Artykuł metodologiczny

Kwantyfikacja peptydów i białek przy użyciu zautomatyzowanego immuno-MALDI (iMALDI)

DOI:

10.3791/55933

⸱

18 sierpnia 2017

 ,  ,  ,  , 
1University of Victoria-Genome BC Proteomics Centre, 2Jewish General Hospital, McGill University, 3Dept of Biochemistry and Microbiology, University of Victoria, 4Proteomics Centre, Segal Cancer Centre, Lady Davis Institute, Jewish General Hospital, McGill University, 5Gerald Bronfman Department of Oncology, Jewish General Hospital

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiono protokół kwantyfikacji białek w złożonych płynach biologicznych przy użyciu technologii automatycznego immuno-MALDI (iMALDI).

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Spektrometria mas (MS) jest jedną z najczęściej używanych technologii do ilościowego oznaczania białek w złożonych próbkach, z doskonałą specyficznością testową w wyniku bezpośredniego wykrywania stosunku masy do ładunku każdej cząsteczki docelowej. Jednak proteomika oparta na stwardnieniu rozsianym, podobnie jak większość innych technik analitycznych, ma tendencję do pomiaru analitów o wysokiej obfitości, więc trudno jest osiągnąć granice wykrywalności niskiego ng / ml lub pg / ml w złożonych próbkach, a jest to zakres stężeń dla wielu istotnych dla choroby białek w płynach biologicznych, takich jak ludzkie osocze. Aby pomóc w wykrywaniu analitów o niskiej liczebności, do testu włączono wzbogacanie układu immunologicznego w celu zagęszczenia i oczyszczenia analitu przed pomiarem SM, co znacznie poprawiło czułość testu. W niniejszej pracy przedstawiono technologię immuno-Matrix-Assisted Laser Desorption/Jonizization (iMALDI) do ilościowego oznaczania białek i peptydów w płynach biologicznych, w oparciu o wzbogacenie immunologiczne na kulkach, a następnie pomiar MALDI-MS bez wcześniejszej elucji. Przeciwciała antypeptydowe są funkcjonalizowane na kulkach magnetycznych i inkubowane z próbkami. Po umyciu kulki są bezpośrednio przenoszone na tarczę celowniczą MALDI, a sygnały są mierzone za pomocą przyrządu MALDI-Time of Flight (MALDI-TOF) po nałożeniu roztworu matrycowego na kulki. Procedura przygotowania próbki jest uproszczona w porównaniu z innymi testami immuno-MS, a pomiar MALDI jest szybki. Całe przygotowanie próbki jest zautomatyzowane dzięki systemowi obsługi cieczy, co zapewnia lepszą powtarzalność testu i wyższą przepustowość. W tym artykule test iMALDI służy do oznaczania stężenia peptydu angiotensyny I (Ang I) w osoczu, który jest stosowany klinicznie jako odczyt aktywności reniny w osoczu do badań przesiewowych pierwotnego aldosteronizmu (PA).

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Spektrometria mas stała się nieodzownym narzędziem w proteomice ilościowej. Spektrometria mas może określać masy docelowych białek lub peptydów, dlatego uzyskane sygnały analitowe mogą być wysoce specyficzne w porównaniu z testami immunologicznymi. Dwie metody jonizacji, elektrospray i MALDI, są najczęściej używane do wykrywania białek i peptydów1,2,3,4. Głównym wyzwaniem w kwantyfikacji białek na podstawie stwardnienia rozsianego jest wykrywanie białek o niskiej liczebności w złożonych próbkach w stężeniach ng/ml lub pg/ml w obecności białek o wysokiej obfitości, a wiele potencjalnych biomarkerów białkowych znajdujących się w ludzkim osoczu mieści się w tym zakresie5. Ten problem jest w dużej mierze spowodowany z natury szerokim zakresem dynamiki i złożonością ludzkiego proteomu6.

Aby sprostać tym wyzwaniom związanym z wykrywaniem, opracowano metody immuno-MS, które wzbogacają docelowe białka lub peptydy z roztworów próbek na powierzchnię ciała stałego, a następnie elucję analitów i pomiar MS7,8,9,10. Poprzez wzbogacenie immunologiczne anality są oczyszczane ze złożonych próbek, dzięki czemu efekty tłumienia jonów przez inne cząsteczki są zminimalizowane. Spośród różnych podpór stałych, kulki magnetyczne są obecnie najczęściej stosowane, ponieważ mają zalety wysokiej zdolności wiązania przeciwciał i łatwości obsługi. Kulki magnetyczne o różnych funkcjonalizacjach i rozmiarach zostały opracowane i skomercjalizowane do eksperymentów z immunoprecypitacją. Do tej pory wzbogacanie immunologiczne na kulkach było połączone zarówno z jonizacją elektronrozpylania (ESI), jak i MALDI-MS do pomiaru białek i peptydów. W stabilnych wzorcach izotopowych i technologii wychwytywania za pomocą przeciwciał antypeptydowych (SISCAPA) białka w próbkach są trawione, a następnie inkubowane z kulkami pokrytymi przeciwciałami w celu wzbogacenia odporności. W "klasycznym" SISCAPA wychwycone peptydy proteotypowe są eluowane z kulek i mierzone za pomocą chromatografii cieczowej-ESI-MS (LC-MS) lub za pomocą bezpośredniej infuzji ESI-Multiple Reaction Monitoring-MS (ESI-MRM-MS)11,12. Wzbogacenie immunologiczne poprawiło czułość testu MRM o 3-4 rzędy wielkości, osiągając niski zakres ng/ml13.

W porównaniu do electrospray-MS, MALDI-MS jest szybszy i nie wymaga czyszczenia i ponownego równoważenia kolumn LC, więc nie ma problemów z przenoszeniem i zanieczyszczeniem, co czyni go bardziej odpowiednim do badań o wysokiej przepustowości14. Technologia Immuno-MALDI została opracowana w naszym laboratorium w celu połączenia wzbogacania układu immunologicznego z MALDI-MS w celu czułej i specyficznej oceny ilościowej peptydów i białek (na podstawie oceny ilościowej peptydów proteotypowych)15,16,17. Po wzbogaceniu immunologicznym kulki są umieszczane na płytce docelowej MALDI, roztwór matrycy dodaje się do kulek, a po wysuszeniu płytka jest gotowa do analizy za pomocą MALDI-TOF-MS. Elucja peptydów z kulek nie jest przeprowadzana jako oddzielny etap, ale anality związane z powinowactwem są eluowane przez roztwór matrycy MALDI po dodaniu go do plamek perełkowych, upraszczając w ten sposób przygotowanie próbki i minimalizując utratę próbki. Technologia iMALDI została zastosowana w różnych aplikacjach18,19, a ostatnio została zautomatyzowana i wykorzystana do pomiaru angiotensyny I (Ang I) w celu określenia aktywności reniny w osoczu (PRA)20. Protokół ten zademonstruje procedurę zastosowaną do przeprowadzenia automatycznego testu iMALDI. Biorąc za przykład test PRA, CV między dniami poniżej 10% zostało osiągnięte dzięki automatyzacji, z możliwością pomiaru 744 próbek dziennie20.

Test iMALDI PRA pokazany w tym manuskrypcie nie wymaga trawienia białka, ponieważ cząsteczka docelowa (Ang I) jest peptydem o masie cząsteczkowej 1295,7 Da. W innych testach, w których konieczne jest trawienie białek, a peptyd jest stosowany jako substytut nienaruszonego białka, wybrany peptyd dla iMALDI powinien być unikalny i specyficzny dla białka docelowego, o masie powyżej 800 Da, tak aby można go było łatwo odróżnić od szumu chemicznego z roztworu macierzy MALDI. Przeciwciała antypeptydowe są niezbędne do wzbogacenia immunologicznego peptydów. Protokół testu iMALDI mierzącego PRA składa się z czterech etapów: 1) wytwarzanie Ang I w ludzkim osoczu; 2) wzbogacenie immunologiczne Ang I za pomocą kulek pokrytych przeciwciałami; 3) przeniesienie koralików na tarczę celowniczą MALDI i dodanie roztworu matrycy; oraz 4) akwizycja sygnału przez MALDI-TOF-MS i analiza danych20.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ilości odczynników opisanych poniżej są oparte na pomiarze 20 próbek osocza pacjenta. Przedstawiony poniżej protokół jest zgodny z wytycznymi komitetu etycznego ds. badań na ludziach Uniwersytetu Wiktorii.

1. Generowanie Ang I w ludzkim osoczu

  1. Próbki osocza (≥200 μl) rozmrażać w łaźni wodnej o temperaturze pokojowej przez 5 minut, a następnie umieszczać próbki na lodzie aż do całkowitego rozmrożenia.
  2. Przenieść ręcznie 200 μl każdej próbki osocza do oddzielnych dołków na płytce głębinowej o pojemności 1,1 ml (płytka do próbki) i odwirować płytkę w wirówce przez 10 minut w temperaturze 2 °C i 1278 x g.
  3. Za pomocą zautomatyzowanego systemu obsługi cieczy seryjnie rozcieńczyć roztwór wzorcowy Ang I NAT o stężeniu 500 fmol/μl, przygotować sześć roztworów kalibracyjnych z albuminą białka jaja kurzego (0,1, 0,2, 0,6, 1,9, 5,7, 17,2 fmol/μL).
  4. Odpipetować 200 μl każdego kalibratora do dołka i 125 μl buforu generacyjnego do płytki z próbką.
    UWAGA: CEWA w buforze soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS) musi być świeżo przygotowana w dniu doświadczenia.
  5. Za pomocą zautomatyzowanego systemu obsługi cieczy, na nowej płytce zmieszać 125 μl supernatantu osocza lub 125 μl CEWA w PBS z 25 μl buforu generacji Ang I, który zawiera 1 M Tris, 0,2 mM kwasu etylenosulfonylooctowego (EDTA) i 1 mM fluorku fenylometylosulfonylu (PMSF).
    UWAGA: Przygotować bufor generacji Ang I, mieszając 1 M Tris/0,2 mM wodnego buforu EDTA (dostosować do pH 5,5 za pomocą kwasu octowego) i roztworu PMSF (100 mM w metanolu). Oba roztwory mogą być przechowywane do 1 miesiąca w temperaturze 4 °C. Wymieszać oba roztwory w dniu eksperymentu.
  6. Automatycznie przenieś roztwory na 96-dołkową płytkę, 3 powtórzenia na roztwór, 34 μl na studzienkę. Inkubować płytkę w temperaturze 37 °C przez 3 godziny.

2. Wzbogacenie immunologiczne Ang I za pomocą kulek pokrytych przeciwciałami

  1. Koniugacja przeciwciała z magnetycznymi kulkami białka G
    UWAGA: Koniugacja przeciwciała z kulkami odbywa się ręcznie w ciągu 3 godzinnego okresu generacji Ang I w dniu eksperymentu. W przypadku innych analitów sprzężone kulki mogą być przechowywane w buforze PBS zawierającym 0,015% CHAPS (PBSC) w temperaturze 4 °C przez trzy miesiące lub dłużej, w zależności od właściwości i stabilności przeciwciała.
    1. Przenieś 110 μl zawiesiny perełkowej (wystarczającej do zmierzenia 20 próbek i wykonania 6-punktowej krzywej wzorcowej) do probówki o pojemności 1,5 ml. Umyj kulki siedmiokrotnie 1 ml 25% acetonitrylu/PBSC i trzy razy 1 ml PBSC. Użyj stojaka magnetycznego, aby granulować koraliki między każdym etapem prania. Usuń bufor do płukania po ostatnim praniu.
      UWAGA: 7-krotne mycie 25% acetonitrylem/PBSC ma kluczowe znaczenie dla usunięcia dodatków niekompatybilnych z MS w zawiesinie perełek, takich jak Tween-20. Jeśli w wybranych kulkach nie ma takich dodatków, ten obszerny etap mycia może nie być konieczny.
    2. Zawiesić kulki w 110 μl PBSC i dodać 110 μl przeciwciała anty-Ang I (końcowe stężenie przeciwciała: 100 μg/ml). Wymieszać kulki i roztwór, pipetując, a następnie inkubować je w temperaturze pokojowej przez 1 godzinę, obracając z prędkością 8 obr./min.
    3. Umyj kulki 3 razy 1 ml PBSC i ponownie zanurz w 1100 μl PBSC.
      UWAGA: Jeśli podczas inkubacji do nasadki probówki dostał się jakikolwiek roztwór kulek, odwiruj roztwór za pomocą wirówki stołowej o sile 2680 x g.
    4. Przenieść roztwór kulki ręcznie na płytkę 96-dołkową (standardowa płytka z kulkami). Użyj zautomatyzowanego systemu obsługi cieczy, aby podzielić kulki na tę samą 96-dołkową płytkę, 120 μl na dołek.
  2. Wzbogacenie immunologiczne na koralikach
    1. Po 3 h okresie wytwarzania Ang I umieścić płytkę inkubacyjną na lodzie na 10 minut, aby zakończyć wytwarzanie Ang I.
    2. Automatycznie rozcieńczyć podstawowy roztwór peptydu SIS (10 pmol/μl) 100-krotnie buforem PBS, a następnie automatycznie podwielokrotnić rozcieńczenie stabilnego izoptopu wzorcowego peptydu na 96-dołkową płytkę PCR. Przenieść 1,5 μl roztworu peptydu wzorca stabilnego izotopu (SIS) (zawierającego 100 fmol) do każdego dołka płytki inkubacyjnej i wymieszać go z próbkami osocza lub CEWA w PBS.
    3. Automatycznie przenieś zawartość płytki inkubacyjnej do roztworu kulek, 10 ml na studzienkę, wymieszaj.
    4. Inkubować płytkę w temperaturze 4 °C przez 1 godzinę, obracając ją z prędkością 8 obr./min.
    5. Umyj kulki trzy razy automatycznie 5 mM roztworem wodorowęglanu amonu (AmBic), 100 μl na studzienkę na pranie. Po ostatnim płukaniu ponownie zawiesić kulki w 7 μl 5 mM roztworu AmBic w każdym dołku. Użyj magnesu, aby pociągnąć koraliki na dół po ostatnim praniu.

3. Przenoszenie koralików na tarczę docelową MALDI i dodawanie roztworu matrycowego

  1. Przenieś automatycznie 7 μl zawiesiny perełkowej na tarczę tarczową MALDI o wielkości plamki 2 600 μm. Pozwól koralikom wyschnąć.
    UWAGA: Mały wentylator zasilany przez USB może być użyty do przyspieszenia procesu suszenia ściegów.
  2. Automatycznie dodać 2 μl roztworu matrycowego kwasu α-cyjano-4-hydroksycynamonowego (HCCA) (zawierającego 3 mg/ml HCCA, 1,8 mg/ml cytrynianu amonu, 70% acetonitrylu i 0,1% kwasu trifluorooctowego) z dołka matrycowego na każde miejsce próbki na płytce docelowej.

4. Akwizycja sygnału przez MALDI-TOF-MS i analiza danych

  1. Analizuj miejsca pobierania próbek za pomocą przyrządu MALDI-TOF w trybie dodatniego reflektora. Automatyczne przeprowadzanie kalibracji wewnętrznej, wygładzanie danych i odejmowanie linii bazowej za pomocą oprogramowania specyficznego dla dostawcy.
    UWAGA: Tryb (dodatni/ujemny, liniowy/reflektorowy) wybrany do pomiaru MALDI-TOF zależy od docelowych peptydów lub białek.
  2. Obliczyć względny współczynnik odpowiedzi (stosunek intensywności Nat/SIS) i porównać go z krzywą standardową w celu określenia stężenia Ang I w każdej próbce. Obliczać PRA za pomocą równania (1), gdzie ΔtAng I generacji oznacza czas używany do generowania Ang I.
    PRA = [Ang I]/ΔtAng I pokolenie (1)

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zautomatyzowana procedura iMALDI do pomiaru Ang I jest pokazana w Rysunek 1. Peptydy docelowe (peptydy endogenne lub peptydy z trawionych białek) są wzbogacane na kulki magnetyczne antypeptydowe, a następnie kulki są przenoszone na płytkę docelową w celu pomiaru MALDI. Cała procedura jest uproszczona w porównaniu z innymi technologiami immuno-MS, które wymagają dodatkowych etapów elucji peptydów. Automatyzacja testu iMALDI pozwala na wysokoprzepustową analizę...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W porównaniu z konwencjonalną kwantyfikacją białek na podstawie stwardnienia rozsianego, iMALDI wykorzystuje przeciwciała do wzbogacania analitów i oczyszczania ich ze złożonych próbek, umożliwiając w ten sposób ilościowe oznaczanie białek lub peptydów w niskich stężeniach. Kluczowym krokiem w protokole iMALDI jest immunowzbogacenie docelowych peptydów. W tym celu należy wybrać przeciwciała o wysokiej swoistości i powinowactwie. W badaniu SISCAPA doniesiono, że powinowactwo przeciwciał na poziomie 10-9 M lub w...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

C.H.B posiada patent na technologię iMALDI.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękujemy za wsparcie finansowe od Genome Canada i Genome British Columbia na operacje (204PRO) i rozwój technologii (214PRO) za pośrednictwem Genome Innovations Network (GIN). Dziękujemy Platformie Odkrywania Leków w Instytucie Badawczym Centrum Zdrowia Uniwersytetu McGill za wykorzystanie instrumentu MALDI-TOF do filmowania. H.L. jest wdzięczna za wsparcie w postaci stypendium podoktorskiego od National Science and Engineering Research Council of Canada (NSERC). C.H.B jest wdzięczna za wsparcie ze strony Leading Edge Endowment Fund (LEEF). C.H.B. jest wdzięczna za wsparcie ze strony Segal McGill Chair in Molecular Oncology na Uniwersytecie McGill (Montreal, Quebec, Kanada). M.X.C. i C.H.B. są wdzięczni za wsparcie ze strony Warren Y. Soper Charitable Trust i Alvin Segal Family Foundation dla Jewish General Hospital (Montreal, Quebec, Kanada).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Zdrowa kontrola Biorekultywacjaludzkiego osoczaHMPLEDTA2
Wodorowęglan amonuSigma Aldrich09830
Cytrynian amonu dwuzasadowySigma Aldrich09833
CHAPS (>=98%)Sigma AldrichC9426
Albumina z białka jaja kurzego (>98%)Sigma AldrichA5503
Kwas etylenodiaminotetraoctowySigma AldrichEDS
Kwas alfa-cyjano-4-hydroksycynamonowySigma Aldrich70990
Sól fizjologiczna buforowana fosforanamiSigma AldrichP4417
Fluorek fenylometanosulfonyluSigma Aldrich78830
Kwas trifluorooctowyThermo Fisher Scientific85172klasa LC-MS
acetonitrylFluka34967Woda klasy LC-MS
Fluka39253klasy LC-MS
Fluka320099LC-MS klasa
Tris(hydroksymetylo)aminometanRoche Diagnostics3118169001
Dynabeads Kulki magnetyczne białkowe GThermo Fisher Scientific10003D2.8 μ m, 30 mg/ml
anti-Ang I kozie przeciwciało poliklonalneSanta Cruz Biotechnologysc-7419
Nat i SIS Ang Izsyntetyzowane w Centrum
Zautomatyzowany system obsługi cieczyAgilent16050-102Zrobotyzowana stacja robocza Agilent Bravo
MagnesThermo Fisher Scientific12321DMagnes Invitrogen DynaMag-2
Rotator rurowyTheromo Scientific400110QLabquake Tube Rotator
MagnesThermo Fisher Scientific12027DynaMag-96 magnes z listwą boczną
Magnes VP Scientific771RM-1służy do ciągnięcia koralików na dno studni
MALDI-TOFPrzyrząd BrukerBruker Microflex LRF
Kwas octowy Proteomiki University of Victoria-Genome BC

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Aebersold, R., Mann, M. Mass spectrometry-based proteomics. Nature. 422 (6928), 198-207 (2003).
  2. Nicol, G. R., et al. Use of an Immunoaffinity-Mass Spectrometry-based Approach for the Quantification of Protein Biomarkers from Serum Samples of Lung Cancer Patients. Mol. & Cell. Proteomics. 7 (10), 1974-1982 (2008).
  3. Webster, J., Oxley, D. Chemical Genomics and Proteomics: Reviews and Protocols. Zanders, E. D. , Humana Press. 227-240 (2012).
  4. Yergey, A. L., et al. De novo sequencing of peptides using MALDI/TOF-TOF. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 13 (7), 784-791 (2002).
  5. Anderson, L. Six decades searching for meaning in the proteome. J. Proteomics. 107, 24-30 (2014).
  6. Landegren, U., et al. Opportunities for Sensitive Plasma Proteome Analysis. Anal. Chem. 84 (4), 1824-1830 (2012).
  7. Guo, A., et al. Immunoaffinity Enrichment and Mass Spectrometry Analysis of Protein Methylation. Mol. & Cell. Proteomics. 13 (1), 372-387 (2014).
  8. Florentinus-Mefailoski, A., Soosaipillai, A., Dufresne, J., Diamandis, E. P., Marshall, J. G. An enzyme-linked immuno-mass spectrometric assay with the substrate adenosine monophosphate. Anal. Bioanal. Chem. 407 (4), 1119-1130 (2015).
  9. Fredolini, C., et al. Immunocapture strategies in translational proteomics. Expert Rev Proteomics. 13 (1), 83-98 (2016).
  10. Tran, J. C., et al. Automated Affinity Capture and On-Tip Digestion to Accurately Quantitate in Vivo Deamidation of Therapeutic Antibodies. Anal. Chem. , (2016).
  11. Razavi, M., Leigh Anderson, N., Pope, M. E., Yip, R., Pearson, T. W. High precision quantification of human plasma proteins using the automated SISCAPA Immuno-MS workflow. N. Biotechnol. 33 (5 Part A), 494-502 (2016).
  12. Razavi, M., et al. High-Throughput SISCAPA Quantitation of Peptides from Human Plasma Digests by Ultrafast, Liquid Chromatography-Free Mass Spectrometry. J. Proteome Res. 11 (12), 5642-5649 (2012).
  13. Anderson, N. L., et al. SISCAPA Peptide Enrichment on Magnetic Beads Using an In-line Bead Trap Device. Mol. & Cell. Proteomics. 8 (5), 995-1005 (2009).
  14. Parker, C. E., Pearson, T. W., Anderson, N. L., Borchers, C. H. Mass-spectrometry-based clinical proteomics - a review and prospective. The Analyst. 135 (8), 1830-1838 (2010).
  15. Reid, J. D., Holmes, D. T., Mason, D. R., Shah, B., Borchers, C. H. Towards the Development of an Immuno MALDI (iMALDI) Mass Spectrometry Assay for the Diagnosis of Hypertension. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 21 (10), 1680-1686 (2010).
  16. Mason, D. R., Reid, J. D., Camenzind, A. G., Holmes, D. T., Borchers, C. H. Duplexed iMALDI for the detection of angiotensin I and angiotensin II. Methods. 56 (2), 213-222 (2012).
  17. Camenzind, A. G., vander Gugten, J. G., Popp, R., Holmes, D. T., Borchers, C. H. Development and evaluation of an immuno-MALDI (iMALDI) assay for angiotensin I and the diagnosis of secondary hypertension. Clin. Proteomics. 10 (1), 20(2013).
  18. Jiang, J., et al. Development of an immuno tandem mass spectrometry (iMALDI) assay for EGFR diagnosis. Proteomics Clin Appl. 1, (2007).
  19. Jiang, J., Parker, C. E., Fuller, J. R., Kawula, T. H., Borchers, C. H. An Immunoaffinity Tandem Mass Spectrometry (iMALDI) assay for Detection of Francisella tularensis. Analytica chimica acta. 605 (1), 70-79 (2007).
  20. Popp, R. An automated assay for the clinical measurement of plasma renin activity by immuno-MALDI (iMALDI). Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Proteins and Proteomics. 1854 (6), 547-558 (2015).
  21. Schoenherr, R. M., et al. Automated screening of monoclonal antibodies for SISCAPA assays using a magnetic bead processor and liquid chromatography-selected reaction monitoring-mass spectrometry. J Immunol Methods. 353 (1-2), 49-61 (2010).
  22. Borchers, C. H. Methods of quantitation and identification of peptides and proteins. US patent. , US 7846748 B2 (2010).
  23. Borchers, C. H. Methods of quantitation and identification of peptides and proteins. Canadian patent CA. , CA 2507864 C (2011).
  24. Weiß, F., et al. Catch and measure-mass spectrometry-based immunoassays in biomarker research. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Proteins and Proteomics. 1844 (5), 927-932 (2014).
  25. Nelson, A. L. Antibody fragments: Hope and hype. mAbs. 2 (1), 77-83 (2010).
  26. Gupta, V., et al. An evaluation of an aptamer for use as an affinity reagent with MS: PCSK9 as an example protein. Bioanalysis. 8 (15), 1557-1564 (2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Peptide QuantificationMALDI TOFImmuno enrichmentMagnetic BeadsAutomated Liquid HandlingAngiotensin IPlasma Renin ActivityPrimary Aldosteronism

Powiązane artykuły