Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Pomiar i zmiana popędu godowego u samca Drosophila melanogaster

11.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/55291

⸱

15 lutego 2017

 ,  ,  , 
1F.M. Kirby Neurobiology Center, Boston Children’s Hospital, 2Harvard NeuroDiscovery Center, Harvard Medical School, 3Department of Neurobiology, Harvard Medical School

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Ten artykuł opisuje test behawioralny, który wykorzystuje popęd godowy samców u Drosophila melanogaster do badania motywacji. Korzystając z tej metody, naukowcy mogą wykorzystać zaawansowane techniki neurogenetyczne much, aby odkryć mechanizmy genetyczne, molekularne i komórkowe, które leżą u podstaw tej motywacji.

Streszczenie

Pomimo dziesięcioleci badań, neuronalne i molekularne podstawy stanów motywacyjnych pozostają tajemnicze. Niedawno opracowaliśmy nowatorski, redukcjonistyczny i skalowalny system do dogłębnego badania motywacji przy użyciu popędu godowego samca Drosophila melanogaster (Drosophila), metody, które szczegółowo opisujemy tutaj. Paradygmat behawioralny koncentruje się na stwierdzeniu, że popęd godowy samców zmniejsza się wraz z płodnością w trakcie powtarzających się kopulacji i odzyskuje ponad ~3 dni. W tym systemie potężne narzędzia neurogenetyczne dostępne w muchach zbiegają się z dostępnością genetyczną i domniemanym schematem połączeń dostępnym dla zachowań seksualnych. Ta konwergencja pozwala na szybką izolację i badanie małych populacji neuronów o określonych funkcjach motywacyjnych. Tutaj szczegółowo opisujemy projekt i wykonanie testu sytości, który służy do pomiaru i zmiany motywacji zalotów u samca muchy. Za pomocą tego testu wykazujemy również, że niski popęd godowy samców można przezwyciężyć poprzez stymulację neuronów dopaminergicznych. Test sytości jest prosty, niedrogi i odporny na wpływy tła genetycznego. Spodziewamy się, że test sytości wygeneruje wiele nowych wglądów w neurobiologię stanów motywacyjnych.

Wprowadzenie

Praca nad Drosophila dostarczyła głębokiego i pionierskiego wglądu w wiele zjawisk biologicznych, w tym naturę genu1, zasady rozwoju embrionalnego2, rytmy okołodobowe3, oraz rozwój i okablowanie układu nerwowego4,5,6. Motywacja pozostaje znacznie słabiej poznana niż te zjawiska, być może z powodu ograniczeń systemów, które były badane do tej pory. Motywacja u muchy jest badana przede wszystkim w kontekście głodu, który stanowi wiele wyzwań ze względu na znikomo małe spożycie pokarmu na atak karmienia i egzoszkielet, który wyklucza jawne oznaki odkładania się tłuszczu. W związku z tym istnieje potrzeba rozbudowy systemów wykorzystywanych do badania motywacji w locie.

Opisujemy ramy behawioralne do badania popędu godowego u Drosophila. Ten system wykorzystuje narzędzia neurogenetyczne w locie, a także dostępność7,8,9,10,11,12 oraz domniemany konektom jego płciowo dymorficznego obwodu8,13. Ponadto większość klasy innate14,15,16,17,18,19,20,21 i learned22,23,24 Obwody czuciowo-motoryczne kontrolujące zaloty zostały szczegółowo opracowane, co daje rzadką okazję do zlokalizowania dokładnego węzła obwodu, na który uderza motywacja. Niedawno informowaliśmy, że w locie, podobnie jak u ludzi, poziom dopaminy ma kluczowe znaczenie dla kojarzenia popędu25,26,27. Uzyskaliśmy dostęp genetyczny do odpowiednich neuronów wytwarzających i odbierających dopaminę w locie, ułatwiając szczegółowe analizy na poziomie molekularnym i obwodowym tego konserwatywnego zjawiska przy użyciu testów, które opisujemy tutaj25.

Dodajemy do testów behawioralnych w Zhang et al.25 nowa płaska arena behawioralna, która umożliwia ocenianie wideo, co nazywamy dwuwymiarowym (2-D) testem sytości, co stanowi istotny postęp w stosunku do poprzednich metod. W związku z tym nowy test jest bardziej skalowalny i wymierny, a zatem bardziej odpowiedni do genetycznych badań przesiewowych genów i neuronów zaangażowanych w motywację. Używamy tego nowego testu, wraz z testami zalotów i manipulacjami neurogenetycznymi, aby pokazać, jak mierzyć i zmieniać popęd godowy w locie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

UWAGA: Ten protokół opisuje przygotowanie (Sekcje 1 - 3), wykonanie (Sekcja 4) i analizę (Sekcja 4) testów sytości 2D. Następnie, używając stymulacji dopaminergicznej jako przykładu, sekcja 5 pokazuje, jak połączyć stymulację termogenetyczną z testami sytości 2D w celu wywołania hiperseksualności. W sekcji 6 opisano 3 sposoby weryfikacji wyników testów sytości 2D. Wreszcie sekcja 7 pokazuje, jak zmierzyć odzyskiwanie popędu godowego u samców much.

1. Produkcja 8- i 32-komorowych aren behawioralnych

UWAGA: Każda arena behawioralna składa się z kilku warstw laserowo wycinanych arkuszy plastiku połączonych sześciokątnymi i nakrętkami skrzydełkowymi w każdym z czterech rogów (Rysunek 1A).

  1. Stwórz warstwy areny. Wykonaj każdą warstwę za pomocą wycinarki laserowej, aby przyciąć arkusze tworzywa akrylowego do odpowiedniego kształtu (patrz Rysunek 1B, 1C dla produktów).
    UWAGA: Wiele instytucji badawczych posiada wycinarki laserowe w swoich warsztatach mechanicznych lub przestrzeniach produkcyjnych. Jeśli instytucja ma dostęp do wycinarki laserowej, wykonaj następujące kroki. Jeśli nie, postępuj zgodnie z instrukcjami w kroku 1.2.
    1. Dla każdej warstwy otwórz wzór projektowy w oprogramowaniu wycinarki laserowej.
      UWAGA: Projekty można znaleźć w odpowiednio nazwanych plikach PDF (np. 8-Chamber Arena - Layer 2 - Doors.pdf) w Materiałach uzupełniających 1. Plik ten zawiera również adnotacje dotyczące rodzaju użytego tworzywa sztucznego (np. przezroczysty akryl 1/8 cala (tj. 3,175 mm)). Dokładna grubość każdej warstwy nie jest krytyczna. Głównym wymaganiem jest pozostawienie 0,12 cala (3 mm) lub więcej wolnej przestrzeni pionowej w komorach.
    2. Dostosuj ustawienia lasera (moc, ostrość itp.) do rodzaju i grubości użytego tworzywa sztucznego. Umieść plastik w łożu wycinarki laserowej i uruchom wycinarkę laserową.
      UWAGA: Te ustawienia będą się znacznie różnić w zależności od modelu wycinarki laserowej i siły jej lasera. Znajdź odpowiednie ustawienia w oparciu o wcześniejsze doświadczenia lub wykonując próbne cięcia na złomie plastikowym. Głębokie sześciokątne grawerunki są zawarte w projekcie do wgłębienia sześciokątnych. Ta funkcja pozwala na dokręcenie nakrętek skrzydełkowych jedną ręką i pozwala na płaskie oparcie aren na ławce (bez wystających). Niemniej jednak wykonywanie głębokich grawerunków jest często trudne do osiągnięcia i czasochłonne przy użyciu wycinarki laserowej. Ten krok jest opcjonalny i można go pominąć bez wpływu na wyniki zachowań.
    3. Podczas cięcia ościeżnicy (Warstwa 2, Rysunek 1A) należy również użyć odpowiednich ustawień lasera do grawerowania numerów komór zawartych w projekcie (jak na rysunku 1B, 1C).
  2. Złóż zamówienie u internetowego producenta cięcia laserowego. Prześlij wszystkie pliki projektowe PDF dla areny 8- i/lub 32-komorowej i określ rodzaj materiału (np. 1/8 cala (tj. 3,175 mm) przezroczysty akryl) na podstawie adnotacji w plikach. Wyniki będą przedstawione jak na rysunkach 1B (arena 8-komorowa) i 1C (arena 32-komorowa).
  3. Zamontuj areny za pomocą czterech sześciokątnych i czterech nakrętek radełkowanych, aby wyrównać i przytrzymać razem warstwy tworzywa sztucznego (Rysunek 1A). Areny będą wyglądały jak na rysunku 1D, 1E (8-komorowym) i rys. 1F, 1G (32-komorowym).
    UWAGA: Ściana pokarmowa (warstwa 4 na rysunku 1A) jest używana tylko do testów sytości 2D i jest pomijana w 32-komorowych arenach, które są używane w testach zalotów.

2. Przygotowanie żywności do testu sytości 2D

UWAGA: Ponieważ test sytości 2D trwa 4,5 godziny, na arenie używa się pokarmu dla much, aby zapewnić pożywienie i wodę. Protokół ten wykorzystuje między innymi konwencjonalny pokarm dla much z mąki kukurydzianej i agaru.

  1. Częściowo zmontuj arenę sytości 2D (8-komorową) z warstwami 3 - 6 (patrz rysunek 1A dla przypisania warstw) i dokręć ją nakrętkami skrzydełkowymi i sześciokątnymi.
  2. Umieść świeży pokarm na muchy w czystej butelce nadającej się do kuchenki mikrofalowej. Dodaj tyle wody, aby pokryć dolną powierzchnię butelki (Rysunek 2A).
  3. Podgrzewaj żywność w kuchence mikrofalowej na wysokich obrotach przez 30 - 45 s. Sprawdź postęp i mieszaj co 15 sekund, aż się rozpuści (Rysunek 2B). ostrożność! Pokarm dla much łatwo się kipi.
  4. Użyj końcówki pipety o pojemności 1 000 μl (Rysunek 2C), aby powoli przenieść ~1 ml stopionego pokarmu do każdej komory (Rysunek 2D).
  5. Pozostaw żywność do ponownego zestalenia się w temperaturze 4 °C przez ~10 minut (Rysunek 2E) przed całkowitym złożeniem areny (Rysunek 2F).
  6. Wykorzystaj gotową arenę do eksperymentów (patrz rozdział 4) lub przechowuj w temperaturze 4 °C.
  7. Przechowuj resztki jedzenia w temperaturze 4 °C i użyj ponownie.

3. Przygotowanie dziewiczych samic do testów behawioralnych

UWAGA: Testy sytości 2D wykorzystują dużą liczbę dziewiczych samic much (~120 - 160 dla pełnej areny behawioralnej), które są trudne do zebrania przy użyciu standardowych metod. W tej sekcji opisano alternatywne podejście wykorzystujące transgen hs-hid na chromosomie Y28, które zostało z powodzeniem zastosowane w testach zalotów25,29. Stado używane do wyhodowania białookich dziewiczych samic ma genotyp w1118(X)/hs-hid(Y);+/+;+/+ (numer stada Bloomington 24638).

  1. Muchy należy przelać do nowej butelki, gdy 20-50% poczwarek zostanie zamkniętych (patrz na przykład rysunek 3A) i będzie wystarczająco dużo samców (5-10), aby rozmnożyć stado.
  2. Szok termiczny oryginalnej butelki w gorącej kąpieli wodnej o temperaturze 37 °C przez 1 godzinę, aby wystarczająco aktywować hs-hid do zabicia samców (Rysunek 3B). Po szoku cieplnym tylko samice zostaną zamknięte z tych butelek, a więc pozostaną dziewicze do czasu testów.
    UWAGA: Upewnij się, że wszystkie boki butelki są równomiernie podgrzane (patrz rysunek 3A dla przewodu wodnego). Wydłuż ten czas do 2 godzin, jeśli 1 godzina nie wystarcza do eutanazji wszystkich mężczyzn.
  3. Izoluj zebrane samice przez co najmniej 3 dni przed eksperymentami, aby upewnić się, że są wystarczająco duże, aby być wrażliwymi seksualnie25,29.
    UWAGA: Samce bez chromosomu Y czasami wywodzą się z tego stada. Te samce mają białe oczy i nie są dotknięte szokiem cieplnym, ponieważ nie zawierają transgenu hs-hid. Nie mogą wytwarzać nasienia i dlatego nie mogą zmniejszać receptywności u samic30,31.

4. Wykonywanie i ocenianie testów sytości 2D

UWAGA: Ważne jest, aby kontrolować wiek samców, ponieważ popęd godowy zmienia się wraz z wiekiem. Ten protokół używa samców, którzy mają 3 - 4 dni old25.

  1. Ustaw inkubator na żądaną temperaturę (np. 23 °C w przypadku standardowych eksperymentów RT) i wilgotność (>30%). W przypadku inkubatorów bez kontroli wilgotności wystarczy pozostawienie filiżanki wody w inkubatorze.
  2. Umieść w inkubatorze 2-D arenę do oznaczania sytości na ~30 minut, aby wyrównać temperaturę i zapobiec kondensacji w komorach w trakcie eksperymentu. Drzwi obrotowe powinny być w pozycji otwartej.
  3. Użyj aspiratora much32, aby zassać 15 - 20 dziewiczych samic do każdej komory areny (Rysunek 4).
    UWAGA: Ważne jest, aby samice i samce nie były znieczulane w tym samym dniu, w którym przeprowadzany jest test. Z naszego doświadczenia wynika, że może to wpłynąć na receptywność samic i zachowania godowe samców.
  4. Odessać 1 samca do każdej komory.
  5. Umieść załadowaną arenę w inkubatorze pod standardową kamerą konsumencką (Rysunek 5) i filmuj przez 4,5 godziny.
  6. Oceniaj filmy, zwracając uwagę, kiedy każdy samiec muchy rozpoczyna i kończy każde krycie (tj. kopulację). Ten krok może być na początku czasochłonny. Przy odrobinie wprawy można oceniać filmy z prędkością 5x lub wyższą.
    UWAGA: Ponieważ muchy łączą się w pary przez ~20 minut w temperaturze ~23 °C (krótszy czas w wyższych temperaturach)29, można przejrzeć pierwsze 15 minut każdego krycia.
  7. Po zarejestrowaniu wszystkich czasów krycia, zsumuj liczbę kryć dla każdej muchy (patrz reprezentatywne wyniki).
  8. Użyj podanego kodu, aby wygenerować etogram. Zobacz Materiał uzupełniający 2, aby zapoznać się z kodem, instrukcjami i przykładowymi danymi.
  9. Użyj CO2 lub niskiej temperatury, aby znieczulić muchy przed ich usunięciem.

5. Wykorzystanie manipulacji termogenetycznej do odwrócenia sytości w testach sytości 2D

UWAGA: Ten protokół sprawdza, czy stymulacja termogenetyczna określonej populacji neuronów może przezwyciężyć uczucie sytości. Eksperymentalne muszki wyrażają wrażliwy na ciepło kanał kationowy TrpA1 w określonych populacjach neuronów (UAS-TrpA1). Poniższe kroki dotyczą stymulacji neuronów dopaminergicznych (TH-Gal4), które, jak wykazano, promują popęd godowy25. Kroki te można wykorzystać w połączeniu z innymi czynnikami neuronalnymi w celu odkrycia innych populacji, które promują popęd godowy.

  1. Aby termogenetycznie wywołać zachowania godowe u nasyconych much, należy zwiększyć temperaturę w inkubatorze (np. z 23 °C do 28,5 °C) po zakończeniu pełnego 4,5-godzinnego eksperymentu sytości 2D.
  2. Gdy inkubator osiągnie żądaną temperaturę, kontynuuj stymulację cieplną i oceniaj krycia (tj. kopulacje) samców przez 1 godzinę (patrz Reprezentatywne wyniki).
    UWAGA: Temperatura i czas trwania stymulacji mogą się różnić w zależności od genotypu, dlatego konieczne jest rozwiązanie problemów z optymalnymi warunkami, które zapobiegają nadmiernej stymulacji neuronów, jednocześnie wytwarzając solidny fenotyp.

6. Używanie zalotów i lokomocji do weryfikacji sytości

UWAGA: Ta sekcja opisuje 3 opcjonalne metody, które mogą być użyte do weryfikacji wyników testów sytości 2D. Nie są one wymagane dla każdego testu.

  1. Użyj testów zalotów, aby zweryfikować sytość.
    1. Zaaspiruj jednego samca i jedną dziewiczą samicę do każdej z 32 komór na arenie zalotów.
    2. Filmuj muchy przez ~20 minut za pomocą standardowej kamery konsumenckiej.
    3. Oceń indeks zalotów (CI), aby określić ilościowo zaloty25; jest to ułamek czasu spędzonego na wykonywaniu zachowań godowych (śpiewanie, podążanie itp.) i krycie (tj. kopulacja) w ciągu 5 minut. To okno rozpoczyna się od pierwszego wystąpienia zachowania godowego. Jeśli samiec muchy nie rozpocznie zalotów w ciągu pierwszych 15 minut, jego CI wynosi 0. Naiwne muchy WT powinny wykazywać CI większe niż 0,9, podczas gdy w pełni nasycona mucha powinna mieć CI poniżej 0,2. Można również rozważyć inne środki zalotów23,33.
  2. Punktacja zalotów w testach sytości 2D
    1. Oceń ilość czasu, jaką samiec muchy spędza na zalotach, w okresie testu sytości 2D (np. pierwsza godzina). Zaloty definiuje się jako mężczyznę wykonującego dowolny etap rytuału (śpiewanie, podążanie itp.). W przeciwieństwie do sekcji 6.1.3, ten krok nie obejmuje czasu, jaki samiec spędza na kryciu.
    2. Podziel powyższy czas zalotów przez całkowity czas, w którym samiec nie kopulował (tj. nie kopulował) w tym samym okresie. Na przykład, jeśli samiec leci przez 15 minut i kopuluje przez 20 minut w ciągu pierwszej godziny, stosunek wynosi 15 min / (60 min - 20 min) = 0,375. Stosunek ten jest pokazany jako "Ułamek czasu niegodowego w zalotach" w reprezentatywnych wynikach.
  3. Wykorzystanie testu lokomocji do oceny wyczerpania
    1. Częściowo zmontuj 32-komorową arenę ze wszystkimi częściami oprócz arkusza kontrastu.
    2. Odessaj jednego samca muchy (bez samicy much) do każdej z 32 komór na arenie zalotów.
    3. Filmuj muchy przez ~10 minut za pomocą standardowej kamery konsumenckiej.
    4. Śledź muchy za pomocą wtyczki MTrack2 w ImageJ (http://valelab.ucsf.edu/~nstuurman/ijplugins/MTrack2.html).

7. Odzyskiwanie popędu krycia po teście sytości 2-D

  1. Wykonać test sytości 2D, jak opisano w sekcji 4, ale odessać samiec wylatuje na koniec testu.
  2. Izolować samce much w temperaturze 23 °C przez żądaną liczbę dni.
  3. Wykonaj test sytości 2D z odzyskanymi samcami i oceń ich krycia (tj. kopulacje) tylko przez 1 godzinę (patrz Reprezentatywne wyniki).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Aby scharakteryzować popęd kopulacyjny Drosophila, 3-dniowe samce typu WT Canton-S poddano testom w 2-D analizie sytości. W przebiegu analizy (4,5 h) samce kopulowały średnio 4,8 ±0,3 (średnia ± błąd standardowy średniej, SEM) raza. Kopulacje rozpoczynały się głównie w ciągu pierwszych 2 h (78%) (Rycina 6A, 6B) i stawały się rzadsze w miarę postępu analizy (Rycina 6A, 6B). Spadek ten nie wynikał z braku partnerów do kopulacji (74% samic pozostało...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Stany motywacyjne mogą być nasycone, utrzymane i odzyskane34. Przedstawiamy test sytości 2D, który szybko i solidnie mierzy wszystkie te aspekty popędu godowego w locie. Test ten otwiera możliwość wykorzystania zaawansowanych manipulacji genetycznych much do badania molekularnych i obwodowych składników umotywowanego zachowania.

Test sytości opiera się na zdolności samca do pomyślnego zalecania się i kopulacji oraz do zakończenia kopulacji w odpowiednim czasie. Chociaż ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy dziękują Mike'owi Crickmore'owi, Draganie Rogulji i Michelle Frank za komentarze do manuskryptu. Pavel Gorelik zapewnił wsparcie techniczne przy produkcji aren behawioralnych. Praca ta została przeprowadzona w laboratorium Mike'a Crickmore'a i jest również wspierana przez Whitehall Foundation (główny badacz: Dragana Rogulja). S.X.Z. jest stypendystką Stuart H.Q. i Victoria Quan w Harvard Medical School.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
1/16 cala przezroczysty akrylMcMaster-Carr8589K12Używany do tworzenia aren; patrz Materiał uzupełniający 1 dla projektów.
1/8 cala przezroczysty akrylMcMaster-Carr8589K42Służy do tworzenia aren; patrz Materiał uzupełniający 1 dla projektów.
3/16 cala przezroczysty akrylMcMaster-Carr8560K219Używany do tworzenia aren; patrz Materiał uzupełniający 1 dla projektów.
1/32 cala delrinMcMaster-Carr8575K132Używany do budowy aren; patrz Materiał uzupełniający 1 dla projektów.
sześciokątne o długości 1 cala (50x)McMaster-Carr92314A115 Służy do budowy aren. Może być zastąpiony 3/4 cala (92314A113, McMaster-Carr) do aren 32-komorowych.
Nakrętki motylkowe (25x)McMaster-Carr92741A100Służy do budowy aren. Może być zastąpiony zwykłymi nakrętkami sześciokątnymi (90480A005, McMaster-Carr).
KameraCanonVixia HF R700Może być zastąpiona dowolnym konsumenckim komorderem.

Bibliografia

  1. Sturtevant, A. H., Bridges, C. B., Morgan, T. H. The spatial relations of genes. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 5 (5), 168-173 (1919).
  2. Campos-Ortega, J. A., Hartenstein, V. The Embryonic Development of Drosophila melanogaster. , Springer. Berlin Heidelberg: Berlin, Heidelberg. (1985).
  3. Hall, J. C. Systems Approaches to Biological Rhythms in Drosophila. Methods in Enzymology. 393, 61-185 (2005).
  4. Luo, L. Rho GTPases in neuronal morphogenesis. Nature reviews. Neuroscience. 1 (3), 173-180 (2000).
  5. Schmucker, D., Clemens, J. C., et al. Drosophila Dscam Is an Axon Guidance Receptor Exhibiting Extraordinary Molecular Diversity. Cell. 101 (6), 671-684 (2000).
  6. Jan, Y. N., Jan, L. Y. HLH proteins, fly neurogenesis, and vertebrate myogenesis. Cell. 75 (5), 827-830 (1993).
  7. Stockinger, P., Kvitsiani, D., et al. Neural circuitry that governs Drosophila male courtship behavior. Cell. 121 (5), 795-807 (2005).
  8. Yu, J. Y., Kanai, M. I., Demir, E., Jefferis, G. S. X. E., Dickson, B. J. Cellular Organization of the Neural Circuit that Drives Drosophila Courtship Behavior. Current biology. 20 (18), 1602-1614 (2010).
  9. Zhou, C., Pan, Y., Robinett, C. C., Meissner, G. W., Baker, B. S. Central Brain Neurons Expressing doublesex Regulate Female Receptivity in Drosophila. Neuron. 83 (1), 149-163 (2014).
  10. Rideout, E. J., Dornan, A. J., Neville, M. C., Eadie, S., Goodwin, S. F. Control of sexual differentiation and behavior by the doublesex gene in Drosophila melanogaster. Nature neuroscience. 13 (4), 458-466 (2010).
  11. Manoli, D. S., Foss, M., Villella, A., Taylor, B. J., Hall, J. C., Baker, B. S. Male-specific fruitless specifies the neural substrates of Drosophila courtship behaviour. Nature. 436 (7049), 395-400 (2005).
  12. Kimura, K. I., Ote, M., Tazawa, T., Yamamoto, D. Fruitless specifies sexually dimorphic neural circuitry in the Drosophila brain. Nature. 438 (7065), 229-233 (2005).
  13. Cachero, S., Ostrovsky, A. D., Yu, J. Y., Dickson, B. J., Jefferis, G. S. X. E. Sexual dimorphism in the fly brain. Current biology. 20 (18), 1589-1601 (2010).
  14. Clowney, E. J., Iguchi, S., Bussell, J. J., Scheer, E., Ruta, V. Multimodal Chemosensory Circuits Controlling Male Courtship in Drosophila. Neuron. 87 (5), 1036-1049 (2015).
  15. Kallman, B. R., Kim, H., Scott, K. Excitation and inhibition onto central courtship neurons biases Drosophila mate choice. eLife. 4, e11188(2015).
  16. von Philipsborn, A. C., Liu, T., Yu, J. Y., Masser, C., Bidaye, S. S., Dickson, B. J. Neuronal control of Drosophila courtship song. Neuron. 69 (3), 509-522 (2011).
  17. Zhou, C., Franconville, R., Vaughan, A. G., Robinett, C. C., Jayaraman, V., Baker, B. S. Central neural circuitry mediating courtship song perception in male Drosophila. eLife. 4, e08477(2015).
  18. Kohatsu, S., Koganezawa, M., Yamamoto, D. Female contact activates male-specific interneurons that trigger stereotypic courtship behavior in Drosophila. Neuron. 69 (3), 498-508 (2011).
  19. Kohatsu, S., Yamamoto, D. Visually induced initiation of Drosophila innate courtship-like following pursuit is mediated by central excitatory state. Nature Communications. 6, 6457(2015).
  20. Fan, P., Manoli, D. S., et al. Genetic and neural mechanisms that inhibit Drosophila from mating with other species. Cell. 154 (1), 89-102 (2013).
  21. Kurtovic, A., Widmer, A., Dickson, B. J. A single class of olfactory neurons mediates behavioural responses to a Drosophila sex pheromone. Nature. 446 (7135), 542-546 (2007).
  22. Ejima, A., Smith, B. P. C., et al. Generalization of Courtship Learning in Drosophila Is Mediated by cis-Vaccenyl Acetate. Current Biology. 17, 599-605 (2007).
  23. Keleman, K., Vrontou, E., Krüttner, S., Yu, J. Y., Kurtovic-Kozaric, A., Dickson, B. J. Dopamine neurons modulate pheromone responses in Drosophila courtship learning. Nature. 489 (7414), 145-149 (2012).
  24. Pan, Y., Baker, B. S. Genetic Identification and Separation of Innate and Experience-Dependent Courtship Behaviors in Drosophila. Cell. 156 (1-2), 236-248 (2014).
  25. Zhang, S. X., Rogulja, D., Crickmore, M. A. Dopaminergic Circuitry Underlying Mating Drive. Neuron. 91 (1), 168-181 (2016).
  26. Bowers, M. B., Van Woert, M., Davis, L. Sexual behavior during L-dopa treatment for Parkinsonism. The American journal of psychiatry. 127 (12), 1691-1693 (1971).
  27. Sacks, O. W. Awakenings. , Vintage Books. New York. (1999).
  28. Dietzl, G., Chen, D., et al. A genome-wide transgenic RNAi library for conditional gene inactivation in Drosophila. Nature. 448 (7150), 151-156 (2007).
  29. Crickmore, M. A., Vosshall, L. B. Opposing dopaminergic and GABAergic neurons control the duration and persistence of copulation in Drosophila. Cell. 155 (4), 881-893 (2013).
  30. Peng, J., Chen, S., Busser, S., Liu, H., Honegger, T., Kubli, E. Gradual Release of Sperm Bound Sex-Peptide Controls Female Postmating Behavior in Drosophila. Current biology. 15 (3), 207-213 (2005).
  31. Yapici, N., Kim, Y. J., Ribeiro, C., Dickson, B. J. A receptor that mediates the post-mating switch in Drosophila reproductive behaviour. Nature. 451 (7174), 33-37 (2008).
  32. Pellegrino, M., Nakagawa, T., Vosshall, L. B. Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae. Journal of Visualized Experiments. 36 (36), 1-5 (2010).
  33. Cook, R., Cook, A. The Attractiveness to males of female Drosophila melanogaster: effects of mating, age and diet. Animal behaviour. 23, 521-526 (1975).
  34. Toates, F. M. Motivational Systems (Problems in the Behavioural Sciences). , (1986).
  35. Hall, J. C. The mating of a fly. Science. 264 (5166), 1702-1714 (1994).
  36. Simpson, J. H. Mapping and manipulating neural circuits in the fly brain. Advances in genetics. 65 (9), 79-143 (2009).
  37. Venken, K. J. T., Simpson, J. H., Bellen, H. J. Genetic Manipulation of Genes and Cells in the Nervous System of the Fruit. Neuron. 72 (2), 202-230 (2011).
  38. Klapoetke, N. C., Murata, Y., et al. Independent optical excitation of distinct neural populations. Nature methods. 11 (3), 338-346 (2014).
  39. Bellen, H. J., Levis, R. W., et al. The BDGP gene disruption project: single transposon insertions associated with 40% of Drosophila genes. Genetics. 167 (2), 761-781 (2004).
  40. Spradling, A. C., Stern, D., et al. The Berkeley Drosophila Genome Project gene disruption project: Single P-element insertions mutating 25% of vital Drosophila genes. Genetics. 153 (1), 135-177 (1999).
  41. Parks, A. L., Cook, K. R., et al. Systematic generation of high-resolution deletion coverage of the Drosophila melanogaster genome. Nature genetics. 36 (3), 288-292 (2004).
  42. Matthews, K. A., Kaufman, T. C., Gelbart, W. M. Research resources for Drosophila: the expanding universe. Nature reviews. Genetics. 6 (3), 179-193 (2005).
  43. Ni, J. Q., Liu, L. P., et al. A Drosophila resource of transgenic RNAi lines for neurogenetics. Genetics. 182 (4), 1089-1100 (2009).
  44. Ni, J. Q., Zhou, R., et al. A genome-scale shRNA resource for transgenic RNAi in Drosophila. Nature. 8 (5), 405-407 (2011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

popęd kopulacyjny Drosophilatest sytościmotywacja do zalotówstymulacja dopaminergicznanarzędzia neurogenetyczneparadygmat behawioralnyindeks zalotówczęstotliwość kopulacjitło genetyczneoptogenetyka
Pomiar i zmiana popędu godowego u samca Drosophila melanogaster
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.