Artykuł metodologiczny

Ekspandowanie nanowzorzystych substratów przy użyciu techniki ściegu do nanotopograficznej modulacji zachowania komórek

DOI:

10.3791/54840

⸱

8 grudnia 2016

 ,  , 
1Department of Chemical and Biomedical Engineering, West Virginia University, 2Department of Biomedical Engineering, Columbia University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiono protokół wytwarzania dużego obszaru nanowzorzystego podłoża z małych form o nanowzorze do badania nanotopograficznej modulacji zachowania komórek.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wykazano, że nanotopografia substratów jest silnym modulatorem fenotypu i funkcji komórki. Aby przeanalizować modulację zachowania komórek w nanotopografii, pożądany jest duży obszar nanowzorzystego substratu, aby można było wyhodować wystarczającą liczbę komórek w nanotopografii do późniejszych analiz biochemicznych i biologii molekularnej. Jednak obecne techniki nanowytwarzania mają ograniczenia w generowaniu wysoce zdefiniowanych nanowzorów na dużym obszarze. W niniejszym artykule przedstawiamy metodę rozszerzania podłoży o nanowzorze z małego, wysoce zdefiniowanego nanowzoru na duży obszar przy użyciu techniki ściegu. Metoda łączy w sobie wiele technik, w tym miękką litografię w celu odtworzenia form poli(dimetylosiloksanu) (PDMS) z dobrze zdefiniowanej formy, technikę ściegu w celu złożenia wielu form PDMS w jedną dużą formę oraz nanoimprinting w celu wygenerowania formy wzorcowej na podłożach polistyrenowych (PS). Za pomocą formy głównej PS wytwarzamy podłoża robocze PDMS i demonstrujemy nanotopograficzną modulację rozprzestrzeniania się komórek. Metoda ta zapewnia prostą, przystępną cenowo, ale wszechstronną drogę do generowania dobrze zdefiniowanych nanowzorców na dużych obszarach i może zostać rozszerzona o tworzenie urządzeń w mikro/nanoskali z komponentami hybrydowymi.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

A wiele ostatnich odkryć pokazuje, że nanotopografia substratów ma wyraźny wpływ na zachowanie komórek, od adhezji komórek, rozprzestrzeniania się i migracji, po proliferację i różnicowanie1-6. Na przykład mniejszy rozmiar komórek i niższy wskaźnik proliferacji zaobserwowano w komórkach hodowanych na głębokich nanosiatkach, co doprowadziło nawet do apoptozy, chociaż wyrównanie, wydłużenie i migracja komórek zostały wzmocnione w porównaniu z płaskimi kontrolami2,7-10. Co więcej, wykazano, że nanotopografia ułatwia różnicowanie komórek macierzystych w określone linie, takie jak neuron2,11,12, mięśnie13 i kość3,4. Ponadto ze względu na rosnące obawy dotyczące toksyczności nanomateriałów inżynieryjnych14,15 istnieje potrzeba włączenia nanotopografii do fizjologicznie istotnych modeli in vitro w celu dokładnej oceny ryzyka związanego z nanomateriałami. Aby przeprowadzić analizy biochemiczne i biologii molekularnej, potrzebna jest wystarczająca liczba komórek, które można wyhodować na dużym obszarze podłoża o nanowzorze. Jednak konwencjonalne techniki nanowytwarzania mają ograniczenia w generowaniu wysoce zdefiniowanych nanowzorów na dużym obszarze.

Samoorganizacja, w tym litografiakoloidalna16 i mieszaniepolimerów17, może łatwo generować nanostruktury o dużej powierzchni przy niskich kosztach. Ponieważ samoorganizacja opiera się na oddziaływaniach między elementami składającymi, takimi jak cząstki koloidalne i makrocząsteczki, oraz możliwych interakcjach między tymi pierwiastkami a substratem, nie może to być samodzielna metoda wytwarzania nanostruktur o precyzyjnym pozycjonowaniu przestrzennym i dowolnych kształtach18. Wadą jest również towarzyszące mu duże zagęszczenie wad. Precyzyjną kontrolę przestrzenną nanowzorów można osiągnąć poprzez zastosowanie szablonowej samoorganizacji, która wykorzystuje podejścia litograficzne odgórne w celu zapewnienia topograficznego i/lub chemicznego szablonu do kierowania oddolnym montażem elementów montażowych19-21. Opracowano alternatywne techniki nanowytwarzania, takie jak litografia krokowa i błyskawiczna22 oraz litografia nanoimprintingu typu roll-to-roll23, ale ich zastosowanie jest ograniczone ze względu na ich wyrafinowany proces lub wymóg specjalistycznego sprzętu. Niemniej jednak do szablonowych lub alternatywnych technik nanowytwarzania potrzebny jest szablon lub forma wzorcowa ze zdefiniowanymi wzorami w nanoskali.

Takie szablony i wzorce są tradycyjnie generowane za pomocą litografii z użyciem skupionej wiązki elektronów, jonów lub fotonów. Na przykład litografia wiązką elektronów (EBL)24 i litografia skupionej wiązki jonów25 mogą generować zdefiniowane wzory o rozdzielczości poniżej 5 nm. Litografia dwufotonowa wykazała rozmiar obiektu wynoszący zaledwie 30 nm26. Chociaż techniki litografii wiązką skupioną umożliwiają generowanie dobrze zdefiniowanych struktur w nanoskali, inwestycje kapitałowe oraz czasochłonny i kosztowny proces ograniczają ich powszechne zastosowanie w badaniach akademickich27. W związku z tym wysoce pożądane jest opracowanie umożliwiających, a jednocześnie niedrogich technik wytwarzania dużego obszaru powierzchni z nanowzorami z wysoką dokładnością.

Opisaliśmy prostą, opłacalną technikę ściegu do generowania dużego obszaru powierzchni z nanowzorów z małej, dobrze zdefiniowanej formy28. Protokół ten zapewnia procedurę krok po kroku od replikacji form poli(dimetylosiloksanu) (PDMS) przy użyciu wzoru napisanego przez EBL, do montażu wielu form PDMS w jedną dużą formę, do wygenerowania formy wzorcowej na podłożach polimerowych, takich jak polistyren (PS), do produkcji podłoży roboczych. Za pomocą ekspandowanych substratów o nanowzorze zademonstrowaliśmy nanotopograficzną modulację rozprzestrzeniania się komórek.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Replikacja form PDMS z formy EBL

  1. Wyprodukuj formę silikonową29
    1. Wirować 200 μl roztworu polimetakrylanu metylu (PMMA) na podłożu krzemowym (Si) o grubości 1 × 1 cm z prędkością 2 500 obr./min przez 1 minutę, aby utworzyć cienką warstwę.
    2. Piec folię PMMA na podłożu Si w temperaturze 180 °C przez 2 minuty.
    3. Napisz zaprojektowany nanowzór na folii PMMA za pomocą skupionej wiązki elektronów w dawce obszarowej 300 μC/cm2.
    4. Rozwijaj nanowzorzec PMMA w wywoływaczu przez 80 sekund.
    5. Osadzać nanowzór PMMA warstwą niklu o grubości 50 nm za pomocą parownika wiązki elektronicznej przy napięciu wyjściowym 10 kV, prądzie emisji 0,5 mA i szybkości stapiania 0,5 A/sek.
    6. Zdjąć część z PMMA w 20 ml zmywaczu o temperaturze 80 °C na 20 minut.
    7. Reaktywne wytrawianie jonowe (RIE) nanowzoru w podłożu Si, aby uzyskać formę Si o pożądanej głębokości.
      UWAGA: Mieszanina gazów tetrafluorometanu (CF4)/tlenu (O2) (90%/10%) przy mocy plazmy sprzężonej indukcyjnie (ICP) 400 W i mocy RIE 150 W służy do wytrawiania podłoża Si na głębokość 560 nm.
  2. Silanizuj pleśń Si
    1. Umieścić szklane szkiełko nakrywkowe i formę Si na szalce Petriego PS o średnicy 100 mm i przenieść je do szklanego eksykatora umieszczonego w dygestorium.
    2. Upuść 10 μl 1H,1H,2H,2H-perfluorooktylotrichlorosilanu na szkiełko nakrywkowe.
      Uwaga: 1H,1H,2H,2H-Perfluorooktylotrichlorosilan może powodować działanie na skórę i poważne uszkodzenie oczu. Nosić odpowiednie środki ochrony osobistej (PPE).
    3. Przykryj częściowo szalkę Petriego.
    4. Utrzymuj eksykator w próżni przez 5 godzin w dygestorium, aby zakończyć silanizację formy Si.
  3. Przygotowanie prepolimeru PDMS
    1. Odważyć 10 g żywicy PDMS i 1,05 g utwardzacza w jednorazowej łódce wagowej.
    2. Dokładnie wymieszaj prepolimer PDMS za pomocą plastikowej łyżki.
    3. Odgazować prepolimer PDMS w plastikowym eksykatorze pod próżnią przez około 20 minut, aż do uzyskania klarownej mieszaniny.
  4. Replikowanie form PDMS
    1. Umieść silanizowaną formę Si na szalce Petriego o średnicy 60 mm.
    2. Wlej prepolimer PDMS na formę Si na szalce Petriego.
    3. Umieść szalkę Petriego w plastikowym eksykatorze i odgazowuj przez około 10 minut, aż wszystkie pęcherzyki znikną.
    4. Przenieść szalkę Petriego na płytkę grzejną i utwardzić prepolimer PDMS w temperaturze 70 °C przez 4 godziny.
    5. Ostrożnie oderwij formę PDMS od formy Si za pomocą pęsety.
      UWAGA: Formy PDMS można przechowywać w warunkach otoczenia do jednego tygodnia. Po utwardzeniu w formach PDMS30 znajdują się pewne nieusieciowane cząsteczki żywicy PDMS i resztkowy utwardzacz. Cząsteczki o niskiej masie cząsteczkowej będą z czasem stopniowo dyfundować i gromadzić się na powierzchni. Ma to wpływ na właściwości topograficzne i mechaniczne powierzchni PDMS31. Dyfuzja nie jest znacząca w ciągu jednego tygodnia.

2. Zszywanie form PDMS w dużą, pojedynczą formę

  1. Przygotuj wiele form PDMS, powtarzając Krok 1.4.
    UWAGA: Za każdym razem waż tę samą ilość mieszaniny PDMS, aby uzyskać formy PDMS o tej samej grubości.
  2. Określ orientację anizotropowych nanowzorów PDMS, takich jak nanosiatki, pod mikroskopem optycznym i zaznacz ją na odwrocie form PDMS za pomocą markera.
    UWAGA: Nie jest konieczne oznaczanie orientacji izotropowej nanotopografii, takiej jak nanofilary.
  3. Oczyść podłoże Si etanolem w dygestoriach i osusz je sprężonym powietrzem.
  4. Odetnij niewzorzyste obszary każdej formy PDMS za pomocą ostrza.
    UWAGA: W przypadku form PDMS, które zostaną umieszczone na obrzeżach zszytej formy, należy odciąć tylko niewzorzyste obszary stykające się z innymi.
  5. Umieść przyciętą formę PDMS z nanowzorem skierowaną w dół po lustrzanej stronie podłoża Si, a następnie wyrównaj inne formy blisko, ale nie dotykając otaczających form.
  6. Przygotuj warstwę kleju PDMS
    1. Odlać 1 g odgazowanego prepolimeru PDMS (stosunek żywicy PDMS do utwardzacza: 10:1,05) na czystym szkiełku podstawowym (7,5 cm × 2,5 cm), aby utworzyć warstwę o grubości 0,5 mm.
    2. Piecz warstwę PDMS w temperaturze 100 °C na płycie grzejnej przez 3-5 minut. Użyj igły, aby dotknąć warstwy i upewnić się, że warstwa jest częściowo, ale nie całkowicie, utwardzona.
      UWAGA: Częściowo utwardzony PDMS nie może płynąć jak nieutwardzony prepolimer PDMS, ale jest lepki w porównaniu z utwardzonym PDMS.
  7. Umieść warstwę PDMS na odwrocie wyrównanych form PDMS i szybko odwróć ten zespół i przenieś go na płytę grzejną.
  8. Zastosuj siłę ściskającą (5 kPa) za pomocą metalowego klocka na górze zespołu, aby zapewnić dobry kontakt między warstwą kleju PDMS a tylną stroną form PDMS i utwardź warstwę kleju PDMS w temperaturze 100 °C przez 1 godz.
    UWAGA: Ostrożnie wyreguluj położenie metalowego bloku, aby uniknąć przechylenia zespołu.
  9. Usuń metalowy blok i oderwij pojedynczą, zszytą formę PDMS od podłoża Si.

3. Generowanie formy wzorcowej na podłożach PS

Uwaga: Zszywana forma PDMS unieruchomiona na szkiełku podstawowym może być wykorzystana do wygenerowania formy wzorcowej na płycie PS lub cienkiej folii PS, z której można wytworzyć robocze podłoża nanowzorzyste.

  1. Generowanie formy wzorcowej na płycie PS
    1. Przygotuj płytę PS
      1. Suszyć granulki PS w piecu próżniowym w temperaturze 80 °C przez dwa dni.
      2. Rozgrzej prasę w temperaturze 230 °C.
      3. Zamontuj aluminiową płytę, arkusz politetrafluoroetylenu (PTFE) i aluminiową przekładkę w kolejności od dołu do góry.
      4. Załaduj pellet 3,5 g PS do aluminiowej przekładki z kwadratowym otworem 3 cm (dł.) × 3 cm (szer.) × 0,3 cm (wys.
        UWAGA: Przekładka jest o około 0,1 cm grubsza niż formy PDMS, a zatem końcowe nanowzorzyste podłoże PS ma grubość około 0,1 cm.
      5. Umieść kolejny arkusz PTFE, a następnie kolejną aluminiową płytkę na aluminiowej przekładce.
      6. Umieść zespół w prasie.
      7. Podgrzewaj granulki PS w temperaturze 230 °C przez 30 minut.
      8. Wywierać nacisk ściskający (0,1 MPa) na zespół przez 5 minut.
      9. Zwolnij ciśnienie, a następnie ponownie zastosuj ciśnienie ściskające 0,5 MPa na zespół.
      10. Powtórzyć krok 3.1.1.9 ze wzrostem ciśnienia o 0,5 MPa, aż do osiągnięcia pożądanego ciśnienia 1,5 MPa.
      11. Wyłączyć grzałkę prasy i schłodzić ją poniżej 70 °C przy stałym ciśnieniu 1,5 MPa.
      12. Wyjmij zespół i przechowuj płytkę PS w piecu próżniowym w temperaturze 80 °C, aby zapobiec ponownemu przedostawaniu się wilgoci do płyty PS.
    2. Nanonadrukuj zszytą formę PDMS na płycie PS
      1. Umieść płytkę PS w aluminiowym zestawie dystansowym na 3-calowym waflu Si.
        UWAGA: Wewnętrzne wymiary podkładki dystansowej są takie same jak wymiary płyty PS, więc płytka PS pasuje bezpośrednio do podkładki dystansowej.
      2. Podgrzej płytę PS na płycie grzejnej w temperaturze 250 °C przez 30 minut.
      3. Połóż zszytą formę PDMS z nanowzorami zadrukowaną do dołu na stopionej płytce PS.
        UWAGA: Jedna strona formy PDMS najpierw styka się z powierzchnią płyty PS, a druga strona jest stopniowo opuszczana w kontakcie z powierzchnią PS, aby uniknąć tworzenia się pęcherzyków powietrza na interfejsie.
        Ostrzeżenie: Powierzchnia płyty grzejnej jest gorąca. Nosić rękawice termiczne podczas procesu nanoimprintingu.
      4. Umieść aluminiową płytkę na szklanym szkiełku zszytej formy PDMS.
      5. Zastosuj ciśnienie ściskające (12,5 kPa) za pomocą metalowych klocków na płycie aluminiowej i odczekaj 3 min.
        UWAGA: Upewnij się, że aluminiowa płyta nie jest przechylona.
      6. Podnieś i wymień metalowy blok z aluminiowej płyty i zwiększ ciśnienie ściskania do 25 kPa.
      7. Powtórzyć krok 3.1.2.6 przy ciśnieniu zwiększonym do 50 kPa.
        UWAGA: Ten krok ma na celu usunięcie powietrza uwięzionego między formą PDMS a płytą PS.
      8. Utrzymuj temperaturę płyty grzejnej między 240 a 250 °C pod stałym ciśnieniem 50 kPa przez 15 minut.
      9. Wyłącz płytę grzejną i ostudź całą konfigurację.
        UWAGA: Wentylator może być użyty do przyspieszenia procesu chłodzenia.
      10. Usuń metalowe klocki, gdy temperatura spadnie poniżej 50 °C i ostrożnie oderwij zszytą formę PDMS od płyty PS.
        UWAGA: Substrat PS ma odwrócone nanowzorce i może być używany jako forma wzorcowa do produkcji działających podłoży PDMS.
  2. Wygeneruj formę wzorcową na cienkiej folii PS
    1. Przygotuj cienką folię PS
      1. Rozpuścić 1 g PS w 10 ml toluenu pod wyciągiem.
        Uwaga: Toluen może powodować podrażnienie skóry i poważne uszkodzenie oczu, a także może powodować uszkodzenie narządów poprzez długotrwałe lub powtarzające się narażenie. Nosić odpowiednie środki ochrony osobistej.
      2. Wirować 1 ml roztworu PS na 2-calowej płytce z prędkością 2,500 obr./min przez 1 minutę, aby utworzyć cienką warstwę PS o grubości ~1 μm.
      3. Odparuj toluen z folii, umieszczając folię PS na płytce Si w dygestoriach na 3 dni.
      4. Cienką warstwę PS wyżarzać w piecu próżniowym w temperaturze 80 °C przez noc.
    2. Nanonadruk formy PDMS na cienkiej folii PS
      1. Umieść zszytą formę PDMS z nanotopografią zadrukowaną do dołu na cienkiej folii PS, która jest ustawiona na płycie grzejnej.
      2. Zastosuj nacisk ściskający 12 kPa na formę PDMS za pomocą metalowych bloków po szklanej stronie formy PDMS.
      3. Zwiększyć temperaturę płyty grzejnej do 180 °C i utrzymywać ją przez 15 min.
        Uwaga: Stopiony film PS może pełnić funkcję smaru. Zwróć uwagę, aby metalowe klocki nie zsuwały się.
      4. Wyłącz płytę grzejną i ostudź całą konfigurację.
        UWAGA: Wentylator może być użyty do przyspieszenia procesu chłodzenia.
      5. Usuń metalowe klocki, gdy temperatura spadnie poniżej 50 °C i ostrożnie oderwij zszytą formę PDMS od folii PS.
        UWAGA: Nanowzorzysta folia PS posłuży jako forma wzorcowa do produkcji działających podłoży PDMS.

4. Nanotopograficzna modulacja zachowania komórek

Uwaga: Ludzkie komórki nabłonkowe są hodowane na reprezentatywnych nanotopografiach w celu wykazania nanotopograficznej modulacji rozprzestrzeniania się komórek.

  1. Odlewane podłoża robocze PDMS z formy głównej wygenerowanej z kroku 3.1 lub 3.2, w zależności od zastosowania.
  2. Za pomocą wydrążonego stalowego stempla łukowego pokrój nanowzorzyste podłoża PDMS na krążki, aby pasowały do konfiguracji określonej płytki wielodołkowej (np. płytki 24-dołkowej).
  3. Użyj pęsety, aby umieścić krążki PDMS w dołkach płytki wielodołkowej.
  4. Sterylizuj podłoża PDMS przy użyciu 70% etanolu, a następnie ekspozycji na promieniowanie UV, każdy przez 30 minut.
  5. Umyj podłoża PDMS 1x sterylnym roztworem soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS) trzy razy.
  6. Pokryj substraty PDMS białkiem macierzy zewnątrzkomórkowej (tj. 20 μg/ml fibronektyny) przez 30 minut w temperaturze pokojowej.
  7. Przepłukać podłoża PDMS trzykrotnie sterylnym PBS, każdy przez 5 minut.
  8. Zawiesić ludzką komórkę raka płuc A549 w zmodyfikowanym pożywce orła firmy Dulbecco z 10% płodową surowicą bydlęcą i policzyć komórki za pomocą hemocytometru.
  9. Na podłożach PDMS należy umieścić komórki o gęstości wysiewu 2 000 komórek/cm2 i hodować je w temperaturze 37 °C w wilgotnej atmosferze zawierającej 5%CO2 przez jeden dzień.
  10. Umyj komórki trzykrotnie PBS.
  11. Utrwal komórki w mieszaninie 4% paraformaldehydu i 2% aldehydu glutarowego w PBS przez 4 godziny i odwodnij komórki za pomocą suszarki do punktu krytycznego CO2 do skanowania elektronicznej obserwacji mikroskopowej29,
    Uwaga: Paraformaldehyd i aldehyd glutarowy mogą powodować poważne oparzenia skóry i uszkodzenie oczu. Pracuj w kapturze chemicznym i noś odpowiednie środki ochrony osobistej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Technika ściegu może generować duży obszar nanowzorzystych substratów z wysoką wiernością. Rysunki 1a i 1b przedstawiają duży obszar nanowzorów przeniesionych z zszytej formy PDMS odpowiednio na płytkę PS i cienką warstwę PS na podłożu Si. Porównanie oryginalnej formy zapisanej przez EBL (rysunek 1c) z końcowym substratem roboczym PDMS (rysunek 1d) potwierdza, że nanowzorce zapisane w EBL mogą być wiernie przeniesione na ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiamy prostą, niedrogą, a jednocześnie wszechstronną metodę generowania dużego obszaru podłoża o nanowzorze. Aby wiernie rozwinąć wysoce zdefiniowane nanowzorce, należy zwrócić dużą uwagę na kilka krytycznych kroków. Pierwszym z nich jest przycięcie wielu form PDMS. Niewzorzyste obszary form PDMS muszą zostać usunięte. Dodatkowo ścianki boczne form powinny być jak najbardziej idealnie przycięte w pionie, aby zminimalizować przerwy między formami. Łącznie można zmniejszyć część obszarów bez wzoru w końcowej formie...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była częściowo wspierana przez NSF CBET 1227766, NSF CBET 1511759 i Byars-Tarnay Endowment. Z wdzięcznością dziękujemy za korzystanie ze Wspólnych Obiektów Badawczych Uniwersytetu Zachodniej Wirginii, które są częściowo wspierane przez NSF EPS-1003907.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Emisja pola JEOL SEMJEOLJSM-7600F
Parownik e-beamKurt J. LeskerModel: Parownik e-beam LAB 18osadzanie niklu
Trion Minilock III ICP/RIETrion technologyModel: Minilock-phantom III
Prasaprasowa PHIForma: SQ-230H
Powlekarka wirowaLaurell TechnologieModuł: WS-400A-6NPP-LITE
Krytyczna suszarka CO2TousimisModle: Autosamdri-815
Wafel krzemowyUniversity Wafer1080
Płyty aluminioweMcMaster-carr9057K123
Arkusze teflonoweMcMaster-carr8711K92
Szalka Petriego 100 mmFALCON
Szalka Petriego 60 mmFALCON353004
Szkiełko nakrywkowe szklaneFisher Scientific12-542-B
Szkiełko szklaneFisher Scientific12-550-34
Jednorazowe łódki wagoweFisher Scientific13-735-743
Eksykator szklanyFisher Scientific02-913-360
Plastikowy eksykatorBel-Art ProductsF42025-000
Płyta grzejnaFisher Scientific1110049SH
PęsetaTed Pella, inc.5726
BladeFisher ScientificS17302
Klocki metaloweMcMaster-carr
PunchBrettuns Village Leather Craft SuppliesDziurkacz
Poli(metakrylan metylu)MicroChem495 PMMA A4
PDMSDow CorningSylgard 184 zestaw
PolistyrenDow ChemicalStyron 685D
1H,1H,2H,2H-perfluorooktylometylodichlorosilanOakwood Chemical7142
DeveloperMicroChemMIBK/IPA w stosunku
RemoverMicroChemRemover PG
EtanolFisher ScientificBP2818500
ToluenFisher ScientificT324-500
Solanka solankowa buforowana fosforanamiSigma AldrichD8537
Dulbecco' s zmodyfikowana pożywka orłaSigma AldrichD5796
Płodowa surowica bydlęcaAtlanta BiologicalsS11550
ParaformaldehydMikroskopia elektronowa Nauka15712-S
Aldehyd glutarowy Fisher ChemicalG151-1
FibronectinCorning356008
A549 komórkiATCCATCC CCL-185
EBL Prasa hydrauliczna 353003łukowy1: 3

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Silva, G. A., et al. Selective differentiation of neural progenitor cells by high-epitope density nanofibers. Science. 303 (5662), 1352-1355 (2004).
  2. Yim, E. K. F., Pang, S. W., Leong, K. W. Synthetic Nanostructures Inducing Differentiation of Human Mesenchymal Stem Cells into Neuronal Lineage. Exp. Cell Res. 313 (9), 1820-1829 (2007).
  3. Dalby, M. J., et al. The Control of Human Mesenchymal Cell Differentiation Using Nanoscale Symmetry and Disorder. Nat. Mater. 6 (12), 997-1003 (2007).
  4. Oh, S., et al. Stem Cell Fate Dictated Solely by Altered Nanotube Dimension. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 106 (7), 2130-2135 (2009).
  5. Brunetti, V., et al. Neurons Sense Nanoscale Roughness with Nanometer Sensitivity. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 107 (14), 6264-6269 (2010).
  6. McMurray, R., et al. Nanoscale Surfaces for the Long-term Maintenance of Mesenchymal Stem Cell Phenotype and Multipotency. Nat. Mater. 10 (8), 637-644 (2011).
  7. Yim, E. K. F., et al. Nanopattern-induced changes in morphology and motility of smooth muscle cells. Biomaterials. 26 (26), 5405-5413 (2005).
  8. Gerecht, S., et al. The Effect of Actin Disrupting Agents on Contact Guidance of Human Embryonic Stem Cells. Biomaterials. 28 (28), 4068-4077 (2007).
  9. Bettinger, C. J., Zhang, Z., Gerecht, S., Borenstein, J. T., Langer, R. Enhancement of in vitro Capillary Tube Formation by Substrate Nanotopography. Adv. Mater. 20 (1), 99-103 (2008).
  10. Thakar, R. G., Ho, F., Huang, N. F., Liepmann, D., Li, S. Regulation of vascular smooth muscle cells by micropatterning. Biochem. Biophys. Res. Commun. 307 (4), 883-890 (2003).
  11. Lee, M. R., et al. Direct differentiation of human embryonic stem cells into selective neurons on nanoscale ridge/groove pattern arrays. Biomaterials. 31 (15), 4360-4366 (2010).
  12. Moe, A. A. K., et al. Microarray with micro- and nano-topographies enables identification of the optimal topography for directing the differentiation of primary murine neural progenitor cells. Small. 8 (19), 3050-3061 (2012).
  13. Dang, J. M., Leong, K. W. Myogenic induction of aligned mesenchymal stem cell sheets by culture on thermally responsive electrospun nanofibers. Adv. Mater. 19 (19), 2775-2779 (2007).
  14. Dasgupta, N., et al. Thermal co-reduction approach to vary size of silver nanoparticle: its microbial and cellular toxicology. Environ. Sci. Pollut. Res. 23 (5), 4149-4163 (2016).
  15. Ranjan, S., et al. Microwave-irradiation-assisted hybrid chemical approach for titanium dioxide nanoparticle synthesis: microbial and cytotoxicological evaluation. Environ. Sci. Pollut. Res. 23 (12), 12287-12302 (2016).
  16. Deckman, H. W., Dunsmuir, J. H. Natural lithography. Appl. Phys. Lett. 41 (4), 377-379 (1982).
  17. Dalby, M. J., Riehle, M. O., Johnstone, H., Affrossman, S., Curtis, A. S. G. In vitro Reaction of Endothelial Cells to Polymer Demixed Nanotopography. Biomaterials. 23 (14), 2945-2954 (2002).
  18. Gates, B. D., et al. New approaches to nanofabrication: molding, printing, and other techniques. Chem. Rev. 105 (4), 1171-1196 (2005).
  19. Yin, Y., Lu, Y., Gates, B., Xia, Y. Template-Assisted Self-Assembly: A Practical Route to Complex Aggregates of Monodispersed Colloids with Well-Defined Sizes, Shapes, and Structures. J. Am. Chem. Soc. 123 (36), 8718-8729 (2001).
  20. Tada, Y., et al. Directed Self-Assembly of Diblock Copolymer Thin Films on Chemically-Patterned Substrates for Defect-Free Nano-Patterning. Macromolecules. 41 (23), 9267-9276 (2008).
  21. Cheng, J. Y., Rettner, C. T., Sanders, D. P., Kim, H. C., Hinsberg, W. D. Dense self-assembly on sparse chemical patterns: rectifying and multiplying lithographic patterns using block copolymers. Adv. Mater. 20 (16), 3155-3158 (2008).
  22. Colburn, M., et al. Step and flash imprint lithography: a new approach to high-resolution patterning. Proc. SPIE. 3676 ((Pt. 1, Emerging Lithographic Technologies III)), 379-389 (1999).
  23. Ahn, S. H., Guo, L. J. High-speed roll-to-roll nanoimprint lithography on flexible plastic substrates. Adv. Mater. 20 (11), 2044-2049 (2008).
  24. Vieu, C., et al. Electron beam lithography: resolution limits and applications. Appl. Surf. Sci. 164, 111-117 (2000).
  25. Nagase, T., Gamo, K., Kubota, T., Mashiko, S. Direct fabrication of nano-gap electrodes by focused ion beam etching. Thin Solid Films. 499 (1-2), 279-284 (2006).
  26. Juodkazis, S., et al. Two-photon lithography of nanorods in SU-8 photoresist. Nanotechnology. 16 (6), 846(2005).
  27. Yang, Y., Leong, K. W. Nanoscale surfacing for regenerative medicine. Wiley Interdiscip. Rev. Nanomed. Nanobiotechnol. 2 (5), 478-495 (2010).
  28. Yang, Y., Kulangara, K., Sia, J., Wang, L., Leong, K. W. Engineering of a Microfluidic Cell Culture Platform Embedded with Nanoscale Features. Lab Chip. 11 (9), 1638-1646 (2011).
  29. Wang, K., et al. Nanotopographical modulation of cell function through nuclear deformation. Acs Appl. Mater. Inter. 8 (8), 5082-5092 (2016).
  30. Lee, J. N., Park, C., Whitesides, G. M. Solvent Compatibility of Poly(dimethylsiloxane)-Based Microfluidic Devices. Anal. Chem. 75 (23), 6544-6554 (2003).
  31. Yang, Y., Kulangara, K., Lam, R. T. S., Dharmawan, R., Leong, K. W. Effects of Topographical and Mechanical Property Alterations Induced by Oxygen Plasma Modification on Stem Cell Behavior. ACS Nano. 6 (10), 8591-8598 (2012).
  32. Hua, F., et al. Polymer Imprint Lithography with Molecular-Scale Resolution. Nano Lett. 4 (12), 2467-2471 (2004).
  33. Delamarche, E., Schmid, H., Michel, B., Biebuyck, H. Stability of molded polydimethylsiloxane microstructures. Adv. Mater. 9 (9), 741-746 (1997).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Nanopatterned SubstratesStitch TechniquePDMS Mold AssemblyNanoimprinting ProcessSoft LithographyPolystyrene SubstratesCell Spreading AnalysisNanotopography ModulationFocal Adhesion ProteinsA549 Lung Cancer

Powiązane artykuły