in experimental stroke outcome across the life span. J Cereb Blood Flow Metab. 29 (4), 792-802 (2009).
  9. Wang, R. Y., Wang, P. S., Yang, Y. R. Effect of age in rats following middle cerebral artery occlusion. Gerontology. 49 (1), 27-32 (2003).
  10. Baskerville, T. A., Macrae, I. M., Holmes, W. M., McCabe, C. The influence of gender on 'tissue at risk' in acute stroke: A diffusion-weighted magnetic resonance imaging study in a rat model of focal cerebral ischaemia. J Cereb Blood Flow Metab. 36 (2), 381-386 (2016).
  11. Cai, Q., et al. Co-transplantation of hippocampal neural stem cells and astrocytes and microvascular endothelial cells improve the memory in ischemic stroke rat. Int J Clin Exp Med. 8 (8), 13109-13117 (2015).
  12. Cheng, Y., et al. Intravenously delivered neural stem cells migrate into ischemic brain, differentiate and improve functional recovery after transient ischemic stroke in adult rats. Int J Clin Exp Pathol. 8 (3), 2928-2936 (2015).
  13. Nagai, N., et al. Intravenous Administration of Cilostazol Nanoparticles Ameliorates Acute Ischemic Stroke in a Cerebral Ischemia/Reperfusion-Induced Injury Model. Int J Mol Sci. 16 (12), 29329-29344 (2015).
  14. Liu, Y., et al. Intravenous PEP-1-GDNF is protective after focal cerebral ischemia in rats. Neurosci Lett. 617, 150-155 (2016).
  15. Hedna, V. S., et al. Validity of Laser Doppler Flowmetry in Predicting Outcome in Murine Intraluminal Middle Cerebral Artery Occlusion Stroke. J Vasc Interv Neurol. 8 (3), 74-82 (2015).
  16. Tajima, Y., et al. Reproducibility of measuring cerebral blood flow by laser-Doppler flowmetry in mice. Front Biosci (Elite Ed). 6, 62-68 (2014).
  17. Fang, M., et al. Scutellarin regulates microglia-mediated TNC1 astrocytic reaction and astrogliosis in cerebral ischemia in the adult rats. BMC Neurosci. 16, 84(2015).
  18. Evilsizor, M. N., Ray-Jones, H. F., Lifshitz, J., Ziebell, J. Primer for immunohistochemistry on cryosectioned rat brain tissue: example staining for microglia and neurons. J Vis Exp. (99), e52293(2015).
  19. Kramer, M., et al. TTC staining of damaged brain areas after MCA occlusion in the rat does not constrict quantitative gene and protein analyses. J Neurosci Methods. 187 (1), 84-89 (2010).
  20. Wu, L., et al. Keep warm and get success: the role of postischemic temperature in the mouse middle cerebral artery occlusion model. Brain Res Bull. 101, 12-17 (2014).
  21. Liu, S., Zhen, G., Meloni, B. P., Campbell, K., Winn, H. R. Rodent Stroke Model Guidelines for Preclinical Stroke Trials (1st Edition). J Exp Stroke Transl Med. 2 (2), 2-27 (2009).
  22. Tsuchiya, D., Hong, S., Kayama, T., Panter, S. S., Weinstein, P. R. Effect of suture size and carotid clip application upon blood flow and infarct volume after permanent and temporary middle cerebral artery occlusion in mice. Brain Res. 970 (1-2), 131-139 (2003).
  23. Wolff, G., Davidson, S. J., Wrobel, J. K., Toborek, M. Exercise maintains blood-brain barrier integrity during early stages of brain metastasis formation. Biochem Biophys Res Commun. 463 (4), 811-817 (2015).
  24. Wrobel, J. K., Wolff, G., Xiao, R., Power, R. F., Toborek, M. Dietary Selenium Supplementation Modulates Growth of Brain Metastatic Tumors and Changes the Expression of Adhesion Molecules in Brain Microvessels. Biol Trace Elem Res. , (2015).
  25. Chen, L., Swartz, K. R., Toborek, M. Vessel microport technique for applications in cerebrovascular research. J Neurosci Res. 87 (7), 1718-1727 (2009).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Zamkni cie rodkowej t tnicy m zgowejindukcja udaru niedokrwiennegomodel reperfuzji po niedokrwieniuoperacja udaru u myszyzamkni cie t tnicy m zgowejwizualizacja obszaru zawa uanaliza barwienia TTCbarwienie immunofluorescencyjneocena deficyt w neurologicznychmonitorowanie opieki pooperacyjnej

Powiązane artykuły