Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Obrazowanie morfologii włośnika siewek rzodkiewnika w dwuwarstwowej platformie mikroprzepływowej

8.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/55971

⸱

15 sierpnia 2017

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Bredesen Center for Interdisciplinary Research and Graduate Education, University of Tennessee, 2Bioscience Division and Center for Nanophase Materials Sciences, Oak Ridge national Laboratory, 3Department of Biochemistry and Cellular and Molecular Biology, University of Tennessee, 4Department of Microbiology, University of Tennessee

W tym artykule

Podsumowanie

Ten artykuł pokazuje, jak hodować siewki Arabidopsis thaliana w dwuwarstwowej platformie mikroprzepływowej, która ogranicza główny korzeń i włośniki do jednej płaszczyzny optycznej. Platforma ta może być wykorzystywana do obrazowania optycznego w czasie rzeczywistym drobnej morfologii korzeni, a także do obrazowania w wysokiej rozdzielczości za pomocą innych środków.

Streszczenie

Włoski zwiększają powierzchnię korzeni, co zapewnia lepsze pobieranie wody i wchłanianie składników odżywczych przez roślinę. Ponieważ są one niewielkich rozmiarów i często zasłonięte przez ich naturalne środowisko, morfologia i funkcja włośników są trudne do zbadania i często wykluczane z badań nad roślinami. W ostatnich latach platformy mikroprzepływowe umożliwiły wizualizację systemów korzeniowych w wysokiej rozdzielczości bez naruszania ich podczas transferu do systemu obrazowania. Przedstawiona tutaj platforma mikroprzepływowa opiera się na wcześniejszych badaniach typu plant-on-a-chip, zawierając dwuwarstwowe urządzenie do ograniczania głównego korzenia Arabidopsis thaliana do tej samej płaszczyzny optycznej co włośniki. Taka konstrukcja umożliwia ilościowe określenie włośników na poziomie komórkowym i organelli, a także zapobiega dryfowaniu osi z podczas dodawania eksperymentalnych zabiegów. Opisujemy, jak przechowywać urządzenia w zamkniętym i nawodnionym środowisku, bez konieczności stosowania pomp fluidycznych, przy jednoczesnym zachowaniu środowiska gnotobiotycznego dla sadzonki. Po eksperymencie obrazowania optycznego urządzenie może zostać zdemontowane i wykorzystane jako podłoże do siły atomowej lub skaningowej mikroskopii elektronowej, zachowując nienaruszone drobne struktury korzeniowe.

Wprowadzenie

Drobne cechy korzeni zwiększają zapotrzebowanie rośliny na wodę i składniki odżywcze, odkrywając nowe przestrzenie glebowe i zwiększając całkowitą powierzchnię korzeni. Rotacja tych drobnych cech korzeniowych odgrywa główną rolę w stymulowaniu podziemnego łańcucha pokarmowego1 i oczekuje się, że liczba drobnych korzeni u niektórych gatunków roślin podwoi się pod wpływem podwyższonego stężenia dwutlenku węgla w atmosferze2. Drobne korzenie są ogólnie definiowane jako te o średnicy mniejszej niż 2 mm, chociaż nowe definicje opowiadają się za charakteryzowaniem drobnych korzeni według ich funkcji3. Podobnie jak wiele drobnych korzeni, włośniki pełnią funkcję pobierania i wchłaniania, ale zajmują znacznie mniejszą przestrzeń o średnicach rzędu mikronów. Ze względu na ich niewielkie rozmiary, włośniki są trudne do zobrazowania in situ i często są pomijane jako część ogólnej architektury korzeni w eksperymentach i modelach na skalę terenową.

Badania ex włosów korzeniowych terra, takie jak z sadzonek wyhodowanych na płytkach agarowych, dostarczyły społeczności naukowej cennych informacji na temat wzrostu i transportu komórek4,5. Podczas gdy płytki agarowe umożliwiają obrazowanie systemów korzeniowych w sposób nieniszczący i w czasie rzeczywistym, nie zapewniają one wysokiej kontroli środowiska w przypadku dodawania eksperymentalnych zabiegów, takich jak składniki odżywcze, hormony roślinne lub bakterie. Pojawiającym się rozwiązaniem ułatwiającym obrazowanie w wysokiej rozdzielczości przy jednoczesnym zapewnieniu dynamicznej kontroli środowiska stało się pojawienie się platform mikroprzepływowych do badań roślin. Platformy te umożliwiły nieniszczący wzrost i wizualizację kilku gatunków roślin w celu uzyskania fenotypowania o wysokiej przepustowości6,7,8,9, izolowane zabiegi chemiczne10, pomiary siły11,12, oraz dodawanie mikroorganizmów13. Projekty platform mikroprzepływowych skupiły się na wykorzystaniu pojedynczych warstw fluidycznych w otwartej przestrzeni, w których korzenie mogą się rozprzestrzeniać, umożliwiając włośnikom włośników do i z dala od ogniska optycznego podczas wzrostu lub zabiegu.

Tutaj prezentujemy procedurę rozwoju dwuwarstwowej platformy mikroprzepływowej przy użyciu metod fotograficznych i miękkiej litografii, która opiera się na poprzednich projektach typu roślina na chipie, ograniczając włośniki sadzonek do tej samej płaszczyzny obrazowania co główny korzeń. Dzięki temu możemy śledzić rozwój włośników w czasie rzeczywistym, w wysokiej rozdzielczości i przez cały proces eksperymentalnego leczenia. Nasze metody hodowli pozwalają siewkom Arabidopsis thaliana kiełkować z nasion na platformie i hodować je przez okres do tygodnia w uwodnionym i sterylnym środowisku, które nie wymaga użycia pomp strzykawkowych. Po zakończeniu eksperymentu z obrazowaniem poklatkowym prezentowaną tutaj platformę można otworzyć bez naruszania położenia drobniejszych cech korzenia. Pozwala to na zastosowanie innych metod obrazowania o wysokiej rozdzielczości. W tym miejscu przedstawiamy reprezentatywne wyniki do kwantyfikacji i wizualizacji morfologii włośnika na tej platformie za pomocą technik optycznej, skaningowej mikroskopii elektronowej (SEM) i mikroskopii sił atomowych (AFM).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Dwuwarstwowa produkcja platformy

  1. Wytwarzanie wielowarstwowych wzorców
    1. Fotorezyst ujemny na bazie żywicy epoksydowej (~63,45% ciał stałych, 1,250 cSt) zgodnie ze specyfikacją producenta (2,000 obr./min przez 45 s) na płytce krzemowej o średnicy 4 cali, aby uzyskać pożądaną wysokość 20 μm dla pierwszej warstwy projektowej.
    2. Miękkie pieczenie wafli powlekanych przez 4 minuty w temperaturze 95 °C. Pozostaw wafel do ostygnięcia na 5 minut. Wystaw wafel na działanie światła UV przez 15 s (~150 mJ/cm2 przy 365 nm) przez fotomaskę w nakładce kontaktowej UV, aby określić geometrię dolnej warstwy.
    3. Po ekspozycji piecz wafel przez 5 minut w temperaturze 95 °C. Bez wywoływania, włóż płytkę z powrotem do powlekarki wirowej i odwiruj na drugiej warstwie ujemnego fotorezystu na bazie żywicy epoksydowej (~76,75% ciał stałych, 80 000 cSt) przy 3,000 obr./min, aby uzyskać wysokość drugiej warstwy 150 - 200 μm.
    4. Pozostaw wafel na 5 minut do odpoczynku przed przeniesieniem na płytę grzejną o temperaturze 95 °C na 45 minut. Po upieczeniu na płycie grzejnej wyjmij wafel i pozwól rezystowowi ostygnąć i stwardnieć w temperaturze pokojowej przez kolejne 5 minut na płaskiej, równej powierzchni. Wyrównaj i naświetl wafel na fotomasce drugiej warstwy przez 30 s w nakładce kontaktowej UV (dawka około 300 mJ/cm2).
    5. Wykonaj pieczenie poekspozycyjne, umieszczając wafel na płycie grzejnej na 15 minut w temperaturze 95 °C, a następnie pozwól wafli ostygnąć na płaskiej, równej powierzchni przez 5 minut przed wywołaniem.
    6. Obie warstwy oporowe należy opracować jednocześnie, umieszczając wafel w plastikowym naczyniu i zanurzając go w odpowiednim wywoływaczu (patrz Tabela materiałów). Od czasu do czasu delikatnie kołysz naczyniem, aby umyć świeży wywoływacz na wafli.
    7. Po 17 minutach opłucz wafel izopropanolem (IPA). Jeśli pojawi się biały film, kontynuuj iterację między płukaniem płytki za pomocą wywoływacza i IPA, aż film zniknie. Wysuszyć wzorzystą płytkę krzemową azotem.
  2. Miękka litografia polidimetylosiloksanu
    1. Wystaw płytkę krzemową na działanie plazmy powietrznej przez 30 sekund w myjce plazmowej ustawionej na wysoki poziom (patrz tabela materiałów) w celu oczyszczenia. Sylanizować wafel za pomocą trichloro(1H,1H,2H,2H-perfluoro-n-oktylo)silanu w okapie chemicznym na płycie grzejnej poniżej temperatury zapłonu silanu (85 °C) przez 2 godziny.
    2. Wlej 10:1 polidimetylosiloksanu (PDMS) do utwardzacza na płytkę silikonową. Odgazować zmieszany PDMS w komorze próżniowej, a następnie utwardzić polimer w piecu o temperaturze 70 °C przez 1 godzinę lub do momentu całkowitego utwardzenia PDMS.
    3. Za pomocą skalpela pokrój urządzenia PDMS i oderwij je od płytki krzemowej. Użyj stempla do biopsji o średnicy 1,5 mm, aby utworzyć wloty nasion i zaprawiania, przebijając wlot nasion pod kątem 45°, aby pobudzić wzrost korzeni do głównego kanału.
    4. Użyj przezroczystej taśmy klejącej, aby usunąć zanieczyszczenia z urządzenia PDMS i umieść urządzenie stroną do dołu na szklanym szkiełku nakrywkowym. Autoklaw zmontowanych urządzeń.

2. Urządzenia do sadzenia

  1. Przygotowanie nasion Arabidopsis thaliana
    1. Nasiona A. thaliana należy sterylizować powierzchniowo w probówce do mikrofuge roztworem 30% dostępnego w handlu wybielacza rozcieńczonego w wodzie dejonizowanej i 0,1% detergentu Triton X przez 7 min. Umyj nasiona 4 razy sterylną wodą.
    2. Rozwarstwić nasiona, przechowując rurkę do mikrofuge w lodówce przez noc lub do tygodnia w temperaturze 4 °C.
  2. Przygotowanie urządzenia
    1. Umieść wysterylizowane urządzenia w próżniowej komorze odgazowywania, aby usunąć powietrze z przepuszczalnego dla gazu PDMS i kanałów płynnych, aby ułatwić napełnianie.
    2. Wyjmij urządzenia z komory próżniowej i natychmiast zanurz je na szalce Petriego wypełnionej płynnymi pożywkami roślinnymi o stężeniu 1/4 o pH 5,7.
    3. Za pomocą pipety przeciągnij płyn przez wloty, aby napełnić urządzenie. Upewnij się, że w kanałach nie pozostały pęcherzyki powietrza podczas oględzin.
    4. Przenieś poszczególne urządzenia na nowe suche szalki Petriego. Wlej lub pipetuj gorący agar wokół urządzenia, aż poziom agaru prawie zrówna się z górną częścią urządzenia PDMS. Pozwól agarowi zastygnąć.
      UWAGA: Urządzenia są teraz gotowe do sadzenia nasion lub mogą być przechowywane w temperaturze 4 °C do czasu, gdy będą potrzebne.
  3. Sadzenie nasion w urządzeniach
    1. W sterylnym środowisku przenieś jedno wysterylizowane nasiono do wlotu każdego urządzenia za pomocą małej pipety.
    2. Przykryj szalkę Petriego folią woskową (patrz Tabela Materiałów) i umieść w komorze wzrostu lub parapecie o temperaturze pokojowej w jasnym/ciemnym cyklu. Ustaw szalkę Petriego tak, aby urządzenia były pionowe, a grawitacja zachęci korzenie do wzrostu przez kanał.

3. Leczenie

  1. Zabiegi eksperymentalne
    1. W pożądanym momencie rozwoju sadzonki dodaj eksperymentalny zabieg do sadzonki, dodając przepisaną ilość nawozu do każdego z 8 bocznych portów za pomocą pipety.
    2. Ponownie zamknij szalkę Petriego i wróć do komory wzrostowej lub parapetu.
    3. Kontynuuj obrazowanie próbek w żądanym czasie, aby uchwycić poszczególne punkty czasowe lub rozpocząć obrazowanie poklatkowe.

4. Obrazowanie optyczne

  1. Obrazowanie o niższej rozdzielczości (4 - 20X)
    1. Umieść całą szalkę Petriego zawierającą urządzenie i sadzonkę pod mikroskopem odwróconego jasnego pola w celu obrazowania w jasnym polu o niższej rozdzielczości (4 - 20X) lub kontrastu różnicowego (DIC). Zoptymalizuj warunki oświetleniowe, aby wyjaśnić interesujące Cię cechy morfologiczne, dostosowując czasy ekspozycji, jasność lampy, przysłonę i polaryzację światła. Skieruj scenę do żądanego obszaru korzenia i skup się na interesującym cię korzeniu lub włośniku.
    2. Uzyskaj pojedynczy punkt czasowy lub serię obrazów w czasie. Aby zobrazować wzrost włośników, wyobraź sobie rosnące włośniki raz na minutę. Aby zobrazować wzrost głównego korzenia, uzyskuj jeden obraz co 30 minut. Po zakończeniu obrazowania umieścić szalkę Petriego i sadzonki z powrotem w komorze wzrostowej lub parapecie w pozycji pionowej.
  2. Obrazowanie o wyższej rozdzielczości (20 - 63x)
    1. Gdy sadzonka wyrośnie przez pożądany czas, użyj kleszczy, aby usunąć szkiełko nakrywkowe i urządzenie z agaru. Oczyść spód szkiełka nakrywkowego za pomocą chusteczki laboratoryjnej zwilżonej etanolem.
    2. Nałóż zalecany środek zanurzeniowy na obiektyw zgodnie z sugestią producenta soczewek mikroskopu. Umieść szkiełko nakrywkowe na stoliku mikroskopu i podnieś stolik, aby zetknął się z mediami zanurzeniowymi na obiektywie. Zoptymalizuj warunki oświetleniowe, dostosowując czasy naświetlania, jasność lampy, przysłonę i polaryzację światła. Przesuń scenę do żądanego obszaru i skup się na interesujących Cię włosach korzeniowych.
      UWAGA: DIC jest potrzebny do wizualizacji strumieni cytoplazmatycznych, a markery fluorescencyjne są potrzebne do wizualizacji ruchu organelli.
    3. Aby określić ilościowo wzrost włośników w czasie, uzyskaj jeden obraz na minutę. Aby zobrazować ruch organelli, zminimalizuj czas ekspozycji na fluorescencję, zachowując jednocześnie możliwy do zidentyfikowania sygnał fluorescencyjny z organelli. Rób zdjęcia organelli tak szybko, jak pozwala na to czas ekspozycji. W przypadku dłuższego obrazowania poklatkowego należy użyć inkubatora do obrazowania żywych komórek, aby utrzymać temperaturę i wilgotność otoczenia.
      UWAGA: Obiektyw olejowy 63X jest zalecany do obrazowania organelli owłosików.

5. Obrazowanie nieoptyczne

  1. Przygotowanie urządzenia
    1. Gdy sadzonka wyrośnie na żądany czas, wyjmij urządzenie i szkiełko nakrywkowe z szalki Petriego.
    2. Odwróć urządzenie do góry nogami i delikatnie oderwij szkiełko nakrywkowe, aby korzeń pozostał w kanale PDMS.
    3. Przystąp do używania urządzenia PDMS jako podłoża dla korzenia w wyższej rozdzielczości siły atomowej lub skaningowej mikroskopii elektronowej.
  2. Skaningowa mikroskopia elektronowa
    1. Umieść cienką (~20 nm) warstwę chromu na korzeniu i otaczającym PDMS za pomocą komory parowania wiązką elektronów z podwójnym pistoletem.
    2. Przenieś korzeń i urządzenie PDMS do komory skaningowego mikroskopu elektronowego.
      UWAGA: Warunki obrazowania, tj. napięcie, prąd i odległość robocza będą musiały zostać zoptymalizowane, aby osiągnąć pożądaną rozdzielczość dla danego zastosowania.
  3. Mikroskopia sił atomowych (AFM)
    1. Zamontuj urządzenie PDMS stroną główną do góry na uchwycie na próbki AFM. Aby zwiększyć kontrast w aparacie i łatwiej odróżnić korzeń od PDMS, przed zamontowaniem urządzenia na uchwycie na próbkę AFM umieść urządzenie PDMS na płaskim podłożu odbijającym światło (takim jak mika pokryta złotem).
    2. Zamocuj nasadkę do studni z płynem na górze urządzenia PDMS i napełnij ją wodą, aby utrzymać nawodnienie korzeni podczas obrazowania.
    3. Załaduj uchwyt próbki do AFM. Dostosuj regulator z do grubości urządzenia PDMS i skieruj wspornik do obszaru zainteresowania na korzeniu, korzystając z kamery do prowadzenia.
    4. Wyrównaj laser z końcówką wspornika. Aby uzyskać najlepsze wyniki obrazowania w trybie kontaktowym, należy użyć wsporników o stałych sprężystości 0,01 lub 0,03 N/m, aby wywierać minimalną siłę na wierzeń podczas skanowania.
    5. Powoli opuść mechanizm skanujący, aż wspornik po prostu zetknie się z próbką. Dostosuj rozmiar skanowania dla żądanego regionu i wybierz prędkość skanowania 1 linia/s z 256 punktami napięcia na linię. Pobierz skan.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Opisane tutaj dwuwarstwowe urządzenia mikroprzepływowe z PDMS posiadają kanał o wysokości 200 µm dla głównego korzenia Arabidopsis oraz komorę o wysokości 20 µm do ograniczania bocznie rosnących włośników korzeniowych (Rysunek 1A). Konstrukcja ta może być stosowana dla gatunków roślin o średnicy korzenia zbliżonej do Arabidopsis thaliana i może być łatwo zmodyfikowana, aby dostosować ją do gatunków o innych rozmiarach. Projekt zawie...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Opisana w tym artykule metoda tworzenia platformy typu plant-on-a-chip jest wyjątkowa, ponieważ dwuwarstwowa konstrukcja ogranicza włośniki do jednej płaszczyzny obrazowania, a platforma może zostać zdekonstruowana i wykorzystana jako podłoże do obrazowania nieoptycznego o wysokiej rozdzielczości. Korzystanie z obrazowania nieoptycznego o wysokiej rozdzielczości może dostarczyć cennych informacji o tkance roślinnej, których nie można uzyskać za pomocą samego obrazowania optycznego. Na przykład obrazowanie AFM może zapewn...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ten manuskrypt został napisany przez UT-Battelle, LLC na podstawie umowy nr. DE-AC05-00OR22725 z Departamentem Energii Stanów Zjednoczonych. Rząd Stanów Zjednoczonych zachowuje, a wydawca, przyjmując artykuł do publikacji, przyjmuje do wiadomości, że Rząd Stanów Zjednoczonych zachowuje niewyłączną, opłaconą, nieodwołalną, ogólnoświatową licencję na publikację lub powielanie opublikowanej formy tego rękopisu lub zezwalanie na to innym osobom dla celów Rządu Stanów Zjednoczonych. Departament Energii zapewni publiczny dostęp do tych wyników badań sponsorowanych przez rząd federalny zgodnie z Planem Publicznego Dostępu DOE (http://energy.gov/downloads/doe-public-access-plan).

Ta praca była częściowo wspierana przez Program Nauk o Genomice, Departament Energii Stanów Zjednoczonych, Biuro Nauki, Badań Biologicznych i Środowiskowych, jako część Obszaru Naukowego Interfejsów Mikroorganizmów Roślinnych (http://pmi.ornl.gov). Produkcja platform mikroprzepływowych została przeprowadzona w Laboratorium Badawczym Nanofabrykacji w Centrum Nauk o Materiałach Nanofazowych, które jest obiektem użytkownika Biura Nauki DOE. JAA jest wspierany przez stypendium naukowe dla absolwentów NSF DGE -1452154

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Materiały WRS wafla krzemowego100mm średnica, 500-550um grubość, Prime, 10-20 rezystywność, N/Phos< 100>
Quintel Contact AlignerNeutronix Quintel CorpNXQ 7500 Mask Aligner
Mikroskop fluorescencyjnyNikonEclipse Ti-U
tkanka laboratoryjnaKimberly ClarkKimwipe KIMTECH SCIENCE Marka, 34155
Negatywny fotorezystor EpoksydowymikrochemikSU-8 Seria
WywoływanikfotorezystuWywoływacz
trichloro(1H,1H,2H,2H-perfluoro-oktylo)silanSigma Aldrichzastosowanie w okapie chemicznym
Środek do czyszczenia plazmą powietrznąHarrick Plasma
PDMSDow CorningSylgard 184 Utwardzacz
Dow CorningSylgard 184 Utwardzacz
z elastomeru silikonowegoEksykatorBel-ArtF42010-000
SkalpelX-acto
Dziurkacz do biopsjiTed Pella15110-15
Taśma klejącaZszywkiNiewidoczna taśma Rurka
do mikrofugiEppendorf
Triton XJ.T.Baker XI98-07
WybielaczChloroxskoncentrowane
podłoża roślinneFitotechnologia LaboratoriaM524
AgarTeknovaA7777
parafilmowyz filmem woskowym
OlympusIX51
KeysightTechnologies5500 PicoPlus AFM
szalka PetriegoVWR
Skaningowy mikroskop elektronowyJEOL7400
Podwójny pistolet Parownik wiązki elektronówTermionikaNiestandardowy system parowania z podwójnym pistoletem elektronowym
2000sMicrochem Su-8 PDMS na bazie elastomeru silikonowego Nóż Mikroskop Mikroskop sił atomowych

Bibliografia

  1. Pritchard, S. G. Soil organisms and global climate change. Plant Pathol. 60 (1), 82-99 (2011).
  2. Norby, R. J., Ledford, J., Reilly, C. D., Miller, N. E., O'Neill, E. G. Fine-root production dominates response of a deciduous forest to atmospheric CO2 enrichment. Proc. Natll. Acad. Sci. USA. 101 (26), 9689-9693 (2004).
  3. McCormack, M. L., et al. Redefining fine roots improves understanding of below-ground contributions to terrestrial biosphere processes. New Phytol. 207 (3), 505-518 (2015).
  4. Mangano, S., Juarez, S. P. D., Estevez, J. M. ROS regulation of polar-growth in plant cells. Plant Physiol. 171 (3), 1593-1605 (2016).
  5. Ketelaar, T., Emons, A. M. The Actin Cytoskeleton in Root Hairs: A Cell Elongation Device. Root Hairs. , 211-232 (2009).
  6. Grossmann, G., et al. The RootChip: an integrated microfluidic chip for plant science. Plant Cell. 23 (12), 4234-4240 (2011).
  7. Grossmann, G., et al. Time-lapse fluorescence imaging of Arabidopsis root growth with rapid manipulation of the root environment using the RootChip. J. Vis. Exp. (65), (2012).
  8. Jiang, H., Xu, Z., Aluru, M. R., Dong, L. Plant chip for high-throughput phenotyping of Arabidopsis. Lab Chip. 14 (7), 1281(2014).
  9. Busch, W., et al. A microfluidic device and computational platform for high-throughput live imaging of gene expression. Nat. Methods. 9 (11), (2012).
  10. Meier, M., Lucchettta, E., Ismagilov, R. Chemical Stimulation of the Arabidopsis thaliana Root using Multi-Laminar Flow on a Microfluidic Chip. Lab Chip. 10 (16), 2147-2153 (2010).
  11. Ozoe, K., Hida, H., Kanno, I., Higashiyama, T., Notaguchi, M. Early characterization method of plant root adaptability to soil environments. Proc. of 28th IEEE Interntl. Conf. Micro. Electro Mech. Syst. , (2015).
  12. Sanati Nezhad, A. Microfluidic platforms for plant cells studies. Lab on a chip. , 3262-3274 (2014).
  13. Parashar, A., Pandey, S. Plant-in-chip: Microfluidic system for studying root growth and pathogenic interactions in Arabidopsis. App. Phys. Lett. 98 (26), 2009-2012 (2011).
  14. Rigas, S., et al. Root gravitropism and root hair development constitute coupled developmental responses regulated by auxin homeostasis in the Arabidopsis root apex. New Phytolol. 197 (4), 1130-1141 (2013).
  15. Bengough, A. G., McKenzie, B. M., Hallett, P. D., Valentine, T. A. Root elongation, water stress, and mechanical impedance: A review of limiting stresses and beneficial root tip traits. J. Exp. Bot. 62 (1), 59-68 (2011).
  16. Sia, S. K., Whitesides, G. M. Microfluidic devices fabricated in poly(dimethylsiloxane) for biological studies. Electrophor. 24 (21), 3563-3576 (2003).
  17. Millet, L. J., Stewart, M. E., Sweedler, J. V., Nuzzo, R. G., Gillette, M. U. Microfluidic devices for culturing primary mammalian neurons at low densities. Lab chip. 7 (8), 987-994 (2007).
  18. Nelson, B. K., Cai, X., Nebenführ, A. A multicolored set of in vivo organelle markers for co-localization studies in Arabidopsis and other plants. Plant J. 51 (6), 1126-1136 (2007).
  19. Talbot, M. J., White, R. G. Cell surface and cell outline imaging in plant tissues using the backscattered electron detector in a variable pressure scanning electron microscope. Plant Methods. 9 (1), 40(2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Arabidopsis thalianamikroskopia w polu jasnymmikroskopia si atomowychskaningowa mikroskopia elektronowaurz dzenie PDMSsterylizacja nasionaplikacja preparatuobrazowanie organelli
Obrazowanie morfologii włośnika siewek rzodkiewnika w dwuwarstwowej platformie mikroprzepływowej
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.