Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Test CApillary FEeder mierzy spożycie pokarmu u Drosophila melanogaster

19.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/55024

⸱

17 marca 2017

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Institute of Zoology, Albertus-Magnus University of Cologne, 2Department of Veterinary Biomedical Sciences, Western College of Veterinary Medicine, University of Saskatchewan

W tym artykule

Podsumowanie

Test CApillary FEeder (CAFE) jest prostą, niedrogą i wysoce niezawodną metodą badania mechanizmów leżących u podstaw przyjmowania pokarmu. Stosowany w połączeniu z wysoce wszechstronnym modelem genetycznym Drosophila melanogaster, stanowi potężny środek do uzyskania nowego wglądu w mechanizmy regulacyjne przyjmowania pokarmu.

Streszczenie

Dla większości zwierząt, karmienie jest niezbędnym zachowaniem zapewniającym przetrwanie i wpływa na rozwój, lokomocję, zdrowie i reprodukcję. Spożywanie odpowiedniego rodzaju i ilości pokarmu ma zatem duży wpływ na jakość życia. Badania nad zachowaniami żywieniowymi koncentrują się na podstawowych procesach, które zapewniają rzeczywiste odżywianie i odkrywają rolę czynników regulujących wewnętrzną homeostazę energetyczną i neuronalne podstawy podejmowania decyzji. Organizm modelowy Drosophila melanogaster, dzięki ogromnej różnorodności genetycznie identyfikowalnych narzędzi do znakowania i manipulowania pojedynczymi neuronami, umożliwia mapowanie sieci neuronalnych i identyfikację molekularnych kaskad sygnalizacyjnych zaangażowanych w regulację przyjmowania pokarmu. W niniejszym raporcie przedstawiono test CApillary FEeder (CAFE) i pokazano, jak mierzyć spożycie pokarmu w grupie much w przedziale czasowym od godzin do dni. Ten łatwy w użyciu test składa się ze szklanych kapilar wypełnionych płynnym pokarmem, do którego muchy mogą swobodnie mieć dostęp i żywić się. Spożycie żywności w teście jest dokładnie określane za pomocą prostych narzędzi pomiarowych. W tym artykule opisujemy krok po kroku metodę od przygotowania do pomyślnego wykonania testu CAFE i podajemy praktyczne przykłady analizy spożycia pokarmu przez grupę much w kontrolowanych warunkach. Czytelnik jest prowadzony przez możliwe ograniczenia testu oraz oceniane są zalety i wady metody w porównaniu z innymi testami żywieniowymi u D. melanogaster.

Wprowadzenie

Jedzenie jest niezbędne; jednak deregulacja spożycia pokarmu skutkująca zaburzeniami odżywiania, takimi jak bulimia, anoreksja czy ogólna tendencja do przejadania się, nakłada koszty na jednostki i społeczeństwo1,2,3. Celem niniejszego badania jest odkrycie mechanizmów regulacyjnych przyjmowania pokarmu oraz opracowanie strategii unikania powstawania zaburzeń. Liczne badania z wykorzystaniem organizmów modelowych ssaków dostarczyły nowych informacji na temat obwodów i roli systemów sygnalizacyjnych w zaburzeniach odżywiania4,5,6. Niemniej jednak nasza wiedza na temat neuronalnych i molekularnych podstaw tych zaburzeń pozostaje daleka od kompletności. W ostatnich latach muszka owocowa Drosophila melanogaster stała się cennym systemem modelowym do odkrywania podstawowych mechanistycznych spostrzeżeń na temat regulacji metabolizmu7,8,9. Test CApillary FEeder (CAFE) dla Drosophila melanogaster został opracowany w laboratorium Seymoura Benzera w 2007 roku, zainspirowany wcześniejszą pracą Dethiera w blowfly10, 11. Test CAFE umożliwił bezpośredni pomiar spożycia pokarmu przez Drosophila melanogaster. W tym systemie testów behawioralnych muchy żywią się płynnym pokarmem dostarczanym w stopniowanych szklanych naczyniach włosowatych umieszczonych w fiolce. Spadek łąkotki kapilarnej wskazuje na utratę roztworu pokarmowego w wyniku parowania i spożycia pokarmu. Określenie szybkości parowania za pomocą fiolek bez much pozwala na dokładne ilościowe określenie spożycia pokarmu.

Test CAFE jest jednym z kilku paradygmatów behawioralnych używanych do pomiaru karmienia u Drosophila melanogaster i badacze muszą wybrać najbardziej odpowiedni dla swojego konkretnego pytania. Decyzja o zastosowaniu określonego testu powinna uwzględniać następujące punkty: charakter dostarczanej żywności; warunki żywienia; pomiar spożycia lub wchłaniania składników odżywczych oraz badanie spożycia żywności lub reakcji na żywność.

Test CAFE opisany w tym raporcie jest idealny do śledzenia spożycia pokarmu przez płynne źródło pożywienia w stanie pionowym. Alternatywnie, spożycie pokarmu można zmierzyć dla grupy much na kolorowym źródle pokarmu w fiolce lub na talerzu. Muchy są zwykle zabijane lub znieczulane po karmieniu, a ilość spożytego barwnika określa się za pomocą spektrometrii lub oględzin zabarwionego brzucha. Muchy zaczynają wydalać spożyty pokarm dopiero po 30 minutach od spożycia, dlatego to podejście jest trudne do wykorzystania do analizy ciągłych, dłuższych zachowań żywieniowych12, 13.

Natomiast muchy są utrzymywane w stanie nienaruszonym, gdy używane są barwniki absorpcyjne z radioaktywnymi znacznikami, a ich zużycie radioizotopu jest oceniane w liczniku scyntylacyjnym14, 15. Wchłanianie radioznacznika przez układ pokarmowy muchy umożliwia długoterminowy pomiar pobierania pokarmu, ale może prowadzić do niedoszacowania spożycia z powodu niewchłoniętych i wydalonych cząsteczek znacznikowych. Innym podejściem do pomiaru reakcji na pokarm u Drosophila melanogaster jest reakcja na wydłużenie trąbki (PER), która zwykle występuje w przypadku spożycia pokarmu16. Ta elegancka metoda mierzy początkową reakcję na bodziec pokarmowy, ale nie rejestruje ilości spożycia. Spożycie pokarmu jest dynamicznie dostosowywane podczas karmienia za pomocą kilku sygnałów sprzężenia zwrotnego po trawieniu, które są krytyczne dla regulacji karmienia17, 18. W ostatnich latach podjęto kilka prób częściowej automatyzacji zbierania danych w teście PER19, 20. PER jest wykrywany przez elektrodę lub kombinację elektrod i zliczany przez komputer. Połączenie testu PER z wychwytem radioizotopów ujawniło, że test ten jest ograniczony przez niską czułość wykrywania różnic w podawaniu ilości18. Test ręcznego karmienia (MAFE)21, w którym mucha jest karmiona ręcznie za pomocą szklanej kapilary, został niedawno opracowany w celu pomiaru pobierania pokarmu przez pojedynczą unieruchomioną muchę. Test MAFE eliminuje zakłócenia związane z rozpoczęciem żerowania i karmienia oraz ma rozdzielczość czasową wynoszącą sekundy, a inicjacja PER i spożycie pokarmu mogą być monitorowane niezależnie w teście. Jednak sposób, w jaki unieruchomienie muchy wpływa na pewne aspekty zachowań żywieniowych (np. poruszanie się, motywacja) nadal wymaga zbadania. Aby zapoznać się z doskonałymi przeglądami porównawczymi różnych testów do pomiaru spożycia żywności u Drosophila melanogaster i pomóc badaczom w znalezieniu najbardziej odpowiedniego, zobacz raporty Deshpande i Marxa 13, 22.

Test CAFE pozwala uniknąć niektórych wad innych testów opisanych powyżej i łączy prostotę użycia z wiarygodnym pomiarem spożycia pokarmu. Tutaj znajduje się szczegółowy opis testu CAFE i pokazujemy prostą modyfikację konfiguracji w celu zmniejszenia parowania. Przedstawiono reprezentatywne wyniki, w tym test dwóch rodzajów żywności (krótko- i długoterminowy) oraz absorpcję sacharozy przez muchy. W dyskusji porównujemy opisaną przez nas metodę z alternatywnymi sposobami wykonania testu CAFE i zwracamy uwagę na potencjalne ograniczenia.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Test CAFE

UWAGA: Test składa się z trzech elementów: eksperymentalnej fiolki, specjalnej pokrywki i mikrokapilarek. Plastikowe pudełko z pokrywą służy do transportu przygotowanych fiolek i skuteczniejszej kontroli wilgotności.

  1. Użyj plastikowej fiolki z kulturą Drosophila melanogaster (opcjonalnie 8 cm wysokości, 3,3 cm średnicy) jako probówki do testu.
  2. Zapieczętować fiolkę wyprodukowanym wieczkiem z pleksiglasu zawierającym pierścień uszczelniający o przekroju okrągłym (rysunki 1A, 1B). Załaduj muchy, stukając lub dmuchawką przez środkowy otwór pokrywy (średnica 0,9 cm), który pozwala również na cyrkulację powietrza i dopływ wody, a następnie zamknij otwór korkiem z gąbki. Sześć mniejszych stożkowych otworów (górna średnica 0,4 cm, średnica wewnętrzna 0,3 cm) otacza centralny otwór i pasuje do końcówek pipet o objętości 2 - 20 μl, aby utrzymać kapilary na miejscu. (Szczegóły techniczne pokrywy znajdują się na rysunkach dodatkowych.)
    UWAGA: Możliwe jest użycie korka z gąbki z otworami na naczynia włosowate zamiast specjalnie wykonanej pokrywki użytej w naszym rękopisie. Nasza niestandardowa pokrywka umożliwia bezpieczne obchodzenie się z przygotowanymi fiolkami, minimalizując ryzyko opadania naczyń włosowatych.
  3. Do prezentacji płynnego pokarmu należy użyć 5 μl mikrokapilar ze znacznikami 1 μl. Umieść kapilary w stożkowych otworach w pokrywie, odcinając górną część końcówki pipety o pojemności 2 - 20 μl i wkładając końcówkę do otworu (Rysunek 1B, zaznaczony czerwoną krawędzią). Aby zapobiec ucieczce much, włóż nieobciętą końcówkę pipety o pojemności 2 - 20 μl do tego samego otworu.
  4. Aby bezpiecznie obchodzić się z wieloma przygotowanymi fiolkami, umieść je w plastikowym pudełku z wkładką z kratką (Rysunek 2A).

2. Przygotowanie much

  1. Trzymaj muchy na standardowym pokarmie w temperaturze 25 °C, wilgotności względnej 60% i cyklu 12 h/12 h jasno-ciemno.
  2. Aby kontrolować warunki rozmnażania, wprowadź 35 dziewiczych samic i 15 samców z każdej grupy eksperymentalnej do plastikowej fiolki z kulturami (9,8 cm wysokości, 4,8 cm średnicy) zawierającej 50 ml pokarmu dla much. Pozwól muchom złożyć jaja przez pierwsze 3 dni, a następnie przenieś dorosłe muchy do fiolek ze świeżym pokarmem i pozwól im składać jaja przez kolejne dwa dni. Następnie powtórz transfer ponownie. Odrzuć dorosłe muchy po 2 kolejnych dniach.
  3. Ponieważ spożycie pokarmu zależy od wielkości muchy, określ wagę grupy 100 much, znieczulając 2- do 3-dniowe dorosłe muchy za pomocą podkładki przeciw muchom CO2 i zbierz je do plastikowej rurki o pojemności 1,5 ml i zmierz za pomocą standardowej wagi laboratoryjnej. Określić mokrą masę co najmniej czterech niezależnych grup much, posortowanych według płci (tabela 1); użyj wagi, aby obliczyć zużycie pokarmu w μl na mg muchy. Użyj tej wartości, aby określić ilość pokarmu, którą podaje pojedyncza mucha w jednym eksperymencie i odpowiednio dostosuj liczbę naczyń włosowatych wypełnionych pokarmem, aby uniknąć opróżniania naczyń włosowatych podczas karmienia.
    1. Do 3-godzinnego testu użyj 20 much i dwóch wypełnionych naczyń włosowatych. Do długotrwałego eksperymentu (> 3 h i do 9 dni) należy użyć grupy ośmiu much z zapasem czterech wypełnionych naczyń włosowatych (wiarygodnych wyników nie można uzyskać przy mniej niż ośmiu muchach w opisanych warunkach).
  4. Podzielić muchy na grupy (8 lub 20 much) po zmierzeniu masy przy narażeniu na CO2 . Przenieś grupę do nowej fiolki z żywnością (zawierającej 15 ml standardowego pokarmu), aby umożliwić powrót do zdrowia po sedacji CO2 przez 48 godzin przed eksperymentem. Do testu CAFE należy użyć much w wieku od 4 do 6 dni.
  5. Ponieważ muchy dzikiego typu niewygłodzonego żywią się tylko marginalnie19, 21, muchy przed głodem przez 3 godziny eksperymentów żywieniowych. Post nie jest wymagany, gdy spożycie pokarmu jest monitorowane przez kilka dni. W przypadku postu, muchy transferowe 16 do 20 godzin przed badaniem, delikatnie wciskając je w fiolkę zawierającą tylko składaną bibułę filtracyjną o średnicy 45 mm zwilżoną ~0,5 ml ddH2O (woda podwójnie destylowana) i zamknij zatkaną pokrywką testu CAFE.

3. Przygotowanie płynnego jedzenia

  1. Przygotować 3 M (10% w/v) roztwór podstawowy sacharozy, wypełniając 102,6 g sacharozy (C12H22O11) do 100 ml ddH2O. Odpipetować 3 μL, 33 μL, 333 μL, 3,3 ml i 6,6 ml roztworu podstawowego do plastikowej probówki o pojemności 15 ml; dodać 2 ml barwnika spożywczego (dla koloru czerwonego: koszenila [E124]; dla koloru niebieskiego: indygokarmin [E132]) i napełnić do 10 ml ddH2O. Otrzymane stężenia wynoszą 0,001, 0,01, 0,1, 1 i 2 M sacharozy.
    UWAGA: Barwnik spożywczy pozwala na łatwiejszą wizualizację łąkotki. Jednak barwnik może mieć wpływ na spożycie pokarmu. Aby uniknąć stronniczości spowodowanej barwnikiem, dozuj barwnik spożywczy lub losowo stosuj barwniki do próbek żywności podczas eksperymentu i grup.
  2. Aby sprawdzić, czy nie ma preferencji alkoholowej, należy odpipetować 333 μl 3 M roztworu podstawowego sacharozy w plastikowej probówce o pojemności 15 ml. Dodaj 1,5 ml (2,3 ml) 100% EtOH (etanolu) i dodaj ddH2O do 10 ml, aby uzyskać 15% (0,25 mM) i 23% (0,39 mM) roztwory robocze.
  3. Roztwory podstawowe należy przechowywać w temperaturze -20 °C, a roztwory robocze w temperaturze 4 °C; zużyć w ciągu 1 tygodnia.
  4. Napełnij do 10 naczyń włosowatych w tym samym czasie kolorowym roztworem spożywczym za pomocą siły kapilarnej. Włóż końce naczyń włosowatych do roztworu sacharozy (trzymając naczynia włosowate pod kątem 45° do roztworu). Zatrzymaj się, jeśli płyn dotrze do górnego (5 μl) znaku kapilary i usuń nadmiar roztworu na zewnątrz i wewnątrz za pomocą bibuły.

4. Montaż i wykonanie testu FEeder CApillary

  1. Jeśli post nie jest potrzebny, przenieść muchy doświadczalne do testu, stukając lub za pomocą dmuchawki. Należy upewnić się, że dołączono trzy fiolki kontrolne bez much, aby określić ilościowo parowanie.
  2. Ostrożnie wyjmij końcówkę pipety (objętość 2 - 20 μl), która zamyka jeden z zewnętrznych otworów, i włóż wypełnioną szklaną kapilę od dołu. Zabezpiecz kapilarę, umieszczając końcówkę pipety z powrotem obok kapilary. Jeśli testowanych jest kilka roztworów spożywczych, powtórz tę procedurę odpowiednio.
  3. Umieść końce kapilar we wszystkich fiolkach na tym samym poziomie, aby uniknąć odchyleń, które mogłyby wystąpić, gdyby źródła pożywienia znajdowały się na różnych wysokościach (3 - 4 cm od pokrywki); zachowaj odległość od bibuły filtracyjnej, aby zapobiec wyciekowi kapilary przez przypadkowe dotknięcie bibuły filtracyjnej lub różnych lepkości źródeł żywności.
  4. Oznacz górny koniec kolorowej cieczy za pomocą markera (zaznaczpoczątek). Aby upewnić się, że można zidentyfikować różne kapilary, oznacz je indywidualnie za pomocą kodu koloru lub paska.
  5. Umieścić wiele przygotowanych testów CAFE w plastikowym pudełku z wkładką z siatką i przenieść pudełko (rysunek 2A) do bezpiecznej pozycji w warunkach laboratoryjnych lub w komorze klimatycznej o kontrolowanej temperaturze, świetle i wilgotności (parametry: 25 °C, 60% wilgotności względnej, 12 godzin/12 godzin cyklu jasnej ciemności) na okres doświadczalny (np. 3 godziny lub dni).
  6. Ponieważ dolna bibuła filtracyjna wysycha, jeśli test jest wykonywany przez kilka dni, należy nanosić świeżą wodę co 24 godziny przez korek gąbki (100 μl), aby utrzymać stałą wilgotność wewnątrz testu. Użyj czterech oddzielnych fiolek (8 cm wysokości, 3,3 cm średnicy) wypełnionych 30 ml ddH2O jako urządzeń nawilżających i umieść je obok testów CAFE w plastikowym pudełku. Użyj pokrywy na plastikowe pudełko, aby stworzyć środowisko o kontrolowanej wilgotności podczas eksperymentu (Rysunek 2A).
    UWAGA: Większa zmienność występuje w warunkach laboratoryjnych; jednak możliwe jest wykonanie testu CAFE w temperaturze pokojowej (np. w klasie). Zdecydowanie zaleca się stosowanie urządzenia nawilżającego (bibuła filtracyjna, z lub bez korka z mokrą gąbką, napełnione fiolki z wodą i pokrywa plastikowego pudełka) w celu zmniejszenia parowania (rysunek 2B).
  7. Wymieniaj kapilary na świeżo napełnione do długotrwałych eksperymentów co 24 godziny. Zanotuj martwe muchy przed każdym 24-godzinnym odstępem i użyj liczby żywych much do obliczenia zużycia na muchę w następnym okresie. Wyrzucić stare naczynia włosowate po zmierzeniu spadku łąkotki (patrz 5.1).
    UWAGA: Podczas 3-godzinnego eksperymentu prawie nie widzimy martwych muszek. Podczas 4-dniowego badania znajdujemy zwykle 1 - 3 martwe muchy.
  8. Pod koniec testu lub przed wymianą kapilary należy oznaczyć dolną łąkotkę kapilary (zaznaczyćkoniec) markerem, gdy test CAFE jest nadal w pozycji pionowej. Odrzuć dane, jeślikoniec znaku nie znajduje się poniżej początkowego znaku (początek znaku). Nie zdejmuj pokrywy, ponieważ może to spowodować zmianę łąkotki.
  9. Ostrożnie usuń naczynia włosowate z testu i przechowuj je w celu zebrania danych. Sprawdź, czy płyn wewnątrz kapilary osiągnął dolny koniec, jeśli nie, odrzuć dane, ponieważ pokarm nie był dostępny dla much. Zebrać wszystkie naczynia włosowate w fiolce jako grupę. Włóż nieobcięte końcówki pipet do wszystkich otworów, aby zapobiec ucieczce much. Zdemontuj zestaw i umyj fiolki, pokrywki i korki z gąbki w kąpieli mydlanej i wysusz przez noc w temperaturze pokojowej do dalszego użycia.
    UWAGA: Muchy mogą być dalej analizowane po teście. Potwierdź pobieranie pokarmu okiem lub pod mikroskopem preparacyjnym.
  10. Powtórz eksperymenty z tymi samymi genotypami w co najmniej trzech różnych dniach.

5. Gromadzenie i analiza danych

  1. Zmierz odległość międzypoczątkiem znaku akońcem znaku na kapilarze za pomocą suwmiarki lub linijki. Aby przesłać dane bezpośrednio do arkusza kalkulacyjnego, należy użyć suwmiarki cyfrowej podłączonej do USB (Universal Serial Bus) (Rysunek 1E). Wyrzuć naczynia włosowate po pomiarze.
  2. Uwzględnij wielkość kapilary, aby obliczyć pobieranie lub parowanie pokarmu. Weźmy na przykład kapilatę o długości 73 mm i zawierającej 5 μl roztworu spożywczego. Zmniejszenie menisku o 14,6 mm odzwierciedla pobieranie 1 μl roztworu. Oblicz pobranie pokarmu, korzystając z następującego wzoru:
    Pobór pokarmu (μL) = zmierzona odległość (mm)/ 14,6 mm
  3. Aby wykluczyć wpływ parowania na przyjmowanie pokarmu, należy obliczyć średnie parowanie w trzech (co najmniej) fiolkach kontrolnych bez much. Odejmij tę średnią wartość od wartości uzyskanej do spożycia przez muchy w celu spożycia.
  4. Użyj następującego wzoru, aby określić całkowite zużycie na muchę:
    Spożycie pokarmu (μL) = (Pobór pokarmu [μL] - Utrata parowania [μL])/całkowita liczba much w fiolce. Do długotrwałych eksperymentów należy wykorzystać liczbę much żyjących przed rozpoczęciem 24-godzinnego interwału.
  5. Aby uwzględnić różnice w wielkości ciała, na przykład między samcami i samicami much, znormalizuj spożycie pokarmu do masy ciała (μL pokarmu/mg muchy).
  6. Korzystaj z oprogramowania statystycznego do analizy danych. W przypadku danych o rozkładzie normalnym użyj testów T Studenta, aby określić różnice między dwiema grupami much, i użyj ANOVA (analizy wariancji) z testami Tukeya Cramera post hoc dla więcej niż dwóch grup. W sytuacji wyboru przeanalizuj różnice w stosunku do wyboru losowego za pomocą nieparametrycznego testu znaku dla jednej próby.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Do zademonstrowania sposobu wykonania testu wykorzystano muchy o genotypie w1118. Mutanty w1118 są powszechnie stosowane do tworzenia linii transgenicznych oraz do kontroli tła genetycznego transgenów znakowanych genem white. Zazwyczaj w eksperymentach behawioralnych wszystkie linie transgeniczne są krzyżowane wstecznie przez pięć pokoleń z tym samym szczepem w1118, który służy jako kontrola eksperymentalna. Przedstawiam...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Raport opisuje test CAFE krok po kroku, koncentrując się na konfiguracji technicznej i jego pomyślnym działaniu w laboratorium. Ze względu na swoją prostotę test ten może być również stosowany edukacyjnie jako eksperyment szkolny. Przykłady pokazują, że test pozwala na badanie wyczuwania, preferencji i konsumpcji żywności u Drosophila melanogaster w krótkich i dłuższych okresach czasu (od godzin do dni). Test CAFE jest szeroko stosowany w terenie do badania takich tematów, jak konsumpcja żywności i leków, uzależ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Dziękujemy byłym i obecnym członkom laboratorium Scholza za dyskusję oraz Heldze Döring za doskonałe wsparcie techniczne. Szczególnie dziękujemy uczestnikom warsztatów Biocenter Uniwersytetu w Kolonii za ich wsparcie i kreatywność. Prace są wspierane przez SFB 1340, SysMedAlc i DAAD-Siemens.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Fiolki (hodowlane)Fiolki Greiner Bio-One960177 www.greinerbioone.com
(test CAFE)Test Greiner Bio-One217101www.greinerbioone.com
Lid-CAFEWarsztat––
Skrzynka plastikowa, niska ściankaPlastime353www.plastime.it
Pokrowiec na skrzynkę plastikowąWarsztat––
NaczynkaBLAUBRAND REF 7087 07www.brand.de
Końcówki do pipetGreiner Bio-One771290www.greinerbioone.com
Kółka z bibuły filtracyjnejWhatman10 311 804www.sigmaaldrich.com
D(+)-sacharozaAppliChem57-50-1www.applichem.com
Absolut etanoluVWR Chemicals20,821,330www.vwr.com
Barwnik spożywczy (czerwony, E124)Backfun10027www.backfun.de
Barwnik spożywczy (niebieski, E133)Backfun10030www.backfun.de
roztwór mydła (CVK 8)CVH103220www.cvh.de
Suwmiarka cyfrowaGARANT412,616 www.hoffmann-group.com
Fiolki (hodowlane)Wysokość 9,8 cm, średnica 4,8 cm 
Fiolki (test CAFE)Wysokość 8 cm, średnica 3,3 cm
Test Lid-CAFEWyprodukowano w warsztacie uniwersyteckim, w zestawie rysunek techniczny
Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.
Plastikowe pudełko, niskie ściankiPlastikowa wkładka siatkowa została wykonana na zamówienie dla pozycji 8 x 10 fiolek 
Pokrowiec na plastikowe pudełkoWymiary (37 x 29 x 18 cm)
KapilaryNorma DIN ISO 7550,  Wytyczne IVD 98/79 EG, końcówki polerowane
KońcówkiPipety do zewnętrznego okręgu są cięte zgodnie z pokrywką
Kółka z bibuły filtracyjnej ośrednicy 45 mm dobrze się sprawdzają po złożeniu do używanych fiolek
D(+)-SacharozaNie jest szkodliwy
AbsolutnyWysoce łatwopalna ciecz i para
Barwnik spożywczy (czerwony, E124)Nie podano
Kolor żywności (niebieski, E133)Nie podano
Roztwór mydła (CVK 8)Mydło neutralne zapachowo
Suwmiarka
Standardowy pokarmmuchy (dla 20 l)
Agar160 g
Drożdże299,33 g
Mąka kukurydziana1 200 g
do pipet etanol cyfrowa na piwne Melasa 1,6 l Kwas propionowy 57,3 ml Nipagin 30%160 ml

Bibliografia

  1. Krauth, C., Buser, J., Vogel, K. How high are the costs of eating disorders - anorexia nervosa and bulimia nervosa - for German society. Eur. J. Health Econ. 3 (4), 244-250 (2002).
  2. Cawley, J., Meyerhoefer, C. The medical costs of obesity and instrumental variables approach. J. Health Econ. 31, 219-230 (2012).
  3. PriceWaterhouse Coopers LLP. The costs of eating disorders: Social, health and economic impacts. Assessing the impact of eating disorders across the UK on behalf of BEAT. PwC. , Available from: https://www.beat.co.uk/assets/000/000/302/The_costs_of_eating_disorders_Final_original.pdf (2015).
  4. Lenard, N. R., Berthoud, H. R. Central and peripheral regulation of food intake and physical activity: pathways and genes. Obesity. 16, S11-S22 (2008).
  5. Magni, P., et al. Feeding behavior in mammals including humans. Trends in Comp. Endocrinology and Neurobiology. 1163, 221-232 (2009).
  6. Morton, G. J., Meek, T. H., Schwartz, M. W. Neurobiology of food intake in health and disease. Nature Reviews Neuroscience. 15, 367-378 (2014).
  7. Bharuchka, K. N. The epicurean fly: using Drosophila melanogaster to study metabolism. Pediatr. Res. 65 (2), 132-137 (2009).
  8. Smith, W. W., Thomas, J., Liu, J., Li, T., Moran, T. H. From fat fruit fly to human obesity. Physiol. Behav. 136, 15-21 (2014).
  9. Rajan, A., Perrimon, N. Of flies and men: insights on organismal metabolism from fruit flies. BMC Biology. 11, (2013).
  10. Ja, W. W., et al. Prandiology of Drosophila and the CAFE assay. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 104 (20), 8253-8256 (2007).
  11. Dethier, V. G. The Hungry Fly: A Physiological Study of the Behavior Associated with Feeding. , Harvard Univ Press. Cambridge, MA. (1976).
  12. Albin, S. D., Kaun, K. R., Knapp, J., Chung, P., Heberlein, U., Simpson, J. H. A subset of serotonergic neurons evokes hunger in adult Drosophila. Curr. Biol. 25, 2435-2440 (2015).
  13. Deshpande, S. A., et al. Quantifying Drosophila food intake: comparative analysis of current methodology. Nat. Methods. 11 (5), 535-540 (2014).
  14. Geer, B. W., Olander, R. M., Sharp, P. L. Quantification of dietary choline utilization in adult Drosophila melanogaster by radioisotope methods. J. Insect Physiol. 16, 33-43 (1970).
  15. Thompson, E. D., Reeder, B. A., Bruce, R. D. Characterization of a method for quantitating food consumption for mutation assays in Drosophila. Environ. Mol. Mutagen. 18, 14-21 (1991).
  16. Wong, R., Piper, M. D., Wertheim, B., Partridge, L. Quantification of food intake in Drosophila. PLoS One. 4 (6), e6063(2009).
  17. Scheiner, R., Steinbach, A., Classen, G., Strudthoff, N., Scholz, H. Octopamine indirectly affects proboscis extension response habituation in Drosophila melanogaster by controlling sucrose responsiveness. J. Insect Physiol. 69, 107-117 (2014).
  18. Liu, Y., Luo, J., Carlsson, M. K., Nässel, D. R. Serotonin and insulin-like peptides modulate leucokinin-producing neurons that affect feeding and water homeostasis in Drosophila. J. Comp. Neurol. 523, 1840-1863 (2015).
  19. Ro, J., Harvanek, Z. M., Pletcher, S. D. FLIC: high-throughput, continuous analysis of feeding behaviors in Drosophila. PLoS One. 9 (6), e101107(2014).
  20. Itskov, P. M. Automated monitoring and quantitative analysis of feeding behavior in Drosophila. Nat. Commun. 5, 4560(2014).
  21. Qi, W., Yang, Z., Lin, Z., Park, J. Y., Suh, G. S. B., Wang, L. A quantitative feeding assay in adult Drosophila reveals rapid modulation of food ingestion by its nutritional value. Mol. Brain. 8, 87(2015).
  22. Marx, V. Metabolism: feeding fruit flies. Nat. Methods. 12 (7), 609-612 (2015).
  23. Spieth, H. T. Courtship behavior in Drosophila. Annu. Rev. Entomol. 19, 385-405 (1974).
  24. Devineni, A. V., Heberlein, U. Preferential ethanol consumption in Drosophila models features of addiction. Curr. Biol. 19 (24), 2126-2132 (2009).
  25. Lee, K. P., et al. Lifespan and reproduction in Drosophila: New insights from nutritional geometry. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 105 (7), 2498-2503 (2008).
  26. Pohl, J. B., et al. Ethanol preference in Drosophila melanogaster is driven by its caloric value. Alcohol Clin. Exp. Res. 36 (11), 1903-1912 (2012).
  27. Vargas, M. A., Luo, N., Yamaguchi, A., Kapahi, P. A role for S6 kinase and serotonin in postmating dietary switch and balance of nutrients in D. melanogaster. Curr. Biol. 20 (11), 1006-1011 (2010).
  28. Masek, P., Scott, K. Limited taste discrimination in Drosophila. Proc. Natl. Acad. Sci. 107 (33), 14833-14838 (2010).
  29. Pool, A. H., Scott, K. Feeding regulation in Drosophila. Curr. Opin. Neurobiol. 29, 57-63 (2014).
  30. Luo, J. N., Lushchak, O. V., Goergen, P., Williams, M. J., Nässel, D. R. Drosophila insulin-producing cells are differentially modulated by serotonin and octopamine receptors and affect social behavior. Plos One. 9 (6), e99732(2014).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Pomiar spożycia pokarmuspożycie pokarmów w formie płynnejmetoda szklanych kapilarśrodowisko o kontrolowanej wilgotnościanaliza spożycia roztworu sacharozytest preferencji etanoluporównanie samców i samiceksperyment długoterminowy
Test CApillary FEeder mierzy spożycie pokarmu u Drosophila melanogaster
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.