Opisana tutaj metoda pozwala na wizualizację zależnej od promotora IL-8 aktywacji stanu zapalnego w płucach myszy za pomocą nieinwazyjnego obrazowania bioluminescencyjnego (BLI). To samo zwierzę może być poddawane BLI wielokrotnie przez okres do dwóch miesięcy od momentu dostarczenia konstruktu reporterowego lucyferazy.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Przejściowo transgenizowany model myszy IL-8 do długoterminowego monitorowania in vivo reakcji zapalnych
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Zapalenie dróg oddechowych jest często związane z infekcjami bakteryjnymi i stanowi główny czynnik determinujący chorobę płuc. Określenie in vivo zdolności prozapalnych różnych czynników jest trudne i wymaga procedur terminalnych, takich jak płukanie oskrzelowo-pęcherzykowe i usunięcie płuc do analizy in situ, co wyklucza wizualizację podłużną u tej samej myszy. W tym przypadku zapalenie płuc jest wywoływane poprzez dotchawicze wkraplanie supernatantu kultury Pseudomonas aeruginosa (SN) u przejściowo transgenizowanych myszy z ekspresją genu reporterowego lucyferazy pod kontrolą heterologicznego promotora bydlęcego IL-8. Ekspresja lucyferazy w płucach jest monitorowana za pomocą analizy obrazu bioluminescencyjnego in vivo (BLI) w okresie od 2,5 do 48 godzin po wkropleniu. Procedurę można powtarzać wielokrotnie w ciągu 2-3 miesięcy, co pozwala na ocenę reakcji zapalnej u tych samych myszy bez konieczności przerywania ciąży zwierząt. Takie podejście pozwala na monitorowanie czynników pro- i przeciwzapalnych działających w płucach w czasie rzeczywistym i wydaje się odpowiednie do badań funkcjonalnych i farmakologicznych.
Wprowadzenie
Przewlekłe choroby płuc, takie jak astma, przewlekła obturacyjna choroba płuc (POChP), mukowiscydoza (CF) i rozstrzenie oskrzeli, charakteryzują się zapaleniem dróg oddechowych. Zapalenie dróg oddechowych charakteryzuje się obrzękiem, naciekiem komórkowym, aktywacją limfocytów T i komórek tucznych, zwiększonym wydzielaniem dróg oddechowych i nadmiernym odkładaniem się kolagenu. Mukowiscydoza jest chorobą wieloukładową, a jej główną przyczyną śmiertelności i zachorowalności jest zakażenie bakteryjne płuc z narastającym zaostrzeniem choroby płuc. Pogorszenie czynności płuc zapowiada znacznie gorszy wynik1,2,3,4.
Stan zapalny dróg oddechowych jest zazwyczaj obserwowany poprzez ocenę markerów immunologicznych rekrutowanych podczas procesu zapalnego w materiale pochodzącym z dolnych i górnych dróg oddechowych, takich jak plwocina, która daje zmienne wyniki. Wykonywane są również bronchoskopie5. Modele mysie są cennymi narzędziami do badania patogenezy i ewolucji chorób charakteryzujących się zapaleniem dróg oddechowych, dla których nie zidentyfikowano jeszcze skutecznych metod leczenia lub lekarstw. Modele zwierzęce infekcji płuc i stanu zapalnego zostały wykorzystane do badania astmy i interakcji gospodarz-patogen, w tym roli substancji chemicznych, które symulują warunki ludzkie (np. narażenie na dym papierosowy, LPS, elastazę, albuminę jaja kurzego, poli I:C itp., a także kombinacje powyższych)6. Pomiar parametrów związanych ze stanem zapalnym wymaga poświęcenia zwierząt, ponieważ do pomiaru takich czynników, jak obciążenie bakteryjne, cytokiny w płucach i pobrany płyn z płukania oskrzelowo-pęcherzykowego (BAL) wymagane są podejścia inwazyjne. Często wymagane są również badania histologiczne. Możliwość uzyskania informacji na temat kinetyki odpowiedzi zapalnej wymaga wykorzystania wielu myszy. Dlatego technika, która pozwoliłaby na uzyskanie takich informacji bez konieczności poświęcania zwierząt, jest cenna z technicznego, etycznego, ekonomicznego i operacyjnego
punktu widzenia.IL-8 odgrywa kluczową rolę w procesie zapalenia, rekrutując leukocyty do tkanki objętej stanem zapalnym. Stanowi odczyt molekularny do badania aktywacji szlaku zapalnego. MIP-2 i KC mogą być funkcjonalnymi homologami ludzkiej IL-8 u myszy. Myszy wyrażają tylko jeden potencjalny receptor IL-8, homolog ludzkiego CXCR27,8, ale są zdolne do modulowania heterologicznego promotora genu IL-8, który napędza gen reporterowy. Mysi model zapalenia płuc został niedawno opracowany po obserwacji, że bydlęcy konstrukt promotora IL-8 / reportera lucyferazy może być transaktywowany u myszy. Ta funkcja pozwala na wykorzystanie obrazowania bioluminescencyjnego (BLI) do monitorowania reakcji zapalnej u żywych zwierząt9.
Ten model został dostosowany do badania stanu zapalnego wywołanego przez egzoprodukty bakteryjne (np. LPS lub produkty uwalniane przez szczepy bakteryjne) lub TNFalpha10,11. Proces odkrywania leków koncentruje się na rozwoju i optymalizacji starych i nowych cząsteczek przeciwzapalnych, które mogą leczyć choroby płuc, takie jak mukowiscydoza, astma i POChP. Te nowe jednostki chemiczne muszą być szybko i wygodnie testowane na modelach zwierzęcych, które można powiązać z określonymi fenotypami klinicznymi, aby ułatwić projektowanie inteligentnych badań klinicznych.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wszystkie opisane eksperymenty na zwierzętach zostały zatwierdzone przez wewnętrzną komisję ds. dobrostanu zwierząt w Międzywydziałowym Centrum Służby Badań Eksperymentalnych na Uniwersytecie w Veronie i są zgodne z Dyrektywą Europejską 2010/63 UE, włoskim dekretem D.Lgs 26/2014 oraz zrewidowanym opracowaniem „Guide for the Care and Use of Laboratory Animals”, Washington, D.C.: National Academy Press, 1996. Niniejszy protokół oraz przeprowadzone eksperymenty zostały zatwierdzone przez National Institutes of Health (n 273/15). Zwierzęta miały swobodny dostęp do standardowej karmy dla gryzoni oraz zmiękczonej wody z kranu i przed rozpoczęciem jakiegokolwiek leczenia były aklimatyzowane przez co najmniej 5 dni do warunków lokalnego animalarium (temperatura w pomieszczeniu: 20 - 24 °C; wilgotność względna: 40 - 70%; cykl światło-ciemność: 12 h).
1. Dostarczanie genów in vivo
- Do przygotowania kompleksów odczynnika do dostarczania in vivo/kwasów nukleinowych należy użyć komory z laminarnym przepływem powietrza.
- Należy określić protokół i parametry eksperymentalne zgodnie z instrukcją producenta dotyczącą zastosowań in vivo.
- Należy zastosować całkowitą objętość iniekcji wynoszącą 200 µL kompleksów na mysz.
- Należy zacząć od 40 µg DNA zawieszonego w wodzie wolnej od endotoksyn; zakres optymalizacji może wynieść do 60 µg.
UWAGA: Zgodnie z instrukcją producenta końcowe stężenie kwasu nukleinowego w objętości iniekcji nie może przekraczać 0,5 µg/µL. - Należy zastosować stosunek N/P od 6 do 8 (0,12 - 0,16 µL odczynnika do dostarczania na µg kwasu nukleinowego). Należy obliczyć odpowiednią objętość odczynnika do dostarczania.
UWAGA: Kompleksy powinny być kationowe, aby zapewnić skuteczne wnikanie do komórek. Stosunek N/P definiuje się jako liczbę reszt azotowych (N) w odczynniku do dostarczania in vivo na grupę fosforanową (P) kwasu nukleinowego i stanowi on miarę równowagi jonowej w obrębie kompleksów.
- Należy rozcieńczyć obliczoną ilość (patrz krok 1.2.1) kwasu nukleinowego w 5% glukozie (stężenie końcowe), używając roztworu stokowego 10% glukozy (załączonego) oraz wody sterylnej. Należy upewnić się, że objętość rozcieńczenia stanowi połowę końcowej objętości iniekcji. Całość należy delikatnie wymieszać w wstrząsaciu typu vortex lub poprzez pipetowanie w górę i w dół.
- Należy rozcieńczyć obliczoną ilość (patrz krok 1.2.3) odczynnika do dostarczania do połowy objętości iniekcji w 5% glukozie (stężenie końcowe), używając roztworu stokowego 10% glukozy (załączonego) oraz wody sterylnej. Próbkę należy delikatnie wymieszać w wstrząsacu typu vortex, a następnie wirować przy 13,000 x g przez 15 s.
- Powyższe rozcieńczone odczynniki do dostarczania należy dodać do rozcieńczonego kwasu nukleinowego w jednej porcji. Należy je wymieszać za pomocą delikatnego wstrząsania w vortexie, a następnie wirować przy 13,000 x g przez 15 s.
- Mieszaninę z kroku 1.5 należy inkubować przez 15 min w temperaturze pokojowej.
UWAGA: Od tego momentu kompleksy są stabilne przez 4 h w temperaturze pokojowej oraz do 7 dni podczas przechowywania w temperaturze 4 °C. - Iniekcje do żyły ogonowej należy wykonywać przy użyciu kompleksów wyrównanych do temperatury pokojowej. Ogon myszy należy umieścić w ciepłej wodzie (50 - 53 °C) na 30 s, aby umożliwić rozszerzenie żyły.
- Myszy należy umieścić w urządzeniu stabilizującym. Igłę o rozmiarze od 27 do 30G należy wprowadzić do żyły ogonowej pod kątem 20 - 30° i powoli wstrzyknąć 200 µL. Po zakończeniu należy wyjąć igłę i ucisnąć miejsce iniekcji.
UWAGA: Lekkie wybrzuszenie ogona podczas iniekcji świadczy o nieprawidłowym ustawieniu igły. W takim przypadku należy wyjąć igłę i powtórzyć proces bliżej nasady ogona względem poprzedniego miejsca.
- Myszy należy umieścić w urządzeniu stabilizującym. Igłę o rozmiarze od 27 do 30G należy wprowadzić do żyły ogonowej pod kątem 20 - 30° i powoli wstrzyknąć 200 µL. Po zakończeniu należy wyjąć igłę i ucisnąć miejsce iniekcji.
- Ekspresję genów należy zwizualizować, wykonując obrazowanie BLI in vivo (patrz krok 2) w 24. i 48. godzinie po iniekcji dożylnej.
2. BLI in vivo
UWAGA: Wcześniej należy przygotować świeży roztwór zapasowy D-lucyferyny o stężeniu 15 mg/mL w DPBS, wysterylizować go za pomocą jednostki filtrującej 0,22-µm i przechowywać w temperaturze -20 °C.
- Umieść myszy w przezroczystej pleksiglasowej komorze anestezjologicznej. Upewnij się, że komora z izofluranem jest pełna. Przed rozpoczęciem anestezji zwierząt upewnij się, że przełączniki pompy (po lewej) i komory (po prawej) są włączone. Ustaw pokrętło izofluranu na 2,5% podczas indukcji i na 2% podczas podtrzymywania znieczulenia. Zwierzęta wewnątrz komory IVIS są utrzymywane w anestezji izofluranem w stężeniu 2,5% podczas akwizycji obrazów.
- Po pełnym znieczuleniu myszy, wstrzyknij dojamieniowo 10 mL/kg masy ciała roztworu D-lucyferyny na 15 min przed obrazowaniem.
UWAGA: Należy przeprowadzić badanie kinetyczne D-lucyferyny, aby określić czas wystąpienia szczytu sygnału po podaniu D-lucyferyny. - Otwórz system obrazowania in vivo i przygotuj komorę obrazującą, wyścielając ją arkuszem czarnego brystolu (utylizować po zakończeniu). Umieść stożki nosowe w sposób zapewniający prawidłową anestezję (stosuj jeden stożek na mysz).
UWAGA: Rura doprowadzająca środek znieczulający do urządzenia jest rozdzielona tak, aby to samo stężenie anestetyku docierało do kolektorów anestezjologicznych znajdujących się wewnątrz systemu obrazowania. - Przenieś myszy (do 5 osobników) z pudełka do stożków nosowych przymocowanych do kolektora w systemie obrazowania i zamknij drzwiczki. Akwizycja obrazu trwa 5 min.
- Wykonaj BLI przy użyciu oprogramowania producenta w następujący sposób:
- Uruchom oprogramowanie. W panelu sterowania akwizycją systemu obrazowania in vivo zaznacz pole Luminescent. Potwierdź, że ustawienie filtra wzbudzenia (Excitation Filter) to Block, a ustawienie filtra emisji (Emission Filter) to Open.
- Kliknij strzałki: dla trybu obrazowania luminescencyjnego (Luminescent Imaging Mode) wybierz czas ekspozycji 5 min, Binning 8 oraz F/Stop 1; dla trybu obrazowania fotograficznego (Photograph Imaging Mode) wybierz Binning 4 oraz F/stop 8.
- Z listy rozwijanej Pola Widzenia (Field of View) wybierz D, 19 cm oraz wysokość obiektu (Subject Height) 1,5 cm. Po przygotowaniu do wykonania obrazu kliknij Acquire.
- Po zakończeniu akwizycji obrazów umieść myszy z powrotem w klatkach.
- Ilościowo określ fotony emitowane z określonych obszarów za pomocą oprogramowania producenta:
- Kliknij ROI Tools na palecie narzędzi. W ROI Tools wybierz Measurement ROI z listy rozwijanej Typ (Type).
- Kliknij ikonę kwadratu i narysuj kwadratowy obszar ROI o odpowiednich wymiarach, obejmujący klatkę piersiową jednego zwierzęcia. Skopiuj i wklej ROI dla każdego zwierzęcia, aby uzyskać obszary o tych samych wymiarach. W panelu ROI Tools kliknij Measure ROI, aby uzyskać pomiary całkowitej intensywności w obszarach ROI.
- Przejrzyj dane pomiarowe ROI (ROI Measurements) dla wszystkich obszarów utworzonych na obrazach lub w sekwencjach podczas sesji (jeden ROI w jednym wierszu). Kliknij Export i wybierz folder, w którym plik zostanie zapisany.
3. Wywołanie stanu zapalnego u myszy za pomocą bodźców pro zapalnych
UWAGA: Przed stymulacją myszy bodźcami prozapalnymi należy sprawdzić poziom aktywacji bazowej za pomocą BLI in vivo (patrz krok 2). Między dostarczeniem genu in vivo a stymulacją myszy musi upłynąć co najmniej 7 dni, aby łagodny i przejściowy stan zapalny ustąpił.
- Przygotuj sprzęt do instylacji dotchawiczej (patrz Rycina 1 i Rycina 2).
- Podłącz jednorazowe strzykawki 5 ml ze sprężyną (C, E), strzykawkę 100 µL (B) oraz jednorazowy manometr (D) do kurka trójdrożnego (A). Umieść system na wsporniku (H). Umieść system na wsporniku (H).
- Podłącz mikroprzewód medyczny PE190 (F) do jednorazowego manometru (D) oraz do adaptera typu pen century (G).
- Napełnij strzykawkę 5 mL ilością 800 µL powietrza i przekręć kurek trójdrożny.
UWAGA: Napełnij rurkę nadsączem z hodowli Pseudomonas aeruginosa, aspirując 50 µl do strzykawki 100 µl.
Rycina 1: Schematyczny przedstawienie pojedynczego elementu urządzenia wewnątrztachealnego.
(A) kurek trójdrożny, (B) strzykawka Hamiltona 100-µL, (C) jednorazowa strzykawka 5-mL, (D) jednorazowy manometr, (E) jednorazowa strzykawka 5-mL ze sprężyną, (F) mikroprzewód medyczny PE190, (G) Pen Century oraz (H) podpora. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.
Rycina 2: Przedstawienie zmontowanego urządzenia dotrachealnego.
Oznaczenia są takie same jak na Rycini 1. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
- Zanurz myszy w komorze z waporyzatorem izofluranu ustawionym na 2,5% izofluranu w mieszaninie z tlenem w celu znieczulenia.
- Monitoruj zwierzę przez 3 - 5 min, aby ocenić działanie środka znieczulającego.
UWAGA: Aby potwierdzić pełne znieczulenie myszy, uważnie monitoruj następujące objawy: spowolnienie częstotliwości oddechów, brak wyciągania przednich kończyn podczas podnoszenia za kark oraz brak reakcji na stymulację kończyn tylnych. Jeśli kryteria te nie zostaną spełnione, odczekaj kilka dodatkowych minut i sprawdź je ponownie przed przejściem do następnego kroku. - Umieść znieczuloną mysz na pleksiglasowej platformie do intubacji, zawieszając ją za siekacze umieszczone na drucie.
- Włącz laryngoskop lewą ręką (w przypadku badaczy praworęcznych) i chwyć pęsetę z tępymi końcami. Używając końcówki laryngoskopu i pęsety, delikatnie rozewrzyj pysk.
- Wyciągnij język i odsuń go na bok za pomocą pęsety. Poprowadź ostrze laryngoskopu w stronę tylnej części jamy ustnej. Delikatnie dociskaj laryngoskop pod kątem 90°, aż do momentu, gdy ujrzysz otwór krtani. Przytrzymaj laryngoskop w tej pozycji.
- Drugą ręką weź rurkę podającą połączoną z końcem rurki PE i wprowadź ją do tchawicy. Obróć zawór trójdrożny, aby podać inokulum. Jak najszybciej wyciągnij rurkę z tchawicy. Trzymaj mysz w pozycji pionowej przez kilka sekund, aby umożliwić wniknięcie inokulum do płuc.
UWAGA: Myszy uduszą się i zginą, jeśli tchawica zostanie zablokowana na zbyt długo. - Zdejmij mysz z platformy. Czas wybudzania może różnić się w zależności od szczepu; uważnie monitoruj mysz, upewniając się, że zwierzę w pełni odzyska przytomność w ciągu 30 min po zabiegu.
- Wstrzyknij dootrzewnowo 150 mg/kg D-lucyferyny i obrazuj płuca za pomocą systemu obrazowania in vivo 4, 24 i 48 h po intratrachealnej instylacji bodźców. Ilościowo określ liczbę fotonów emitowanych z określonych obszarów, korzystając z oprogramowania producenta.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Przejściowy transgeniczny model mysi bIL-8-Luc został wykorzystany do monitorowania in vivo stanu zapalnego płuc u myszy poddanych działaniu stężonego supernatantu bakteryjnego (30x) zawierającego wydzielane czynniki wirulencji. Indukowana odpowiedź zapalna była wykrywalna za pomocą obrazowania in vivo jako wzrost sygnału BLI. Aktywność prozapalna była wyraźnie widoczna 2,5 h po instylacji, choć sygnał BLI osiągnął najwyższy szczyt między 5 a 24 h i był nadal wykrywalny ...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
W poprzedniej pracy11 pokazano kontrast między markerami BLI i BAL zależnymi od bIL-8-Luc. Opierał się on na zróżnicowanym stopniu wrażliwości w obrębie szczepów myszy12. Z tego powodu pierwsze zastosowanie modelu bIL-8-Luc do innego szczepu myszy wymaga wstępnego zbadania odpowiedzi zapalnej, zarówno pod kątem BLI, jak i bardziej standaryzowanych markerów stanu zapalnego.
Transfekcja myszy powoduje łagodne zapalenie płuc i aktywację bIL-8-Luc, k...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Ta praca była wspierana przez Projekt Włoskiej Fundacji Mukowiscydozy FFC#18/2013, FFC#29/2015 oraz przez Włoską Ligę Mukowiscydozy poprzez Oddział Veneto — Associazione Veneta Lotta contro la Fibrosi Cistica Onlus.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| System tomografii fluorescencyjnej FMT 2500 | Perkin Elmer Inc. | Eksperymentalny Builder | |
| IVIS Lumina serie II Przedkliniczny In Vivo; System obrazowania | Perkin Elmer Inc. | Eksperymentalny konstruktor | |
| MMPsense 750 FAST | Perkin Elmer Inc. | NEV10001EX | Chronić przed światłem, przechowuj sondę w temperaturze 4 & stopni; C |
| Samica wsobna BalbC | Harlan Laboratories Włochy | Przed użyciem zwierzęta aklimatyzowano przez co najmniej 5 dni do lokalnych warunków wiwarium | |
| plazmid bIL-8-Luc | Wydział Nauk Medycznych i Weterynaryjnych, Uniwersytet w Parmie, Włochy | Przechowuj plazmid w temperaturze -20 &stopni; C | |
| pGL3basic vector | Promega | E1751 | Przechowuj wektor w temperaturze -20 ° C |
| Odczynnik do transfekcji DNA JetPEI | Transfekcja Polyplus transfekcja | 201B-001G | Mieszanina DNA i JetPEI została opracowana z końcowym stosunkiem N/P 7 |
| sól potasowa D-lucyferyny 1 g | Perkin Elmer Inc. | 122796 | Chronić przed światłem, przechowywać w temperaturze -20 stopni; C |
| Oprogramowanie Living Image | Caliper Nauki przyrodnicze, | Eksperymentalny budowniczy | |
| Isoflurane | ESTEVE spa | 571329.8 | Nie wdychać |
| zestawu do oznaczania cytokin Bio-Plex | Bio-Rad Laboratories | M60-009RDPD | Przechowuj nieotwarty zestaw w temperaturze 4 & stopni; C |
| Automatyczny licznik komórek | Dasit XT 1800J | Eksperymentalny budowniczy | |
| Model Penn-century DP-4M Insulatator suchej energii | Penn-century | DPM-EXT | |
| System znieczulenia gazowego XGI-8 | Perkin Elmer Inc. | Experimental Builder | |
| PE190 mikro rurki medyczne | 2instrumenty biologiczne snc | BB31695-PE/8 | |
| Strzykawka bez igły 5 ml | Terumo | SS*05SE1 | Wytnij deski tłoka nożyczkami |
| Hamilton 0,10 mL (model 1710) | Gazoszczelny | 81022 | |
| Discofix 3-drożny kran | Braun | 4095111 | |
| Strzykawka z igłą 1 mL | roztwór | 3,071,260,300,320 | Stosować bez igły |
| Plastikowe rurki do karmienia 18ga x 50 mm | 2instrumenty biologiczne snc | FTP-18-50 | Ukośnie odciąć końcówkę |
Bibliografia
- Barnes, P. J. Therapeutic approaches to asthma-chronic obstructive pulmonary disease overlap syndromes. J Allergy Clin Immunol. 136 (3), 531-545 (2015).
- Cohen-Cymberknoh, M., Kerem, E., Ferkol, T., Elizur, A. Airway inflammation in cystic fibrosis: molecular mechanisms and clinical implications. Thorax. 68 (12), 1157-1162 (2013).
- Dhooghe, B., Noel, S., Huaux, F., Leal, T. Lung inflammation in cystic fibrosis: pathogenesis and novel therapies. Clin Biochem. 47 (7-8), 539-546 (2014).
- Durham, A. L., Caramori, G., Chung, K. F., Adcock, I. M. Targeted anti-inflammatory therapeutics in asthma and chronic obstructive lung disease. Transl Res. 167 (1), 192-203 (2015).
- Sagel, S. D. Noninvasive biomarkers of airway inflammation in cystic fibrosis. Curr Opin Pulm Med. 9 (6), 516-521 (2003).
- Starkey, M. R., et al. Murine models of infectious exacerbations of airway inflammation. Curr Opin Pharmacol. 13 (3), 337-344 (2013).
- Cacalano, G., et al. Neutrophil and B cell expansion in mice that lack the murine IL-8 receptor homolog. Science. 265 (5172), 682-684 (1994).
- Simonet, W. S., et al. Long-term impaired neutrophil migration in mice overexpressing human interleukin-8. J Clin Invest. 94 (3), 1310-1319 (1994).
- Stellari, F. F., et al. In vivo imaging of transiently transgenized mice with a bovine interleukin 8 (CXCL8) promoter/luciferase reporter construct. PLoS One. 7 (6), e39716(2012).
- Stellari, F., et al. In vivo imaging of the lung inflammatory response to Pseudomonas aeruginosa and its modulation by azithromycin. J Transl Med. 13, 251(2015).
- Stellari, F., et al. In vivo monitoring of lung inflammation in CFTR-deficient mice. J Transl Med. 14 (1), 226(2016).
- De Simone, M., et al. Host genetic background influences the response to the opportunistic Pseudomonas aeruginosa infection altering cell-mediated immunity and bacterial replication. PLoS One. 9 (9), e106873(2014).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
