Ten protokół po pierwsze opisuje procedurę chirurgiczną polegającą na stałym wszczepieniu cewnika do pęcherza moczowego w połączeniu z zewnętrznymi elektrodami zwieracza cewki moczowej, a po drugie, pomiar funkcji pęcherza moczowego i zewnętrznego zwieracza cewki moczowej u wszczepionych obudzonych zwierząt.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Pomiary cystometryczne i zewnętrznego zwieracza cewki moczowej u obudzonych szczurów z wszczepionym cewnikiem i elektrodami umożliwiającymi wielokrotne pomiary
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Funkcja dolnych dróg moczowych jest głównie oceniana za pomocą cystometrycznej analizy funkcji pęcherza moczowego u gryzoni. Konwencjonalne cystometrie są zwykle wykonywane jako analiza końcowa w znieczuleniu uretanowym. Powszechnie wiadomo, że leki znieczulające mogą wpływać na czynność pęcherza. Dlatego celem tej techniki jest wykonanie pomiarów cystometrycznych pęcherza moczowego i zewnętrznego zwieracza cewki moczowej u lekko skrępowanych obudzonych szczurów. W tym celu do kopuły pęcherza moczowego wszczepia się cewnik do pęcherza moczowego. Następnie dwie elektrody są wszczepiane obustronnie do zewnętrznego zwieracza cewki moczowej, a elektroda uziemiająca jest zszywana do niereagującego mięśnia szkieletowego. Cewnik pęcherza moczowego i trzy elektrody są ostatecznie tunelizowane podskórnie w okolicy szyi i mocowane do uprzęży. Dzięki tej technice dolne drogi moczowe mogą być mierzone w wielu punktach czasowych u tego samego zwierzęcia w celu oceny funkcji dolnych dróg moczowych. Głównym zastosowaniem tej techniki jest monitorowanie jednoczesnej funkcji pęcherza moczowego i zewnętrznego zwieracza cewki moczowej u obudzonych zdrowych szczurów oraz po indukcji choroby lub urazu. Ponadto można przeprowadzić późniejsze monitorowanie dolnych dróg moczowych podczas oceny choroby/urazu oraz w celu monitorowania skuteczności leczenia.
Wprowadzenie
Aby przeanalizować funkcję i dysfunkcję magazynowania moczu oraz funkcji i dysfunkcji oddawania moczu, większość badań wykorzystywała modele gryzoni. Poprzez sekwencyjną aktywację odruchów wytwarzana jest mikcja. Koordynacja tych odruchów jest niezbędna do skutecznego oddawania moczu1. Techniki rejestracji cystometrycznej dostarczają cennych narzędzi do analizy funkcji pęcherza moczowego pod jego kontrolą neuronalną1.
Większość konwencjonalnych cystometrii u szczurów jest wykonywana jako pojedyncza, końcowa analiza w znieczuleniu, głównie uretanowa2, i skupia się wyłącznie na pęcherzu moczowym. Jednak w niektórych patologiach, takich jak neurogenna dysfunkcja dolnych dróg moczowych (NLUTD), nie tylko pęcherz moczowy, ale także ujście pęcherza, zewnętrzny zwieracz cewki moczowej, jest dysfunkcyjny3,4. To sprawia, że NLUTD jest trudny do obserwacji, jeśli tylko pęcherz moczowy jest badany w jednym pomiarze cystometrycznym. Aby uzyskać wiarygodne wyniki, które są porównywalne z ludzkimi, konieczne jest dokładne zmierzenie zarówno funkcji pęcherza moczowego, jak i zewnętrznego zwieracza cewki moczowej oraz jego interakcji2. Ponadto bardzo ważne jest przeprowadzanie analiz funkcjonalnych u obudzonych szczurów, ponieważ znieczulenie z dużym prawdopodobieństwem zmieni funkcję pęcherza moczowego2,5,6. Dobry zapis cystometryczny u obudzonych zwierząt jest podstawą do identyfikacji funkcji pęcherza moczowego i jego nieprawidłowego działania7.
Używana stacja cystometryczna dla małych zwierząt (np. stacja cystometryczna Catamount (CCS)) to jednostka do wykonywania analiz cystometrycznych u małych zwierząt obudzonych8. Za pomocą stałego cewnika do pęcherza moczowego i wszczepionych elektrod zewnętrznego zwieracza cewki moczowej, powtarzalne pomiary mogą być wykonywane przez dłuższy czas2. W związku z tym CCS stanowi cenne narzędzie do oceny nieneurogennej i NLUTD w modelu gryzoni, w którym patomechanizmy mogą się zmieniać podczas krótko- lub średnioterminowej obserwacji. Dodatkowo metoda ta obejmuje analizę cystometryczną z redukcją artefaktów przy użyciu ogranicznika do przeprowadzania pomiarów pęcherza moczowego u obudzonych szczurów.
W tym artykule opisujemy chirurgiczne podejście do trwałego wszczepienia cewnika do pęcherza moczowego i zewnętrznych elektrod zwieracza cewki moczowej, wraz z pomiarami cystometrycznymi u obudzonych szczurów.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wszystkie opisane tutaj procedury zostały zatwierdzone przez Austriacką Rządową Komisję Etyki ds. Badań na Zwierzętach (Bundesministerium für Wissenschaft, Forschung und Wirtschaft, WF / V /3b) i były zgodne z wytycznymi Stowarzyszenia Oceny Opieki nad Zwierzętami Laboratoryjnymi dla zwierząt. Szczury użyte do tego podejścia były samicami, 12-tygodniowymi szczurami Lewisa. Używaj sterylnych narzędzi przez cały czas trwania protokołu.
1. Przygotowanie materiału
- Produkcja cewnika
- Przyciąć cewnik (rurka polietylenowa PE-50) na odpowiednią długość (20 do 25 cm), aby dopasować go do wielkości zwierzęcia.
UWAGA: Zostaw trochę dodatkowej długości do tunelowania i łatwiejszej obsługi. - Rozszerz jeden koniec zapalniczką, aby uzyskać zaokrągloną końcówkę. Sprawdź, czy cewnik jest ostatecznie prawidłowo otwarty i.
- Umieść silikonową rurkę o długości 2 mm nad cewnikiem, aż znajdzie się tuż pod rozszerzonym końcem.
- Przyciąć cewnik (rurka polietylenowa PE-50) na odpowiednią długość (20 do 25 cm), aby dopasować go do wielkości zwierzęcia.
- Produkcja elektrod
- Przygotuj drut stalowy pokryty politetrafluoroetylenem o długości 20-25 cm (odpowiednia długość w zależności od wielkości zwierzęcia).
- Przygotuj srebrny drut o długości 2 cm i przekręć końce, aż pozostanie mała pętla. Zdejmij 2 mm izolacji teflonowej na jednym końcu. skręcony srebrny drut zakończony do odizolowanego drutu stalowego.
- Nałóż konwencjonalny lakier do paznokci w strefie powlekania. Przygotuj rurkę polietylenową o długości 4 mm na powlekanym obszarze i uszczelnij koniec, przykładając ciepło do kleszczy uciskających.
2. Przygotowanie zwierząt
- znieczulenie
- Użyj odpowiedniego koktajlu znieczulającego zatwierdzonego przez instytucję do znieczulenia ogólnego.
- Przygotuj koktajl znieczulający z medetomidyną (0,15 mg/kg), midazolamem (0,08 mg/kg) i fentanylem (0,01 mg/kg) i wstrzyknij domięśniowo za pomocą strzykawki o pojemności 1 ml z igłą 27 G.
- Przygotowanie chirurgiczne
- Ogol brzuch elektryczną maszynką do golenia, w tym okolice narządów płciowych i plecy na poziomie łopatek.
- Najpierw zdezynfekuj okolice brzucha i szyi 70% etanolem, a następnie 3 naprzemiennie peelinguj roztworem powidonu i jodu.
3. Implantacja cewnika do pęcherza moczowego
- Wykonaj laparotomię w linii środkowej na poziomie trzeciego i czwartego strzyka (o długości około 2 do 2,5 cm) za pomocą skalpela do skóry i nożyczek chirurgicznych do mięśnia brzucha.
- Odsłoń pęcherz, prowadząc ścianę brzucha w kierunku czaszkowo-ogonowym i zamocuj go w tej pozycji, umieszczając tylną część kleszczy za pęcherzem, aby uniknąć zmiany pozycji.
- Umieść szew ze sznurka torebkowego wokół kopuły pęcherza moczowego za pomocą niewchłanialnego szwu monofilamentowego 6-0 z igłą ze stożkową końcówką.
- Naciąć kopułę pęcherza moczowego wewnątrz sznurka torebki, za pomocą końcówki skalpela lub igły 18G, aby wprowadzić cewnik do pęcherza moczowego (patrz krok 1 protokołu).
- Wprowadzić cewnik wstępnie napełniony sterylnym fizjologicznym roztworem 0,9% chlorku sodu i ostrożnie wycofać cewnik pęcherza moczowego, aż rozszerzony otwór cewnika znajdzie się tuż pod kopułą pęcherza.
- Zabezpiecz szew sznurkowy wokół cewnika i wykonaj szew zatrzymujący wokół korpusu cewnika w celu dalszego mocowania.
- Sprawdź, czy nie ma wycieku przez kopułę pęcherza, powoli napełniając pęcherz przez cewnik sterylnym fizjologicznym 0,9% roztworem chlorku sodu.
4. Implantacja elektrody zwieracza cewki moczowej
- Przygotuj trzy elektrody do implantacji (patrz krok 1 protokołu).
- Oznacz jedną elektrodę kolorowym trwałym pisakiem w celu dalszej identyfikacji przyszłej elektrody zerowej. Dezynfekuj elektrody 70% etanolem.
UWAGA: Cewniki nie nadają się do zabiegów sterylizacji termicznej i chemicznej. Zamiast tego sterylizuj elektrody na zimno przez 24 godziny. - Przedłuż nacięcie brzucha nożyczkami chirurgicznymi aż do kości łonowej, ale nie przecinaj spojenia łonowego.
- Zidentyfikuj cewkę moczową i utwórz kieszonkę, używając cienkich kleszczy po obu stronach cewki moczowej, ale unikaj urazów naczyń krwionośnych lub nerwów.
- Zidentyfikuj odpowiednie woreczki tłuszczowe w pobliżu cewki moczowej w tym oknie.
- Przymocuj elektrody obustronnie do odpowiedniego woreczka tłuszczowego za pomocą niewchłanialnego szwu monofilamentowego 6-0.
UWAGA: Końcowa pozycja elektrod powinna być obustronna w środkowej części cewki moczowej. - Zwiąż obie elektrody razem niewchłanialnym szwem monofilamentowym 6-0.
- Zszyj oznaczoną elektrodę zerową do mięśnia ściany brzucha w odległości od cewki moczowej. Zwiąż wszystkie trzy elektrody jednym szwem.
5. Drążenie tunelu
- Wykonaj małe nacięcie skóry między łopatkami w celu tunelowania.
- Przyłóż elektrody tunelowe do szyjki i wykonaj ostateczną kontrolę pod kątem prawidłowego umieszczenia oraz sprawdź położenie elektrod po tunelowaniu.
- Tunel cewnika pęcherza moczowego do poziomu łopatek - podczas tunelowania cewnika należy zwracać uwagę na pęcherz, aby uniknąć skręcenia pęcherza. W tym celu należy przytrzymać cewnik tuż przed wejściem do kopuły pęcherza, aby uniknąć skręcenia pęcherza.
- Zamknij mięśnie brzucha za pomocą ciągłych lub przerywanych szwów za pomocą wchłanialnego szwu z polifilamentu 4-0. Zamknij nacięcie skóry przerwanymi szwami materaca.
- Rozciągnij zwierzę na całą długość, aby uzyskać maksymalne rozciągnięcie drutów elektrod i cewnika.
- Zamocuj druty cewnika i elektrody za pomocą zatopionego szwu do mięśnia barkowego.
- Zamknij skórę pojedynczym szwem za pomocą szwu 4-0.
6. Dopasowanie uprzęży
- Dopasuj uprząż do zwierzęcia, naciągając uprząż na głowę zwierzęcia i pociągnij kończyny przednie do pozycji końcowej między dwoma silikonowymi paskami. Sprawdź rozmiar uprzęży w zależności od wagi zwierzęcia przed zabiegiem za pomocą dystrybutora.
- Przełóż cewnik pęcherza moczowego do centralnego otworu wiązki, a elektrody przez specjalnie wykonany otwór za pomocą wiertła dostosowanego do rozmiaru drutów elektrod.
- Wyreguluj uprząż, pociągając za silikonowe paski. Wyreguluj uprząż tak, aby nie była zbyt luźna, ale upewnij się, że pozostało trochę miejsca, aby utrzymać zdolność poruszania się szczura.
- Użyj opaski kablowej, aby przymocować paski silikonowe.
- Przytnij długość cewnika pęcherza moczowego do 3 cm nad uprzężą, podłącz do korka 23-G, a na koniec przymocuj go do uprzęży.
7. Produkcja łącznika elektrody
- Przygotuj trzy małe rurki termokurczliwe (inny kolor dla elektrody zerowej). Przygotuj dwie kolejne rurki termokurczliwe w odpowiednim większym rozmiarze.
- Skróć długość przewodów elektrod do optymalnej długości, aby można je było później podłączyć do wtyczki żeńskiej, nie będąc zbyt luźnymi lub zbyt krótkimi. Zdejmij izolację teflonową z trzech drutów (około 2 mm) i skręć stalowe druty w sznurek.
- Umieść duże rurki termokurczliwe na wszystkich przewodach, umieść małe rurki pojedynczo dla wszystkich trzech drutów i użyj kolorowej rurki jako elektrody zerowej.
- elektrody do męskiej wtyczki 3-połączeniowej. Umieść elektrodę zerową na środku i obkurcz trzy małe pojedyncze rurki nad lutowanym obszarem.
- Skurcz pierwszą z większych rurek na końcu poszczególnych końców rurek, a ostatnią dużą rurkę do męskiej krawędzi wtyczki.
- Podłącz wtyczkę męską do złącza żeńskiego przymocowanego do wiązki przewodów i przymocuj kawałkiem taśmy dla większego bezpieczeństwa.
8. Opieka pooperacyjna
- Oczyść obszary operacyjne i zdezynfekuj jodonem powidonu.
- Umieść zwierzę na poduszce grzewczej do momentu przebudzenia i podaj 0,9% roztwór chlorku sodu w celu zastąpienia wody, w oparciu o lokalne wytyczne dotyczące opieki nad zwierzętami podczas i po operacji.
- Leki przeciwbólowe (meloksykam 1 mg/kg) i antybiotyki (sulfadoxinum 200 mg, trimetoprimum 40 mg, 15 mg/kg) należy podawać podskórnie w postaci złożonego roztworu do wstrzykiwań. Dwa razy dziennie podawaj leki przeciwbólowe (rano i wieczorem), a raz dziennie podawaj antybiotyki przez pięć kolejnych dni.
- Kontynuuj stosowanie antybiotyków w tej samej dawce przez cały okres obserwacji w dwóch do trzech wstrzyknięciach tygodniowo.
- Codziennie sprawdzaj, czy uprząż jest prawidłowo dopasowana i przeprowadzaj inspekcję pola operacyjnego, zwłaszcza w okolicy szyi. Wyreguluj uprząż, jeśli stanie się zbyt ciasna, ostrożnie pociągając za silikonowe paski.
- Cewnik należy przepłukiwać regularnie raz w tygodniu, aby uniknąć blokady.
9. Przygotowanie do pomiaru cystometrycznego
- Pierwsze pomiary cystometryczne należy wykonać po sześciu dniach po operacji.
UWAGA: Na wcześniejsze pomiary mogą mieć wpływ leki przeciwbólowe i/lub podrażnienie urotelialne spowodowane implantacją cewnika. - Włącz wyłącznik główny, komputer i wzmacniacz EMG.
- Napełnić pompę strzykawkową 0,9% chlorkiem sodu ogrzanym w temperaturze pokojowej. Otwórz złącza trójdrogowe jeden po drugim w sposób malejący, zaczynając od pompy, i przepłucz rurki.
UWAGA: Sprawdź dokładnie, czy nie ma pozostałych pęcherzyków powietrza, ponieważ pęcherzyki zmienią pomiary cystometryczne.
10. Kalibracja
- Uruchom program uroflowmeter software i przejdź do Kalibracja.
- Zamknij trójdrożne złącze do pompy i zwierzęcia.
- Otwórz zawór do podłączonego manometru i naciśnij zero w programie.
- Ustaw ciśnienie na manometrze na 100 mmHg i naciśnij przycisk 100 mmHg w programie. Naciśnij przycisk potwierdź, aby zapisać korektę kalibracji. Okno zamknie się automatycznie.
- Zamknij zawór manometru i otwórz trójdrożne złącza od pompy do zwierzęcia, aby być gotowym do pomiaru.
11. Baza danych zwierząt (Animal DB)
- Aby zarejestrować zwierzęta, nadaj im zwięzły identyfikator.
- Wprowadź dalsze dane, takie jak data SCI, początek leczenia, data implantacji cewnika, grupa doświadczalna i data urodzenia zwierzęcia.
- Aby w końcu zarejestrować dane, naciśnij "zapisz rekord" i zapisz do pliku.
12. Ustawienia pomiaru przed rejestracją
- Uruchom oprogramowanie, naciskając przycisk start.
- Wybierz zwierzę i naciśnij skalę tary i ciśnienie zerowe.
UWAGA: Podczas umieszczania zwierzęcia w uwięziku należy zachować ostrożność, aby żaden nie był zablokowany, ponieważ może to doprowadzić do usunięcia przewodu EMG.
13. Przygotowanie zwierząt
- Wyjmij zatyczkę cewnika i odłącz wtyczkę EMG od wiązki przewodów.
- Umieść szczura w uwięzi. Zamknij ogranicznik i zablokuj uprząż za pomocą zacisku.
- Wyjmij cewnik i wtyczkę EMG z ogranicznika.
- Umieść ogranicznik w jednostce catamount. Przełóż ogon przez rurkę i przymocuj rurkę taśmą, aby uniknąć ruchów.
- Podłącz męską wtyczkę EMG do żeńskiego złącza EMG nagrywającego.
- Ponownie naciśnij ciśnienie zerowe, a następnie podłącz cewnik do rurki napełniającej/nagrywającej. Sprawdź ciśnienie w oprogramowaniu.
UWAGA: Ciśnienie powinno być dodatnie, około 5-10 cm H2O na linii podstawowej. Jeśli ciśnienie jest ujemne, odłącz cewnik od kaniuli, naciśnij ciśnienie zerowe, a następnie ponownie podłącz cewnik.
14. Nagrywanie
- Jeśli cewnik i EMG są podłączone, naciśnij uruchom pompę i nagrywanie.
- Dostosuj prędkość napełniania do potrzeb doświadczalnych w μl/min.
- Zanotuj godzinę rozpoczęcia nagrywania i temperaturę w pomieszczeniu w dzienniku pokładowym.
- Aby zatrzymać zapis cystometryczny, zatrzymaj pompę, naciskając przycisk uruchom pompę i ponownie naciśnij przycisk nagrywania.
UWAGA: Pompa będzie wyłączona, a zielone światło na pompie jest wyłączone. - Odłącz cewnik i użyj zatyczki 23G, aby zamknąć końcówkę cewnika. Odłącz EMG.
- Otwórz przód krępa i wyprowadź szczura z ogranicznika.
UWAGA: Ostrożnie obchodź się ze szczurem i monitoruj przewody, aby uniknąć zablokowania. - Podłącz cewnik z powrotem do uprzęży. Ponownie podłącz wtyczkę EMG do wiązki przewodów i owiń wtyczkę taśmą.
UWAGA: Jeśli zwierzę ma patologiczny stan dolnych dróg moczowych, odciągnij pęcherz na końcu ręcznie, aby uniknąć nadmiernego rozdęcia pęcherza. - Umieść zwierzę z powrotem w jego domowej klatce.
- Zamknij program, naciskając przycisk Escape.
- Wyczyść ogranicznik i zlewkę.
- Zamknij trójdrożne złącza do pompy i wylotu zwierzęcia.
- Wyłącz komputer, jednostkę EMG i system za pomocą wyłącznika głównego.
UWAGA: Dane są zapisywane w osobnym folderze "Zarejestrowane dane" z podfolderem pliku zmierzonego identyfikatora szczura. Pojedyncze nagrania są sortowane w folderach z pojedynczym identyfikatorem szczura według daty.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Schemat przedstawiający przebieg pomiarów cystometrycznych u zwierząt w stanie czuwania zaprezentowano na Rysunku 1, a anatomię wewnętrzną w kontekście implantacji cewnika pęcherzowego pokazano na Rysunku 2. Operacja trwa około 2 h. Pooperacyjna analgezja i antybiotykoterapia, zgodnie z opisem w protokole, zapewniają uśmierzenie bólu i ochronę przed infekcjami przez pięć dni po zabiegu. Po tym czasie nie zauważono żadnych oznak b...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Protokół ten opisuje procedurę chirurgiczną implantacji elektrod cewnika stałego i zwieracza cewki moczowej oraz technikę zapisu cystometrycznego u przytomnych, lekko skrępowanych szczurów, obejmującą zarówno jednoczesną analizę pęcherza moczowego, jak i zewnętrznego zwieracza cewki moczowej.
Krytycznymi krokami podczas operacji jest staranne wszczepienie cewnika do pęcherza moczowego, unikanie wycieku i rozległej manipulacji. Co więcej, precyzyjna implantacja elektrod obustronnych do zwieracz...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Autorzy nie mają żadnych podziękowań.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Rurka polietylenowa PE 50 | Becton Dickinson | 427411 | Cewnik |
| Prolene 6-0 (BV-1, 9.3 mm, 3/8c) | Ethicon | EH7403H | Szew |
| Drut stalowy pokryty teflonem | Drut Cooner | AS631 | Materiał elektrody |
| Drut srebrny 0,250 mm | World Precision Instruments | AGW1030 | Materiał elektrody |
| Rotilabo - rura PVC | Carl Roth | 97241 | Uprząż |
| Vicryl rapide 4-0 (P-3, 13 mm, 3/8c) | Ethicon | V4940H | |
| Szew Quick Connect Pojedyncza uprząż | SAI Infusion Technologies | QCH-23CW | Uprząż |
| Rurki termokurczliwe | ChiliTec | 17894 | elektrod |
| Drut lutowniczy Pb60 Sn40 | Stannol | LD0029 | elektrod |
| Topnik agent 157 | Castolin Eutectin | 157 0150 | elektrod |
| Conn Unshrouded Header HDR 3 POS, 2.54mm Lut ST Thru-Hole Box | Preci-dip | 801-87-050-10-001101 | elektrod |
| Listwa zasilająca Conn SKT 50 POS 2.54mm, Solder ST Thru-Hole Box | Preci-dip | 890-18-003-10-001101 | |
| elektrodPakiet cystometrii szczurów (zawiera pompę, skalę, przetwornik ciśnienia, sprzęt do analizy cystometrycznej) | Catamount Research and Development Inc. | CAT-CYT-R | |
| Wzmacniacz różnicowy z aktywną sceną | czołową AD Wzmacniacz | DP-311 | EMG |
| Powściągliwy Średni rozmiar dla szczurów 200-300 g | emka Technologies | HLD-RM | |
| Uro Dyn Software | Zü bogaty w uniwersyteckie | ||
| samice szczurów oparte na MTA (szczep Lewis) w wieku 12 tygodni | Charles River, Sulzfeld, Niemcy | zwierzęta |
Bibliografia
- Andersson, K. E., Soler, R., Fullhase, C. Rodent models for urodynamic investigation. Neurourol Urodyn. 30, 636-646 (2011).
- Schneider, M. P., et al. A novel urodynamic model for lower urinary tract assessment in awake rats. BJU Int. 115, Suppl 6. 8-15 (2015).
- Cruz, C. D., Cruz, F. Spinal cord injury and bladder dysfunction: new ideas about an old problem. Scientific World Journal. 11, 214-234 (2011).
- de Groat, W. C., Yoshimura, N. Plasticity in reflex pathways to the lower urinary tract following spinal cord injury. Exp Neurol. 235, 123-132 (2012).
- Matsuura, S., Downie, J. W. Effect of anesthetics on reflex micturition in the chronic cannula-implanted rat. Neurourol Urodyn. 19, 87-99 (2000).
- Cannon, T. W., Damaser, M. S. Effects of anesthesia on cystometry and leak point pressure of the female rat. Life Sci. 69, 1193-1202 (2001).
- Patra, P. B., Thorneloe, K. S. Enhanced sensitivity to afferent stimulation and impact of overactive bladder therapies in the conscious, spontaneously hypertensive rat. J Pharmacol Exp Ther. 338, 392-399 (2011).
- Herrera, G. M., Meredith, A. L. Diurnal variation in urodynamics of rat. PloS One. 5, e12298(2010).
- Chang, H. Y., Havton, L. A. Differential effects of urethane and isoflurane on external urethral sphincter electromyography and cystometry in rats. Am J Physiol Renal Physiol. 295, F1248-F1253 (2008).
- Yaksh, T. L., Durant, P. A., Brent, C. R. Micturition in rats: a chronic model for study of bladder function and effect of anesthetics. Am J Physiol. 251, R1177-R1185 (1986).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
