Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Ocena rezerwy wapniowej retikulum sarkoplazmatycznego i wewnątrzkomórkowego rozkurczowego usuwania wapnia w izolowanych kardiomiocytach komorowych

9.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/55797

⸱

18 września 2017

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Cardiology, Sir Run Run Shaw Hospital, Zhejiang University School of Medicine, 2Experimental Research Center, China Academy of Chinese Medical Sciences, 3Department of Cardiology, The Third Hospital of Hangzhou City

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Wewnątrzkomórkowy recykling wapnia odgrywa kluczową rolę w regulacji funkcji skurczowej i rozkurczowej w kardiomiocytach. W tym miejscu opisujemy protokół oceny rezerwy Ca2 + retikulum sarkoplazmatycznego i rozkurczowej funkcji usuwania wapnia w kardiomiocytach za pomocą systemu obrazowania wapnia.

Streszczenie

Wewnątrzkomórkowy recykling wapnia odgrywa kluczową rolę w regulacji funkcji skurczowej i rozkurczowej w kardiomiocytach. Retikulum sarkoplazmatyczne serca (SR) służy jako rezerwuar Ca2 + do skurczu, który wychwytuje zwrotnie wewnątrzkomórkowy Ca2 + podczas relaksacji. Rezerwa SR Ca2 + dostępna dla uderzeń jest określona dla kurczliwości serca, a usunięcie wewnątrzkomórkowego Ca2 + ma kluczowe znaczenie dla funkcji rozkurczowej serca. W niektórych stanach patofizjologicznych, takich jak cukrzyca i niewydolność serca, upośledzony klirens wapnia i magazynowanie SR Ca2 + w kardiomiocytach mogą być zaangażowane w postęp dysfunkcji serca. W tym miejscu opisujemy protokół oceny rezerwy SRCa2+ i rozkurczowego usuwania Ca2+. Krótko mówiąc, pojedynczy kardiomiocyt wyizolowano enzymatycznie, a wewnątrzkomórkowa fluorescencja Ca2 + wskazywana przez Fura-2 została zarejestrowana przez system obrazowania wapnia. Aby wykorzystać kofeinę do indukowania całkowitego uwalniania SRCa 2 +, zaprogramowaliśmy program automatycznego przełączania perfuzji poprzez połączenie systemu stymulacji i systemu perfuzji. Następnie wykorzystano dopasowanie krzywej monowykładniczej do analizy stałych czasu rozpadu stanów nieustalonych wapnia i impulsów wapniowych wywołanych kofeiną. W związku z tym oceniono udział SR Ca2+-ATPazy (SERCA) i wymiennika Na+-Ca2+ (NCX) w rozkurczowym usuwaniu wapnia.

Wprowadzenie

Wewnątrzkomórkowy recykling wapnia ([Ca2+]i) odgrywa kluczową rolę w regulacji funkcji skurczowej i rozkurczowej w kardiomiocytach1. Jak wiemy, wywołane wapniem uwalnianie Ca2+ inicjuje sprzężenie wzbudzenia-skurczu, które przekształca sygnał elektryczny na skurcz. Depolaryzacja błony aktywuje sarkolemmalne kanały Ca2 + typu L, które indukują uwalnianie Ca2 + z SR do cytoplazmy za pośrednictwem receptorów ryanodine 2 (RyR2). Przemijające podwyższone cytoplazmatyczne Ca2 + inicjuje skurcz miofibryli. Podczas rozkurczu cytoplazmatyczny Ca2+ jest regenerowany do SR za pomocą SR Ca2+-ATPazy 2 (SERCA2) i wypompowywany z kardiomiocytu przez wymiennik Na+-Ca2+ (NCX)2. Proces ten prowadzi do recyklingu skurczowo-relaksacyjnego w kardiomiocytach.

SR serca to wewnątrzkomórkowa sieć błonowa, która otacza kurczliwą maszynerię. Służy jako rezerwuar Ca2+ do skurczu i ponownie wchłania wewnątrzkomórkowy Ca2+ podczas relaksacji. Rezerwa SR Ca2+ dostępna dla uderzeń jest określona dla kurczliwości serca. Tymczasem usunięcie wewnątrzkomórkowego Ca2 + ma kluczowe znaczenie dla rozkurczu serca. W niektórych stanach patofizjologicznych, takich jak cukrzyca i niewydolność serca, upośledzony klirens Ca2 + i obniżony magazyn Ca2 + w kardiomiocytach mogą być zaangażowane w proces dysfunkcji serca2,3,4.

Do pomiaru uwalniania SR Ca2+ i rozkurczowego usuwania Ca2+ w kardiomiocytach, istnieją dwa szeroko stosowane podejścia: integralność prądu NCX oparta na patch-clamp5,6, oraz impuls Ca2+ wywołany kofeiną na podstawie obrazowania fluorescencyjnego Ca2+7,8,9. Pierwsze podejście opiera się na fakcie, że Ca2+ uwalniany z SR jest w dużej mierze wypompowywany z komórki przez NCX. Podejście to jest jednak ograniczone przez wymóg zaawansowanego sprzętu i umiejętnego działania. W niniejszym badaniu opisano wygodne podejście do oceny rezerwy Ca2 + SR i usuwania Ca2 + w miocytach poprzez pomiar impulsu Ca2 + wywołanego kofeiną w oparciu o system obrazowania fluorescencji Ca2 +. Krótko mówiąc, wewnątrzkomórkowa fluorescencja Ca2 + jest wskazywana przez Fura-2. Łącząc ze sobą system stymulacji i system perfuzji, przedstawiamy program do automatycznego przełączania systemu perfuzji i stymulacji. 10 mM kofeiny zastosowano w celu szybkiego wywołania całkowitego uwalniania Ca2 + w SR. Wykładnicze stałe czasu rozpadu (Tau) stanów przejściowych wapnia i impulsów wapnia wywołanych kofeiną uzyskano z dopasowania krzywej monowykładniczej, które odzwierciedlają udział SERCA i NCX w rozkurczowym usuwaniu Ca2+.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z protokołami zatwierdzonymi przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt w Eksperymentalnym Centrum Badawczym, Chińskiej Akademii Chińskich Nauk Medycznych i Uniwersytecie Zhejiang.

1. Przygotowanie roztworu

  1. Przygotować wszystkie roztwory zgodnie z opisem w Tabeli 1.

2. Izolacja kardiomiocytów lewej komory (LV)

UWAGA: Kardiomiocyty LV są izolowane enzymatycznie za pomocą systemu perfuzji Langendroffa, jak opisano wcześniej7,8,9,10,11.

  1. Skonfiguruj system perfuzyjny Langendroffa. Napełnij system perfuzyjny roztworem Normal Tyrode (NT), ustaw temperaturę na 36,5 °C i usuń wszelkie pęcherzyki powietrza w probówce.
  2. Zważyć i znieczulić szczura Sprague-Dawley przez dootrzewnowe wstrzyknięcie (ip) wodzianu chloralu (400 mg/kg). Potwierdź stan znieczulenia, oceniając reakcję na uszczypnięcie ogona lub palca u nogi po 5 minutach.
  3. Otwórz jamę brzuszną pod wyrostkiem mieczykowatym nożyczkami chirurgicznymi, podnieś wyrostek mieczykowaty i otwórz klatkę piersiową nożyczkami. Usuń osierdzie, lekko unieś serce zakrzywionymi kleszczami, zidentyfikuj łuk aorty i odetnij serce nożyczkami od nasady aorty.
  4. Przełóż serce do naczynia o średnicy 60 mm i umyj je roztworem NT. Przytrzymaj aortę za pomocą dwóch kleszczy do mikropreparacji i zamontuj ją na kaniuli perfuzyjnej Langendorffa, a następnie mocno podwiąż aortę do kaniuli za pomocą szwów chirurgicznych.
    UWAGA: Wykwalifikowany operator może zakończyć ten proces w ciągu 15 sekund.
  5. Wykonaj perfuzję serca za pomocą 30 ml roztworu NT, aby przywrócić krążenie w tętnicach wieńcowych. Następnie zmień perfuzat na 30 ml roztworu tylody wolnego od Ca2+ (10 mM tauryny, 1 mg/ml BSA), aby zatrzymać bicie serca. Następnie zmień perfuzat na roztwór izolacyjny kolagenazy A (0,6 mg/ml) w celu trawienia enzymatycznego.
    UWAGA: Kolagenazę A należy stosować do eksperymentów na szczurach z cukrzycą lub kolagenazę II do eksperymentów bez szczurów z cukrzycą.
  6. Po trawieniu przez 20-25 minut szybko zmień roztwór perfuzyjny na roztwór Tyrode wolny od Ca2+, aby zatrzymać dalsze trawienie. Następnie przytrzymaj serce kleszczami, odetnij je od kaniuli i umieść serce w 35-milimetrowym naczyniu zawierającym roztwór KB (patrz Tabela 1).
  7. Wytnij ścianę LV nożyczkami i kleszczami. Odetnij przedsionek, prawą komorę i obszar połączenia przedsionkowo-komorowego. Pozostała tkanka to LV; przenieść go do nowej płytki o średnicy 35 mm z roztworem KB. Tkankę LV rozdrobnić na małe kawałki.
  8. Delikatnie odpipetować kawałki za pomocą plastikowego zakraplacza z filtrem i ponownie zawiesić w 10 ml roztworu KB.
  9. Przefiltrować komórki za pomocą filtra ze stali nierdzewnej o aperturze 150 μm i przenieść do probówki wirówkowej o pojemności 15 ml. Wirować przy 150 x g przez 30 s i odrzucić supernatant. Ponownie zawiesić miocyty w 10 ml roztworu KB, swobodnie osiąść na 6 minut, wyrzucić supernatant i ponownie zawiesić osad w 10 ml roztworu KB.
    UWAGA: Wszystkie etapy wykonano w temperaturze 36 °C w roztworach zagazowanych 100%O2.

3. Reintrodukcja wapnia

  1. Po osadzeniu się przez 20 minut w roztworze KB wyrzuć supernatant i ponownie zawieś miocyty za pomocą roztworu do reintrodukcji wapnia A (0,3 mM Ca2+, 4,5 ml roztworu tyrodu wolnego od Ca2+, 1,5 ml roztworu NT) przez 10 minut.
  2. Powtórzyć powyższą procedurę z roztworem B do ponownego wprowadzania wapnia (0,3 mM Ca2+, 3 ml roztworu tyrodu wolnego od Ca2+, 3 ml roztworu NT).
  3. Powtórz powyższą procedurę z roztworem NT (1,2 mM Ca2+) w celu oczyszczenia dostępnych miocytów. Przechowuj wyizolowane miocyty LV w tym roztworze i badaj je w ciągu 4-6 godzin.

4. Konfiguracja systemu perfuzji

  1. Podłącz rurkę dopływową z roztworem NT do perfuzji w komorze (Rysunek 1A).
  2. W celu perfuzji igłowej docelowego miocytu podłącz wielolufową końcówkę kolektora (np. ołówek perfuzyjny, zwany dalej ołówkiem), zamocowaną w mikromanipulatorze, do systemu perfuzyjnego sterowanego zaworem. Dodaj roztwór NT i 10 mM roztworu kofeiny do każdej kolumny ołówka (Rysunek 1A).
  3. Usuń wszelkie pęcherzyki powietrza z rur, aby uniknąć zablokowania powietrza.
  4. Policz liczbę kropli z mikronowej końcówki ołówka przez 10 s i ręcznie wyreguluj regulator przepływu, aby utrzymać prędkość przepływu na przybliżonym poziomie 3 kroplówki/10 s.

5. Pomiary wewnątrzkomórkowego Ca2+ przejściowego i sarkomerowego skrócenia 7,8,9

  1. Odpipetować 10 μl zawiesiny komórek na szkiełku, policzyć liczbę komórek za pomocą licznika komórek pod mikroskopem i obliczyć gęstość. Rozcieńczyć miocyty do przybliżonego stężenia 50 000 komórek/ml.
  2. Dodać bulion Fura-2 acetoksymetylowy (AM) (barwnik wrażliwy na wapń) do 1 ml zawiesiny miocytów, aby doprowadzić końcowe stężenie do 2 μM. Przechowywać w ciemności przez 20 minut w temperaturze pokojowej.
  3. Wirować przy 150 g przez 30 s i ponownie zawiesić kardiomiocyty roztworem NT 2 razy.
  4. Wyłącz światło i utrzymuj komórki w ciemności. Umieść miocyty w komorze perfuzyjnej na 15 minut. Następnie rozpocznij perfuzję w komorze (1,5 ml/min) roztworem NT. Stymulacja miocytów polem o częstotliwości 1 Hz za pomocą stymulatora (czas trwania fali 4,0 ms, amplituda impulsu 8,0 V) przez 5 minut.
  5. Wybierz miocyt o dobrym kształcie (kształt pręcika, ostra krawędź i wyraźne prążki krzyżowe) i stabilnym stymulowanym skurczu (bez spontanicznego skurczu) pod mikroskopijną soczewką obiektywu 10x. Następnie zmień powiększenie mikroskopowe na 40x i obróć orientację kamery CCD, aby utrzymać miocyt w pozycji poziomej.
  6. Opraw pojedynczy miocyt, regulując adapter ramki komórkowej. Upewnij się, że tło jest czyste.
  7. Wystaw miocyty na działanie światła emitowanego przez lampę ksenonową z filtrami wzbudzenia o długości fali 340 lub 380 nm i zobrazuj miocyty przez obiektyw 40x. Wykrywanie sygnału fluorescencji przy długości fali 510 nm. W międzyczasie zwróć uwagę na zmiany długości sarkomerów miocytów i jednocześnie rejestruj za pomocą modułu miękkiej krawędzi.
  8. Rejestruj fluorescencję za pomocą systemu fotopowielacza fluorescencji z podwójnym wzbudzeniem. Uruchom program do nagrywania systemu obrazowania wapnia, kliknij "Plik/nowy plik", aby utworzyć nowy plik nagrania, a następnie kliknij przycisk "start", aby synchronicznie zarejestrować długość fluorescencji i sarkomeru.

6. Ocena funkcji usuwania rezerwy i rozkurczu Ca2+ SR Ca2+ 7,8,9

  1. Połącz port "Aux Out" w stymulatorze z portem "Analog In" w systemie sterowania zaworem (np. sterownikiem zaworu, patrz Tabela materiałów) za pomocą BNC (w celu synchronizacji sygnału TTL).
  2. Zaprogramuj program do automatycznego przełączania zaworów perfuzyjnych, jak opisano wcześniej8,9; Szczegółowe kroki obsługi są wymienione poniżej.
    1. Ustaw parametry w oprogramowaniu sterującym zaworem zgodnie z tabelą 2 i kliknij przycisk "Pobierz", aby pobrać sekwencję załadowaną w programie. Kliknij przycisk "Wyzwalacz", aby włączyć funkcję wyzwalania.
      UWAGA: System sterowania zaworem może wykonać sekwencję po otrzymaniu sygnału TTL.
    2. Ustaw stymulator w trybie sekwencyjnym i ustaw parametry zgodnie z tabelą 3.
  3. Ustaw stymulator na "kroku S1", aby nadać tempo miocytom LV przy 1 Hz. Rozpocznij perfuzję igły z prędkością 1,5 ml/min z roztworem NT.
    UWAGA: Ponieważ prędkość strumienia igły jest większa niż perfuzja w komorze, załamanie światła strumienia igły różni się od załamania światła perfuzji w komorze. Różnica załamania światła wskazuje na zakres efektywnej perfuzji igły, która otacza docelowe miocyty.
  4. Wybierz docelowy miocyt w widoku mikroskopowym o małej mocy (w kolejności od dołu do góry) i upewnij się, że można do niego dotrzeć za pomocą mikrokońcówki ołówka. Zmień powiększenie mikroskopu na 400x. Obróć orientację kamery CCD, aby utrzymać miocyty w pozycji poziomej. Dostosuj prostokątny otwór pod adapterem ramki komórkowej do odpowiedniego okna, które wypełnia się miocytami. Upewnij się, że tło jest minimalne; Nie pozwól, aby w tym oknie znalazły się inne miocyty lub resztki martwych komórek.
  5. Dostosuj położenie ołówka zamocowanego na mikromanipulatorze i ostrożnie umieść mikrokońcówkę w odległości promienia pola widzenia od docelowego miocytu pod 400-krotnym powiększeniem mikroskopu.
  6. Dostosuj zakres strumienia igły tak, aby obejmował głównie docelowy miocyt i upewnij się, że miocyt nie może zostać zmieciony przez przepływ igły.
  7. Po 60 s podstawowego tempa przesuń kursor stymulatora do "kroku D2".
    UWAGA: Reszta protokołu zostanie wykonana automatycznie przez stymulator i system sterowania zaworem. W oparciu o powyższe ustawienie, protokół może być wykonywany automatycznie, jak w Rysunek 2A, podstawowa stymulacja 1 Hz z roztworem NT przez 60 s. Następnie wstrzymaj stymulację i opóźnij na 2 s, szybko przełącz się na 10 mM perfuzji kofeiny na 15 s (aby funkcjonalnie uwolnić zapas Ca2+ w SR), a następnie przełącz się z powrotem na roztwór NT.
  8. Na końcu nagrania wykryj fluorescencję tła dla poszczególnych miocytów. Kliknij przycisk "pauza", aby wstrzymać nagrywanie pliku, przesuń widok mikroskopowy do pobliskiego pustego obszaru. Kliknij przycisk "nagraj", aby wznowić nagrywanie na sekundy i nagrać numeryczne wartości intensywności 340 i 380 nm w celu korekcji tła.
  9. Otwórz okno dialogowe "Operacja/Stała" i wprowadź odpowiednio wartości w formularzu "tło"; oprogramowanie może skorygować wartości współczynnika Fura 2, odejmując tło.

7. Analiza danych 9

  1. W celu pomiarów stanów przejściowych wapnia i skrócenia sarkomeru na podstawowym etapie stymulacji, należy uśrednić impulsy drgawkowe, a następnie przeanalizować parametry dynamiczne, takie jak stany przejściowe wapnia, stała czasowa przejściowego rozpadu wapnia (Tau-1 Hz), korzystając z oprogramowania automatycznie.
    UWAGA: Jeśli oprogramowanie nie pasuje dobrze do segmentu zaniku, wyeksportuj ślad spadku w celu ręcznego dopasowania krzywej monowykładniczej.
  2. W przypadku impulsów wapniowych wywołanych kofeiną wybierz tylko impuls o stromej fali do analizy funkcji usuwania wapnia. Wyklucz komórki z zakłóceniami sygnału, nieprawidłowym impulsem lub tymi, które odpłynęły w połowie.
  3. Zmierz amplitudę impulsu wapniowego wywołanego kofeiną (Ca-kofeina, wskaźnik rezerwySRCa 2+).
  4. Uzyskaj stałą czasu zaniku impulsu wapnia indukowanego kofeiną (Tau-kofeina) przez dopasowanie krzywej monowykładniczej (czas trwania 10 s) ręcznie z oprogramowania (Rysunek 2C).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

              W niniejszej pracy przedstawiamy przykład szczurów z cukrzycą indukowaną streptozotocyną (STZ) (DM) oraz szczurów rasy Sprague-Dawley (SD) w tym samym wieku. Samce szczurów SD w wieku 8 tygodni (200 ± 20 g) otrzymały pojedynczy wtrysk doszpikowy STZ (70 mg/kg, ip) w przypadku grupy DM lub bufor cytrynianowy w grupie kontrolnej. Tydzień po podaniu STZ szczury z poziomem glukozy we krwi > 16,7 mmol/L uznano za cukrzycowe. Po 8 tygodniach dokonano enzymatycznej izolacji mioc...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Strumień wapnia uwalniany z SR jest głównym źródłem Ca2+ dla skurczu w sercu. Do pewnego stopnia amplituda zawartości SR Ca2+ i ułamkowy Ca2+ uwalniany z SR odzwierciedlają rezerwę SR Ca2+ dostępną dla skurczu serca. Z drugiej strony, rezerwa Ca2+ SR zależy od zdolności wychwytu zwrotnego Ca2+ SR, wycieku Ca2+ SR i ich równowagi w SR podczas rozkurczu 12,13,14.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez granty z Narodowej Fundacji Nauk Przyrodniczych Chin (nr 81100159, Dongwu Lai; 81401147, Juhong Zhang), Programu Nauk Medycznych i Zdrowotnych Prowincji Zhejiang (Nr 201646246, Dongwu Lai) oraz Planu Nauki i Technologii Zdrowia Miasta Hangzhou (nr 2013A28, Ding Lin).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
NaClAlfa Aesar012314
MgCl2Alfa Aesar012315
KClAlfa Aesar11595
HEPEsSigmaH3375
D-GlucoseAlfa AesarA16828
NaOHAlfaAesar A18395
KOHAlfaAesar A18854
KH2PO4Alfa Aesar011594
MgSO4Alfa Aesar3337
L-glutaminicznyAlfa AesarA15031
TaurynaAlfa AesarA12403
EGTASigmaE3889
Kolagenaza ARoche10103586001
Kolagenaza Typ IIWorthingtonLS004177
BSARoche735094
kofeinaSigmaC0750
Fura-2 AMInvitrogenF1201
MikroskopOlympusOlympus IX 71
System LangendorffaBeijing Syutime Technology CoPlexiThermo-S-LANGC
MikromanipulatorMarchauserMM33 linki
Komora perfuzyjnaIonOptixFHD
Valve Controlled Grawitacyjny system perfuzyjnyALAVC 3-8
oprogramowanie sterownika zaworuALAVC 3 1.0.1.2
Precyzyjny regulator przepływuDelta Med3204315
Multi-Barrel Manifold Perfusion PencilAutoMate Scientific04-08-[360]
Wymienna końcówka MicronAutoMate Scientific360um i.d.
Systemy pomiaru fluorescencji i wymiarowania komórekIonOptixHyperswitch
Oprogramowanie do nagrywaniaIonOptixIonWizard 6.2.59
StymulatorIonOptixMyoPacer EP
Szczury Sprague-dawleyBeijing Vital River Laboratory Animal Technology Co.SCXK 2016-01-007436

Bibliografia

  1. Capel, R. A., Terrar, D. A. The importance of Ca (2+)-dependent mechanisms for the initiation of the heartbeat. Front Physiol. 6, 80(2015).
  2. Bers, D. M. Calcium cycling and signaling in cardiac myocytes. Annu Rev Physiol. 70, 23-49 (2008).
  3. Zhao, S. M., Wang, Y. L., Guo, C. Y., Chen, J. L., Wu, Y. Q. Progressive decay of Ca2+ homeostasis in the development of diabetic cardiomyopathy. Cardiovasc Diabetol. 13, 75(2014).
  4. Pereira, L., et al. Calcium signaling in diabetic cardiomyocytes. Cell calcium. 56 (5), 372-380 (2014).
  5. Coppini, R., et al. Late sodium current inhibition reverses electromechanical dysfunction in human hypertrophic cardiomyopathy. Circulation. 127 (5), 575-584 (2013).
  6. Ferrantini, C., et al. R4496C RyR2 mutation impairs atrial and ventricular contractility. J Gen Physiol. 147 (1), 39-52 (2016).
  7. Li, L., Chu, G., Kranias, E. G., Bers, D. M. Cardiac myocyte calcium transport in phospholamban knockout mouse relaxation and endogenous CaMKII effects. Am J Physiol. 274, H1335-H1347 (1998).
  8. Cheng, J., et al. CaMKII inhibition in heart failure, beneficial, harmful, or both. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 302, H1454-H1465 (2012).
  9. Lai, D., et al. The Rho kinase inhibitor, fasudil, ameliorates diabetes-induced cardiac dysfunction by improving calcium clearance and actin remodeling. J Mol Med (Berl). 95 (2), 155-165 (2017).
  10. Lai, D., et al. Stretch Current-Induced Abnormal Impulses in CaMKIIδ Knockout Mouse Ventricular Myocytes. J Cardiovasc Electrophysiol. 24 (4), 457-463 (2013).
  11. Xu, L., et al. Alterations of L-type calcium current and cardiac function in CaMKII{delta} knockout mice. Circ Res. 107 (3), 398-407 (2010).
  12. Roussel, J., et al. Palmitoyl-carnitine increases RyR2 oxidation and sarcoplasmic reticulum Ca2+ leak in cardiomyocytes: Role of adenine nucleotide translocase. Biochim Biophys Acta. 1852 (5), 749-758 (2015).
  13. Yaras, N., et al. Effects of diabetes on ryanodine receptor Ca2+ release channel (RyR2) and Ca2+ homeostasis in rat heart. Diabetes. 54 (11), 3082-3088 (2005).
  14. Hu, Y., et al. Adenovirus-Mediated Overexpression of O-GlcNAcase Improves Contractile Function in the Diabetic Heart. Circ Res. 96 (9), 1006-1013 (2005).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

System obrazowania wapniafluorescencja Fura 2indukowany kofein uwalnianie wapniadopasowanie krzywej mono wyk adniczejwk ad SERCA i NCXsystem perfuzji Langendorffaizolacja za pomoc kolagenazy A
Ocena rezerwy wapniowej retikulum sarkoplazmatycznego i wewnątrzkomórkowego rozkurczowego usuwania wapnia w izolowanych kardiomiocytach komorowych
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.