Chirurgia bariatryczna jest najskuteczniejszym sposobem na zmniejszenie masy ciała i śmiertelnych powikłań metabolicznych (cukrzyca, otyłość i dyslipidemia) często związanych z chorobliwą otyłością. Mysie modele chirurgii bariatrycznej stanowią unikalny atut w rozszyfrowywaniu mechanizmów molekularnych stojących za korzystnym wpływem tych operacji na cukrzycę, nadciśnienie i dyslipidemię.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Techniki rękawowej resekcji żołądka i zmodyfikowanego obejścia żołądka Roux-en-Y u myszy
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Otyłość jest poważnym problemem zdrowia publicznego, występującym od 4 do 28% u mężczyzn i od 6,2 do 36,5% u kobiet w Europie (od 2003 do 2008). Chorobliwa otyłość jest często związana z powikłaniami metabolicznymi, takimi jak cukrzyca typu 2, nadciśnienie i dyslipidemia, skracając oczekiwaną długość życia i jego jakość. Wobec braku skutecznych metod leczenia nieinwazyjnego, chirurgia bariatryczna jest cenną opcją terapeutyczną dla pacjentów z otyłością olbrzymią (wskaźnik masy ciała (BMI) >40 kg/m2), prowadzącą do długotrwałej, trwałej utraty masy ciała i poprawy powikłań metabolicznych. Jednak mechanizmy komórkowe i molekularne leżące u podstaw korzystnych efektów chirurgii bariatrycznej nie są jeszcze w pełni poznane. Ze względu na liczne dostępne genetycznie modyfikowane szczepy, model mysi jest najwygodniejszym modelem zwierzęcym do badania mechanizmów molekularnych stojących za plejotropowymi korzystnymi skutkami operacji bariatrycznych. W tym miejscu szczegółowo opisaliśmy zoptymalizowane metody opieki zdrowotnej i protokoły chirurgiczne u myszy dla dwóch najczęściej stosowanych operacji bariatrycznych: rękawowej resekcji żołądka i zmodyfikowanego obejścia żołądka Roux-en-Y. Rozszyfrowanie mechanizmów molekularnych leżących u podstaw efektów terapeutycznych operacji bariatrycznych daje nadzieję na zidentyfikowanie nowych celów terapeutycznych.
Wprowadzenie
Światowa pandemia otyłości i cukrzycy jest niszczycielska pod względem nasilenia. Ponad dwa miliardy dorosłych na całym świecie (30% populacji) ma nadwagę (BMI >25 kg/m2) lub otyłość (BMI >30 kg/m2)1. Może to towarzyszyć powikłaniom metabolicznym, takim jak cukrzyca typu 2, nadciśnienie i dyslipidemia, co prowadzi do zwiększonej zachorowalności i śmiertelności. Otyłość zwiększa ogólną śmiertelność i częstość występowania raka2. Ze względu na brak skutecznych metod leczenia nieinwazyjnego, chirurgia bariatryczna jest jedyną opcją, która może prowadzić do długotrwałej, trwałej utraty wagi3,4. Opracowano wiele różnych metod chirurgicznych, ale rękawowa resekcja żołądka (SG) i pomostowanie żołądka Roux-en-Y (RYGB) to dwie procedury najczęściej stosowane w praktyce klinicznej. Podczas zabiegu SG usuwa się 80% początkowej objętości żołądka; Tak więc ta technika jest jedną z restrykcyjnych operacji, która poprawia uczucie sytości. RYGB jest jedną z technik restrykcyjno-malabpcyjnych. Podczas RYGB tworzy się mała torebka żołądkowa (1-2% całkowitej objętości żołądka), a jelito jest przegrupowywane w kształt litery Y, co opóźnia trawienie i wchłanianie składników odżywczych. Te dwie techniki prowadzą do znacznego zmniejszenia masy ciała i ogólnej poprawy często występujących chorób współistniejących (np. nadciśnienia, cukrzycy typu 2 i dyslipidemii)3, z wyższą skutecznością obserwowaną w RYGB. Jednak mechanizmy molekularne stojące za plejotropowymi korzystnymi skutkami operacji bariatrycznych często nie są w pełni wyjaśnione. Ze względu na liczne dostępne szczepy modyfikowane genetycznie, model mysi jest najwygodniejszym modelem zwierzęcym do badania tych mechanizmów molekularnych.
Jednak procedury bariatryczne są trudne do bezpośredniego dostosowania do małych modeli zwierzęcych i wymagają wysokiej zręczności chirurgicznej. Podczas gdy SG można łatwo wykonać u gryzoni o bardzo dobrym wskaźniku przeżywalności, RYGB jest śmiertelny u myszy z powodu ciężkiej niedrożności jelit5. Aby przeciwdziałać temu problemowi, zaproponowano różne zmodyfikowane techniki RYGB, w szczególności oesojejunostomy5. Tutaj przedstawiamy inną alternatywę: gastrojejunostomię bez wycięcia żołądka. Ten zmodyfikowany RYGB odtwarza większość korzystnych efektów obserwowanych u ludzi (tj. znaczną redukcję masy ciała oraz poprawę homeostazy glukozy i lipidów).
Ten manuskrypt ma na celu podsumowanie i omówienie technicznych i eksperymentalnych szczegółów SG i RYGB u myszy oraz ułatwienie tych procedur za pomocą filmów. Szczególny nacisk zostanie położony na optymalizację przedoperacyjnych i pooperacyjnych protokołów opieki zdrowotnej, które pozwalają na zmniejszenie niedoborów witamin i żelaza.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Zwierzęta i pomieszczenia: Zdobądź 8-tygodniowe samce myszy C57Bl/6. W wieku 10 tygodni należy zapewnić myszom C57Bl/6 swobodny dostęp do wody i dietę wysokotłuszczową (dieta DIO: 35% kcal z tłuszczu, 25,8% kazeiny, 1,30% mineralnego AIN, 1,30% witamin, 1,70% fosforanu dwuwapniowego, 0,7% węglanu wapnia, 2,10% cytrynianu potasu, 0,026% dwuwinianu choliny, 8,9% sacharozy, 0,384% cystyny, 6,5% celulozy, 31,7% smalcu, 3,3% oleju sojowego i 16,29% maltodekstryny) przez 8 (SG) lub 14 (RYGB) tygodni przed operacjami bariatrycznymi. Aby przyspieszyć przyrost masy ciała, podawaj myszom przeznaczonym do operacji RYGB (pozorowane i RYGB) wodę zawierającą 20% fruktozy (w/v) jako dodatek do diety wysokotłuszczowej.
Oświadczenie etyczne: Wszystkie opisane poniżej kroki protokołu są zgodne z wytycznymi Komitetu Etyki ds. Doświadczeń na Zwierzętach z Kraju Loary pod numerem zatwierdzenia 01953.01.
1. Ogólne przygotowanie przedoperacyjne
- Pościć myszy przez 6 godzin przed zabiegiem. Pokarm w diecie żelowej podawano 3 dni przed zabiegiem i wyłącznie jeden dzień przed zabiegiem. Wywołać znieczulenie w komorze z 5% izofluranem (0,4 l/min) iO2 (ditlenem; 0,4 l/min). Wykonaj test szczypania palców u stóp, aby potwierdzić, że znieczulenie jest skuteczne. Podawać leki przeciwbólowe (0,1 mg/kg buprenorfiny), antybiotyki (10 mg/kg marbofloksacyny) i prokinetyki (1 mg/kg metoklopramidu) we wstrzyknięciach podskórnych.
- Przydziel określony obszar roboczy do zabiegów chirurgicznych (z dala od ruchu laboratoryjnego i wentylatorów). Oczyść obszar operacyjny dedykowanymi środkami do dezynfekcji twardych powierzchni. Umieść poduszkę grzewczą w obszarze przestrzeni roboczej, aby utrzymać homeotermię myszy podczas operacji. Nałóż czysty, chłonny podkład na poduszkę grzewczą.
- Ogol brzuch od mostka do miednicy za pomocą elektrycznej maszynki do golenia. Owiń brzuch myszy wysterylizowaną folią spożywczą (rysunki 1A i 2A) i umieść mysz w pozycji leżącej na poduszce grzewczej.
- Nałóż maść weterynaryjną na oczy, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia. Umieść mysz w stożku nosowym i utrzymuj znieczulenie za pomocą 2% izofluranu (0,4 l/min) iO2 (0,4 l/min).
- Przed rozpoczęciem operacji załóż sterylny fartuch do badania, jednorazowy czepek do szorowania, maskę na twarz i sterylne rękawiczki. Otwórz autoklawowane opakowanie zawierające wysterylizowany zestaw narzędzi chirurgicznych, który jest wymagany na wszystkich etapach operacji. Wytnij okienko w wysterylizowanej folii i zdezynfekuj skórę 2 kolejnymi roztworami jodu powidonu.
2. Rękawowa resekcja żołądka: zabieg chirurgiczny
- Laparotomia medianowa (ryc. 1B)
- Pod mikroskopem dwuokularowym i skalpelem wykonaj nacięcie w linii środkowej od mostka do środka brzucha, aby otworzyć jamę brzuszną (nie uszkodzić mięśni brzucha). Chronić skórę sterylnym kompresem nasączonym roztworem soli fizjologicznej o temperaturze 37 °C.
- Ekspozycja żołądka (ryc. 1C)
- Delikatnie zmobilizuj żołądek za pomocą zwilżonych wacików. Uwolnij żołądek z bocznych ścisłych przyczepów tkanki łącznej za pomocą zwilżonych wacików lub mikronożyczek.
- Delikatnie całkowicie uzewnętrznij żołądek i umieść hemostatyczny kompres kolagenowy za żołądkiem. Zszyj naczynia odźwiernika i przełyku wzdłuż większej krzywizny żołądka za pomocą niewchłanialnych szwów 8.0, aby uniknąć przyszłego krwawienia (ryc. 1D i E). Uwaga: Stosowanie hemostatu może wywołać uszkodzenie tkanek, należy go stosować tylko na tkanki, które mają być wycięte.
- Resekcja okolicy serca żołądka (dno oka)
- Wykonaj gastrotomię na linii anatomicznej występującej między obszarem odźwiernika (ciałem) a obszarem serca żołądka (dnem) (ryc. 1F).
- Usuń resztki jedzenia za pomocą 2 zwilżonych bawełnianych wacików w kierunku każdej strony żołądka. Za pomocą mikronożyczek przeciąć żołądek wzdłuż granicy między dnem oka a trzonem żołądka (ryc. 1G).
- Naciśnij hemostatyczny kompres kolagenowy przez 2 minuty w przypadku dużego krwawienia. Zamknij otwór żołądka niewchłanialnymi szwami 8.0 od połączenia żołądkowo-przełykowego do końca nacięcia (ryc. 1H).
- Resekcja odźwiernika żołądka (ciała)
- Zakończ resekcję żołądka wzdłuż większej krzywizny, aby usunąć około 80% żołądka (ryc. 1I). Ujednolicić szerokość SG do 3 mm. Naciśnij hemostatyczny kompres kolagenowy przez 2 minuty w przypadku dużego krwawienia.
- Zamknij otwór w okolicy odźwiernika żołądka za pomocą niewchłanialnego szwu 8.0 (ryc. 1J). Delikatnie zwiń 2 zwilżone bawełniane waciki w kierunku każdej strony brzucha, aby upewnić się, że szew jest szczelny.
- W komplecie z niewchłanialnymi szwami 8.0 w przypadku przeciekania. Usuń hemostatyczne kompresy kolagenowe i wróć do żołądka do jamy brzusznej. Pozostaw hemostatyczny kompres kolagenowy na szwie.
- Zamknięcie brzucha
- Zamknij warstwę mięśniową ściany brzucha za pomocą 5,0 niewchłanialnych szwów (ryc. 1K). Zmniejsz znieczulenie, zmniejszając stężenie izofluranu do 1%. Zamknij skórę za pomocą niewchłanialnych szwów 5.0 (ryc. 1L).
3. Roux-en-Y Gastric Bypass: Zabieg chirurgiczny
- Laparotomia medianowa
- Pod mikroskopem dwuokularowym i skalpelem wykonaj nacięcie w linii środkowej od mostka do środka brzucha, aby otworzyć jamę brzuszną (nie uszkodzić mięśni brzucha). Chronić skórę sterylnym kompresem nasączonym roztworem soli fizjologicznej o temperaturze 37 °C (ryc. 2B).
- Kończyna żółciowo-trzustkowa i kończyna pokarmowa
- Eksternalizować jelito (ryc. 2C). Zmierz 8 cm od odźwiernika i wykonaj dwie ligatury jelita z 5,0 niewchłanialnymi szwami (ryc. 2D).
- Przeciąć jelito między dwiema ligaturami (ryc. 2E). Umieść bliższą kończynę dwóch końców w lewym górnym kwadrancie brzucha. Uwaga: Będzie on używany jako kończyna pokarmowa (ryc. 2F).
- Umieść dystalną kończynę obu końców skierowaną w stronę kończyny pokarmowej 6 cm poniżej kończyny bliższej (ryc. 2F).
UWAGA: Będzie to używane jako kończyna żółciowa.
- Jejuno-jejunostomia
- Przetnij zarówno kończynę proksymalną, jak i pętlę jelitową za pomocą mikronożyczek i wykonaj dwa nacięcia antykrezkowe o tej samej długości (ryc. 2G i 2H).
- Wykonaj zespolenie boki-bok za pomocą dwóch niewchłanialnych szwów 8.0. Najpierw wykonaj zespolenie po stronie grzbietowej (ryc. 2I), a następnie zespolenie po stronie brzusznej (ryc. 2J).
- Delikatnie zwiń 2 zwilżone waciki w kierunku każdej strony zespolenia, aby upewnić się, że szew jest szczelny. W komplecie z niewchłanialnymi szwami 8.0 w przypadku przeciekania.
- Gastro-jejunostomia
- Delikatnie zmobilizuj żołądek za pomocą zwilżonych wacików. Uwolnij żołądek z bocznych ścisłych przyczepów tkanki łącznej za pomocą zwilżonych wacików lub mikronożyczek.
- Delikatnie całkowicie uzewnętrznij żołądek, umieszczając za żołądkiem ponownie wchłanialny hemostatyczny kompres kolagenowy. Wykonaj podwiązanie odźwiernika za pomocą niewchłanialnego szwu 5.0 przeprowadzonego przez sieć za pomocą zakrzywionych mikrokleszczyków (ryc. 2K i 2L).
- Przetnij zarówno brzuszną stronę brzucha, 1,5 cm od odźwiernika, jak i dystalną kończynę za pomocą mikronożyczek, tworząc dwa nacięcia o tej samej długości (ryc. 2M).
- Wykonaj zespolenie boki-bok za pomocą dwóch niewchłanialnych szwów 8.0. Zacznij od zespolenia po stronie grzbietowej (ryc. 2N), a następnie wykonaj zespolenie po stronie brzusznej (ryc. 2O). Delikatnie zwiń 2 zwilżone waciki bawełniane w kierunku każdej strony zespolenia, aby upewnić się, że szew jest szczelny. W komplecie z niewchłanialnymi szwami 8.0 w przypadku przeciekania.
- Zamknięcie brzucha
- Zamknij warstwę mięśniową ściany brzucha za pomocą niewchłanialnych szwów 5.0 (ryc. 2P). Zmniejszyć znieczulenie, zmniejszając stężenie izofluranu do 1%. Zamknij skórę za pomocą niewchłanialnych szwów 5.0 (ryc. 2Q). Podawać 25 ml/kg ciepłego roztworu soli fizjologicznej we wstrzyknięciu podskórnym.
4. Ogólna opieka pooperacyjna
- Odstaw izofluran i kontynuuj przepływO2 0,8 l/min, aż mysz całkowicie się obudzi. Nie pozostawiaj myszy bez opieki, dopóki nie odzyska kontroli motorycznej, co jest sygnalizowane tym, że zwierzę zaczyna poruszać się po klatce i jest w stanie stać i chodzić bez upadku.
- Umieść mysz (tylko jedną mysz na klatkę) w inkubatorze w temperaturze 30 °C na 5 dni.
- Utrzymuj suplementację żelaza (0,5 mg/kg/dzień; wstrzyknięcie podskórne) i witamin (800 mg/180 ml w wodzie) u myszy RYGB do końca protokołu.
- Bezpłatny dostęp do diety żelowej (dieta żelowa o wysokiej zawartości tłuszczu: 10% smalcu, 10% cukru płynnego, 57% wody) przez 5 dni po zabiegu. Ponownie wprowadź stałą dietę 3 dni po zabiegu.
- Podskórnie wstrzykuje się buprenorfinę (0,1 mg/kg mc., dwa razy na dobę, od dnia 0 do dnia 3 po zabiegu), meloksykam (1 mg/kg mc., od dnia 0 do dnia 3 po zabiegu), metoklopramid (1 mg/kg mc., od dnia 0 do dnia 5 po operacji) i marbofloksacynę (10 mg/kg, od dnia 0 do dnia 3 po operacji).
5. Pooperacyjna ocena parametrów metabolicznych
- Pomiar spożycia pokarmu
- Pozwól myszom dojść do siebie przez 1 tydzień po zabiegu. Trzymaj myszy po jednej na klatkę. Odmierz ilość stałego pokarmu umieszczonego w klatce. Pozostałe jedzenie zważ 24 godziny później. Powtarzaj ten krok tak długo, jak to wymagane.
- Doustny test tolerancji glukozy
- Pościć myszy przez 6 godzin przed podaniem bolusa doustnego. Zbierz kroplę krwi z końcówki ogona i nałóż ją na pasek glukozy umieszczony w glukometrze, aby określić wartość stężenia glukozy we krwi w czasie 0.
- Podawać doustnie bolus z 20% roztworem D-glukozy (2 g/kg). Zmierz poziom glukozy we krwi po 15, 30, 60 i 120 minutach po zgłębniku.
- Analiza poziomu hemoglobiny
- Za pomocą systemu hematologicznego zmierz 20 μl świeżej krwi, aby pobrać próbkę poziomu hemoglobiny.
6. Eutanazja
- Znieczulić myszy, wstrzykując dootrzewnowo roztwór ksylazyny/ketaminy (10/80 mg/kg). Wykonaj zwichnięcie szyjki macicy. Zweryfikuj całkowitą eutanazję, upewniając się, że serce nie bije, a odruch mrugania gałką oczną został utracony .
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Warunki ogólne
Średni czas operacyjny procedury SG wynosił 49,3 ± 1,5 min. Usunięto 62,8 ± 5,0 mg żołądka, co stanowi około 80% jego masy. Żadna z myszy nie padła podczas operacji ani w ciągu kolejnych siedmiu dni. Jedna mysz (7,1%) padła 11tego dnia po operacji z powodu niedrożności żołądka spowodowanej przez bezoar.
Średni czas operacji w ...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Aby przezwyciężyć narastającą epidemię otyłości, pierwsze zabiegi chirurgii bariatrycznej pojawiły się w latach 60. w Stanach Zjednoczonych. Od tego czasu liczba zabiegów wykonywanych każdego roku na całym świecie stale rośnie, a obecnie techniki te stanowią najlepszą opcję terapeutyczną w leczeniu otyłościolbrzymiej 6. Spośród opracowanych procedur SG i RYGB są dwiema najpopularniejszymi metodami stosowanymi w praktyce klinicznej4. Modele zwierzęce, w szczególności gryzoni...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.
Podziękowania
Dziękujemy Gillesowi Mithieux i Aude Barataud (INSERM U1213, Lyon, Francja) oraz Marie Liabeuf i Stephanie Lemarchand-Minde (Animal facility, l'Institut du Thorax, Nantes, Francja) za ich pomoc w opracowaniu protokołu opieki nad zwierzętami. Prace te były wspierane przez granty z La région des Pays de la Loire, Fondation d'Avenir i Casden Bank. Chcielibyśmy podziękować Catherine Postic, Fadili Benhamed i Michelle Caüzac z l'institut Cochin za ich gościnność i pomoc podczas procesu filmowania.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Leki | |||
| wysokotłuszczowy dieta | DIO | dieta Bezpieczny | |
| Izofluran | Forane | Baxter | |
| Buprenorphin | Buprecare | Animalcare | |
| Marbofloksacyna | Marbocyl | Vetoquinol | |
| Cytrynian żelaza amonu, witaminy PP-B12 | Fercobsang | Vetoquinol | |
| Witaminy A-D3-E-K-B | Vita Rongeur | Virbac | |
| NaCl 0,9% | NaCl 0,9% | ||
| Povidone roztwór | Betadine Scrub | Betadine | |
| Povidone roztwór | Betadine Roztwór Betadine | ||
| Carboptol 980 NF | Ocrygel | TVM | |
| Nazwa | Referencje | Company | >Komentarze |
| Sutures | |||
| Prolene® | 8,0, 6,5 mm | Ethicon | |
| Prolene® | 5.0, 13 mm | Ethicon | |
| Nazwa | Referencje | Firma | Uwagi |
| Sprzęt chirurgiczny | |||
| Nożyczki | FST | ||
| Uchwyt igły | Olsen-Hegar | FST | |
| Mikro nożyczki | Vannas | FST | |
| Mikro kleszcze | Graefe | FST | |
| Mikro kleszcze zakrzywione | Graefe | FST | |
| Zakrzywiony mikro uchwyt na igły | Castroviejo | FST | |
| Hemostatyczny kompres kolagenowy | Pangen | Urgo | |
| Podkłady chłonne | VWR | ||
| mocny>Nazwa | Referencje | Firma | Komentarze |
| Specjalistyczne urządzenia | |||
| system hematologiczny | Hemavet 950FS | Hemavet | |
| Paski glukozy i glukometr | One touch Verio | Life skan | |
| Mikroskop stereoskopowy | MZ6 | Leica |
Bibliografia
- Ng, M., Fleming, T., et al. Global, regional, and national prevalence of overweight and obesity in children and adults during 1980-2013: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2013. The Lancet. 384 (9945), 766-781 (2014).
- Calle, E. E., Thun, M. J., Petrelli, J. M., Rodriguez, C., Heath, C. W. Body-mass index and mortality in a prospective cohort of U.S. adults. The New England Journal of Medicine. 341 (15), 1097-1105 (1999).
- Sjöström, L., Lindroos, A. K., et al. Lifestyle, diabetes, and cardiovascular risk factors 10 years after bariatric surgery. The New England Journal of Medicine. 351 (26), 2683-2693 (2004).
- Buchwald, H., Avidor, Y., et al. Bariatric surgery: a systematic review and meta-analysis. JAMA. 292 (14), 1724-1737 (2004).
- Yin, D. P., Gao, Q., et al. Assessment of different bariatric surgeries in the treatment of obesity and insulin resistance in mice. Annals of surgery. 254 (1), 73-82 (2011).
- Buchwald, H., Oien, D. M. Metabolic/Bariatric Surgery Worldwide 2008. Obesity Surgery. 19 (12), 1605-1611 (2009).
- Liu, W., Zassoko, R., et al. Establishment of duodenojejunal bypass surgery in mice: A model designed for diabetic research. Microsurgery. 28 (3), 197-202 (2008).
- Lan, Z., Zassoko, R., et al. Development of techniques for gastrojejunal bypass surgery in obese mice. Microsurgery. , (2010).
- Schlager, A., Khalaileh, A., et al. A mouse model for sleeve gastrectomy: Applications for diabetes research. Microsurgery. 31 (1), 66-71 (2011).
- Troy, S., Soty, M., et al. Intestinal Gluconeogenesis Is a Key Factor for Early Metabolic Changes after Gastric Bypass but Not after Gastric Lap-Band in Mice. Cell Metabolism. 8 (3), 201-211 (2008).
- Seyfried, F., Lannoo, M., et al. Roux-en-Y gastric bypass in mice--surgical technique and characterisation. Obesity surgery. 22 (7), 1117-1125 (2012).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
