Artykuł metodologiczny

Wykorzystanie implantacji komórkowej sterowanej tkankami pod kontrolą ultradźwięków do ustalenia biologicznie istotnych ksenoprzeszczepów nowotworowych z przerzutami

7.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/57558

⸱

25 maja 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Departments of Surgery, C.S Mott Children's and Women's Hospital, The University of Michigan Medical School, 2Departments of Pathology, C.S Mott Children's and Women's Hospital, The University of Michigan Medical School, 3Unit for Laboratory Animal Medicine, The University of Michigan Medical School, 4Departments of Radiology, C.S Mott Children's and Women's Hospital, The University of Michigan Medical School, 5Departments of Pediatrics, C.S Mott Children's and Women's Hospital, The University of Michigan Medical School

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy protokół wykorzystania wspomaganego ultradźwiękami wstrzykiwania komórek nerwiaka zarodkowego (NB) i mięsaka Ewinga (ES) (ustalone linie komórkowe i komórki nowotworowe pochodzące od pacjenta) w biologicznie istotnych miejscach do tworzenia wiarygodnych modeli przedklinicznych do badań nad rakiem.

Streszczenie

Przedkliniczne testy terapii przeciwnowotworowych opierają się na odpowiednich modelach ksenoprzeszczepów, które naśladują wrodzone tendencje raka. Zaletami standardowych podskórnych modeli bocznych są łatwość zabiegu oraz możliwość monitorowania progresji i odpowiedzi guza bez inwazyjnego obrazowania. Takie modele są często niespójne w translacyjnych badaniach klinicznych i mają ograniczone biologicznie istotne cechy oraz niską skłonność do wytwarzania przerzutów, ponieważ brakuje rodzimego mikrośrodowiska. Dla porównania, wykazano, że ortotopowe modele ksenoprzeszczepów w natywnych miejscach guza naśladują mikrośrodowisko guza i replikują ważne cechy choroby, takie jak odległe rozprzestrzenianie się przerzutów. Modele te często wymagają żmudnych zabiegów chirurgicznych z wydłużonym czasem znieczulenia i okresami rekonwalescencji. Aby temu zaradzić, naukowcy zajmujący się nowotworami wykorzystali ostatnio techniki iniekcji pod kontrolą ultradźwięków w celu stworzenia modeli ksenoprzeszczepów nowotworowych do eksperymentów przedklinicznych, co pozwala na szybkie i niezawodne ustanowienie mysich modeli ukierunkowanych na tkanki. Wizualizacja ultrasonograficzna zapewnia również nieinwazyjną metodę podłużnej oceny wszczepienia i wzrostu guza. W tym miejscu opisujemy metodę wstrzykiwania komórek nowotworowych pod kontrolą USG, z wykorzystaniem nadnerczy w przypadku NB i podkapsułki nerkowej w przypadku ES. To minimalnie inwazyjne podejście pozwala przezwyciężyć żmudną otwartą chirurgię implantacji komórek rakowych w specyficznych dla tkanki miejscach wzrostu i przerzutów oraz skraca chorobliwe okresy rekonwalescencji. Opisujemy wykorzystanie zarówno ustalonych linii komórkowych, jak i linii komórkowych pochodzących od pacjenta do iniekcji ortotopowej. Dostępne są gotowe zestawy komercyjne do dysocjacji guza i znakowania komórek lucyferazy. Wstrzykiwanie zawiesiny komórkowej za pomocą wskazówek obrazowych zapewnia minimalnie inwazyjną i powtarzalną platformę do tworzenia modeli przedklinicznych. Metoda ta jest wykorzystywana do tworzenia wiarygodnych modeli przedklinicznych dla innych nowotworów, takich jak pęcherz moczowy, wątroba i trzustka, co ilustruje jej niewykorzystany potencjał w wielu modelach nowotworowych.

Wprowadzenie

Modele ksenoprzeszczepów zwierzęcych są niezbędnymi narzędziami do badań przedklinicznych nad nowymi terapiami przeciwnowotworowymi. Standardowe ksenoprzeszczepy mysie polegają na podskórnej implantacji komórek z boku, zapewniając wydajne i łatwo dostępne miejsce do monitorowania wzrostu guza. Wadą modeli podskórnych jest brak cech biologicznych specyficznych dla nowotworu, co może ograniczać ich potencjał do przerzutów1. Takie ograniczenia są pokonywane przez zastosowanie ksenoprzeszczepów ortotopowych, w których komórki nowotworowe są wszczepiane w natywne miejsca tkankowe, zapewniając odpowiednie mikrośrodowisko z potencjałem przerzutowym2. Ortotopowe modele ksenoprzeszczepów zachowują oryginalne cechy biologiczne i dostarczają wiarygodnych modeli do przedklinicznego odkrywania leków3,4. Komórki rakowe wykorzystywane do implantacji kierowanej tkankami są albo ustalonymi liniami komórkowymi, albo komórkami pochodzącymi od pacjenta z guzów pacjenta. Ksenoprzeszczepy wywodzące się z linii komórek nowotworowych mogą wykazywać dużą rozbieżność genetyczną od guza pierwotnego w porównaniu z ksenoprzeszczepami pochodzącymi od pacjenta5. Biorąc to pod uwagę, tworzenie ksenoprzeszczepów ortotopowych pochodzących od pacjentów stało się preferowanym standardem testowania nowych terapii w odkrywaniu leków przeciwnowotworowych.

W neuroblastomie dziecięcej (NB), ortotopowe modele ksenoprzeszczepów podsumowują biologię pierwotnego guza i rozwijają przerzuty do typowych miejsc rozprzestrzeniania się NB6,7. NB rozwija się w nadnerczach lub wzdłuż przykręgowego łańcucha współczulnego. Najczęstsze metody implantacji ortotopowej wymagają otwartych zabiegów chirurgicznych przezbrzusznych. Takie metody są często żmudne, mają wysoką zachorowalność na zwierzęta i złożone okresy rekonwalescencji. Ultradźwięki o wysokiej rozdzielczości zostały ostatnio wykorzystane do implantacji komórek nowotworowych kierowanej tkankami w ramach opracowywania kilku modeli mysich do badań nad rakiem8,9. Technika ta jest niezawodna, powtarzalna, wydajna i bezpieczna w tworzeniu odpowiednich ksenoprzeszczepów guza z przerzutami10,11.

Pokazano tworzenie ksenoprzeszczepów nowotworowych u dzieci poprzez lokalizację narządów docelowych pod kontrolą ultradźwięków i wszczepianie igłą linii komórkowych i komórek nowotworowych pochodzących od pacjenta11. Technika ta została wykorzystana do NB ukierunkowanego na mysie nadnercza. Mięsak Ewinga (ES) jest głównie rakiem kostnym, powszechnie występującym w kościach długich, takich jak kość udowa i miedniczna12. Opisy przypadków wykazały, że w celu określenia, czy możliwy jest wzrost raka z przewagą kości w tkance nerkowej, do implantacji ortotopowej wybrano lokalizację podtorebkową nerki13. Implantacja komórek nowotworowych w nerkach podtorebkowych została wykorzystana jako obiecujący model do badania spontanicznych przerzutów dla ES14.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie prace zostały wykonane zgodnie z Instytucjonalną Komisją Rewizyjną Uniwersytetu Michigan (HUM 00052430) i są zgodne z procedurami zatwierdzonymi przez Uniwersytecką Komisję ds. Użytkowania i Opieki nad Zwierzętami (UCUCA). Zakład Laboratorium Medycyny Zwierząt (ULAM) nadzorował opiekę nad zwierzętami.

Wszystkie prace zostały wykonane za zgodą The University of Michigan Institutional Review Board (HUM 00052430) i są zgodne ze wszystkimi regulacjami komisji etyki badań na ludziach. Ludzkie komórki są uważane za materiał potencjalnie biologicznie niebezpieczny, więc przestrzegaj wszystkich specjalnych środków ostrożności i odpowiednich praktyk bezpieczeństwa biologicznego, które są wymagane przez twoją instytucję. Myszy NSG mają poważnie obniżoną odporność i są podatne na choroby wywoływane przez bakterie powszechnie występujące w środowisku.
Zawsze należy stosować ścisłą sterylną technikę podczas przygotowywania materiałów do implantacji i wykonywania iniekcji.

1. Hodowla komórkowa

  1. Hoduj ugruntowane ludzkie linie komórek NB (SH-SY5Y, SK-N-BE2 i IMR32) w minimalnej pożywce niezbędnej, uzupełnionej 10% płodową surowicą bydlęcą, 2 mM glutaminy, 100 jednostek/ml penicyliny i 100 μg/ml streptomycyny. Uzupełnij komórki IMR32 o 1 mM pirogronian i 0,075% NaHCO3. Utrzymuj wszystkie komórki w temperaturze 37 °C, 5% CO2 i 70-80% konfluencji.
  2. Hoduj ludzkie linie komórek ES (TC32, A673,-25 i A4573) w pożywce RPMI uzupełnionej 10% płodową surowicą bydlęcą i 6 mM L-glutaminy. Utrzymuj wszystkie komórki w temperaturze 37 °C, 5% CO2 przy zbieganiu 70-80%.
  3. Wyślij wszystkie linie komórkowe do uwierzytelnienia.
    UWAGA: Uwierzytelnianie komórek odbywa się w placówce zewnętrznej, zapoznaj się z potwierdzeniami.

2. Przygotowanie pierwotnych komórek nowotworowych pochodzących od pacjenta

  1. Za zgodą i zgodą pacjenta należy pobrać wyrzuconą ludzką tkankę nowotworową NB od pacjentów poddawanych resekcji chirurgicznej w celu kontroli miejscowej i transportu do laboratorium w roztworze do przechowywania tkanek w celu konserwacji.
    UWAGA: Wszystkie próbki od pacjentów są pozbawione elementów pozwalających na identyfikację i traktowane zgodnie z wytycznymi Instytucjonalnej Komisji Rewizyjnej.
  2. Wygeneruj zawiesinę komórek rakowych (UMNBL001, UMNBL002) pochodzącą od pojedynczego pacjenta z tkanki nowotworowej za pomocą zestawu do dysocjacji guza. Przenieś około 0,5 g guza do 100-milimetrowej płytki do hodowli komórkowej zawierającej 5 ml buforu RPMI, 200 μl enzymu H, 100 μl enzymu R i 25 μl enzymu A z zestawu do dysocjacji ludzkiego guza
    3. .
  3. Zmiel guz na małe kawałki (2-4 mm każdy) za pomocą nożyczek i kleszczy do tkanek. Wymieszaj te fragmenty z roztworami w kroku 2.2.
  4. Odpipetować mieszaninę guza do probówki dysocjacyjnej i zamknąć probówkę. Odwróć rurkę i przymocuj do tulei dysocjatora tkankowego. Uruchom program h_tumor_01.
  5. Zawiesinę komórek nowotworowych otrzymaną powyżej inkubować w temperaturze 37 °C przez 1 godzinę na obrotowym stojaku z przerywanym rozcieraniem co 15 minut.
  6. Przenieś zawiesinę komórek do nowej stożkowej probówki o pojemności 50 ml i dodaj 10 ml RPMI. Odwirować zawiesinę komórkową o sile 314 x g przez 5 minut.
  7. Usunąć supernatant i zawiesić osad w 5 ml RPMI. Przepuść ten roztwór przez sitko o wielkości 40 μm i zbierz odcedzony roztwór do świeżej stożkowej probówki o pojemności 50 ml. Umyj to sitko raz 5 ml pożywki RPMI i odwiruj mieszaninę o sile 314 x g przez 5 minut, aby zebrać granulkę.
  8. Zmierz gęstość komórek za pomocą hemacytometru15. Zawiesić otrzymany od góry osad w RPMI, aby uzyskać końcowe stężenie 4 × 105 komórek/10 μL. Weź 5 μl tej zawiesiny komórkowej i 5 μl matrigelu, aby przygotować 10 μl roztworu komórkowego do każdego wstrzyknięcia.
    UWAGA: Ilość używanych obrotów na minutę zależy od pomiaru gęstości komórek. Na przykład, jeśli zmierzona gęstość komórek otrzymanego osadu wynosi 4 x 105 komórek, zawieś osad w 10 μL RPMI.

3. Znakowanie komórek rakowych lucyferazy

  1. Przygotować 10 ml pożywki transdukcyjnej z 5 ml supernatantu wirusowego EF1a-Luc2-IRES-mCherry i 5 ml pożywki z komórek macierzystych. Dodaj 7,5 μl 1x polybrene.
  2. Wymieszaj 5 × 106 komórek rakowych w pożywce transdukcyjnej i płytce w 100 mm bardzo niskiej płytce mocującej. Inkubować w temperaturze 37 °C i 5% CO2 przez noc.
    UWAGA: Ponieważ stosowane są niskie płytki mocujące, komórki nie będą przylegać do płyty.
  3. Po upływie 24 godzin umieścić 100-milimetrową płytkę zawierającą komórki pod kapturem do hodowli tkankowej i przenieść mieszaninę do stożkowej probówki o pojemności 15 ml. Odwirować zawiesinę komórek o stężeniu 314 x g przez 5 minut, aby uzyskać osad komórkowy. Przemyć osad komórkowy raz 1 ml soli fizjologicznej buforowanej 1x fosforanem (PBS) i zawiesić osad komórkowy w 1 ml HBSS zawierającym 1% płodowej surowicy bydlęcej (FBS).
    1. Sortuj komórki lucyferazy na podstawie sygnału GFP-dodatniego w analizie sortowania komórek aktywowanego fluorescencją (FACS). Posortowane komórki umieścić na 100-milimetrowym szalku poddanym działaniu kultur tkankowych i utrzymywać w temperaturze 70-80% konfluencji, 37 °C i 5% CO2 do momentu, gdy będzie to wymagane.
  4. Potwierdź sygnał lucyferazy za pomocą zestawu do oznaczania lucyferazy. Płytka 10 x 104 posortowane komórki na basenik w kompatybilnej z iluminometrem 96-dołkowej płytce i inkubować komórki przez noc w temperaturze 37 °C i 5% CO2 . Po 24 godzinach doprowadzić 96-dołkową płytkę do temperatury pokojowej i dodać odczynnik Steady-Glo do pożywek hodowlanych w studzienkach w stosunku 1:1. Pozwól komórkom na lizę przez 5 minut i odczytaj luminescencję w spektrofotometrze.
  5. Umieścić naczynie o średnicy 100 mm pod okapem do hodowli tkankowych. Odrzucić pożywkę sklarowaną nad osadem. Umyj komórki raz 2 ml 1x PBS.
  6. Dodaj 2 ml 0,25% trypsyny i włóż naczynie o średnicy 100 mm do inkubatora na 2-3 minuty. Po 2-3 minutach sprawdź, czy komórki nie zostały usunięte pod mikroskopem i dodaj 8 ml RPMI, aby dezaktywować trypsynę.
  7. Zebrać zawiesinę komórkową do stożkowej probówki o pojemności 15 ml i wirować przy 314 x g przez 5 minut, aby uzyskać osad. Odrzucić supernatant. Umyj osad komórkowy 1 ml 1x PBS, zawiesić osad w 5 ml RPMI i określić gęstość komórek za pomocą hemacytometru15. Odwirować pozostały roztwór komórkowy o sile 314 x g przez 5 minut, aby uzyskać osad.
  8. Zawiesić osad w RPMI, aby uzyskać stężenie 4 x 105 komórek/10 μL. Pobrać 5 μl zawiesiny komórkowej i 5 μl matrigelu, aby przygotować 10 μl roztworu komórkowego do każdego wstrzyknięcia.

4. Implantacja nadnerczy (NB) lub nerki (ES) pod kontrolą USG

UWAGA: Wszystkie procedury ultrasonograficzne są wykonywane przy użyciu systemu obrazowania in vivo o wysokiej rozdzielczości. Do opisanych procedur zastosowano przetwornik, który ma częstotliwość środkową 40 MHz i szerokość pasma 22-55 MHz.

  1. Wykorzystaj 6-8-tygodniowe myszy NSG z niedoborem odporności do wszystkich procedur iniekcyjnych.
  2. Schłodzić matrigel i autoklawowane strzykawki Hamilton wyposażone w igłę 27G (1,25") i cewniki 22G (średnica zewnętrzna 0,9 mm, długość 25 mm) przez noc w temperaturze 4 °C.
  3. Umieść roztwór komórkowy przygotowany w kroku 3 na lodzie.
  4. Znieczulić myszy w komorze indukcyjnej za pomocą 2% izofluranu wO2 dostarczanego w ilości 2 l/min.
    UWAGA: Odpowiednie znieczulenie określa się przy braku aktywnego ruchu i utrzymaniu spontanicznego oddychania.
  5. Po znieczuleniu należy zdepilować grzbiet i bok zwierząt za pomocą balsamu do depilacji (takiego jak Nair) i golarki.
  6. Przenieść zwierzę na platformę obrazowania brzuszkiem do dołu, gdzie nos zwierzęcia umieszcza się w stożku nosowym i zabezpiecza podczas wdychania izofluranu.
  7. Umieść maść optyczną w oczach zwierzęcia, aby zapobiec wysuszeniu. Przyklej mysz taśmą na miejscu, aby zapobiec przypadkowemu ruchowi.
  8. Zidentyfikuj mysią wątrobę, żyłę główną, śledzionę, lewą nerkę i sąsiednie lewe nadnercza za pomocą wizualizacji ultrasonograficznej.
  9. Używaj sterylnych rękawiczek, maski i czepka do ochrony osobistej i utrzymania sterylnych warunków. Pod kontrolą ultradźwięków delikatnie wprowadzić cewnik 22G przez skórę i mięsień pleców bezpośrednio do lewego nadnercza, aby zapewnić kanał do wstrzykiwania komórkowego. Wyjąć igłę i pozostawić cewnik na miejscu.
  10. Załadować schłodzoną strzykawkę Hamiltona wyposażoną w igłę o małym otworze z 10 μl roztworu komórkowego, a następnie przeprowadzić strzykawkę stereotaktycznie przez cewnik umieszczony w środku nadnerczy.
  11. Wstrzyknąć komórki do docelowej tkanki nadnerczy. Pozostaw igłę na miejscu na 1-2 minuty, aby matryca stężała. Powoli wyjmij igłę, a następnie usuń cewnik.
  12. Umieść myszy z powrotem w klatce i upewnij się, że mysz odzyska wystarczającą przytomność, aby utrzymać pozycję leżącą mostka.
    UWAGA: Ze względu na minimalnie inwazyjny charakter tej techniki, ból pozabiegowy jest minimalny, ale nadal monitorowany na co dzień za pomocą kontroli stanu zdrowia myszy." powinno być poprzedzone zdaniem: "Jeśli w trakcie eksperymentu zostaną zidentyfikowane nieoczekiwane oznaki bólu lub niepokoju, skonsultuj się z instytucjonalną jednostką wsparcia weterynaryjnego w celu uzyskania informacji na temat analgezji lub innej opieki medycznej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Zgodnie z przedstawionymi procedurami, implantacja komórek NB do nadnercza pod kontrolą ultradźwięków została przeprowadzona w specjalistycznym pomieszczeniu zabiegowym wyposażonym w podgrzewany stół operacyjny. W celu monitorowania aktywności serca myszy zastosowano elektrody na kończyny przednie i tylne (Rysunek 1A). Zwierzę pozostawało pod narkozą izofluranem podawanym drogą wziewną przez maskę nosową. Za pomocą wysokorozdzielczej sondy USG zidentyfikowano...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Implantacja komórek NB i ES pod kontrolą ultradźwięków jest skuteczną i bezpieczną metodą tworzenia wiarygodnych mysich ksenoprzeszczepów do badań przedklinicznych w biologii nowotworów. Kluczowe znaczenie dla powodzenia implantacji tkankowej pod kontrolą ultradźwięków ma obecność i dostępność przeszkolonego personelu posiadającego doświadczenie w anatomicznej lokalizacji narządu będącego przedmiotem zainteresowania oraz w stereotaktycznym wstrzykiwaniu komórek nowotworowych.

Dysocjacja tkanki...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie ujawnili żadnych informacji.

Podziękowania

Ta praca otrzymała wsparcie od Fundacji Roberta Wooda Johnsona/Amos Medical Faculty Development Program, Taubman Research Institute, oraz Sekcji Chirurgii Dziecięcej, The University of Michigan. Autorzy pragną podziękować Kimber Converso-Baran i dr Marcusowi Jarboe za pomoc w procedurach iniekcji ultradźwiękowych i platformie obrazowania. Dziękujemy Paulowi Trombleyowi za pomoc przy grafice figurek. Dziękujemy również Wydziałowi Radiologii Uniwersytetu Michigan za korzystanie z Centrum Obrazowania Molekularnego i Tumor Imaging Core, które są częściowo wspierane przez Comprehensive Cancer Center NIH, grant P30 CA046592. University of Michigan Physiology Phenotyping Core, który jest częściowo wspierany przez dotacje z NIH (OD016502) i Frankel Cardiovascular Center. Uwierzytelnianie linii komórkowych przeprowadzono w IDEXX RADIL Bioresearch Facilities, Columbia, MO. Dziękujemy Tammy Stoll, dr Rajenowi Mody i programowi onkologii guzów litych Mott. Nasi pacjenci i ich rodziny są wdzięczni za ich inspirację, odwagę i nieustanne wsparcie dla naszych badań.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Mice
NOD-SCIDCharles River394
NSGLaboratorium Jacksona5557
Linia komórkowa 
NB
IMR-32ATCCCCL-127Ustanowiona ludzka linia komórkowa nerwiaka zarodkowego
SH-SY5YATCCCRL-2266Ustanowiona ludzka linia komórkowa nerwiaka zarodkowego
SK-N-Be2ATCCCRL-2271Ustanowiona ludzka linia komórkowa nerwiaka zarodkowego
ES
TC32 Ustalona ludzka linia komórkowa mięsaka Ewinga
A673COGcell.ORGUstalona ludzka linia komórkowa mięsaka Ewinga
-25COGcell.ORGUstalona ludzka linia komórkowa mięsaka Ewinga
A4573COGcell.ORGUstalona ludzka linia komórkowa mięsaka Ewinga
pożywka linii komórkowej< / silna>
RPMILife Technologies11875-093
MatrigelBD BioSciences354234
Dissociation
ToolsKentScientificINSMOUSEKIT
Zestaw do dysocjacji ludzkiego guza MACS Miltenyi Biotec130-095-929
dysocjator gentleMACSMACS Miltenyi Biotec130-093-235
probówki gentleMACS CMACS Miltenyi Biotec130-096-334
Sitko do komórekCorning431751
Lucyferazy Tagowanie
Lenti-GFP1 virusUniversity z Michigan, Vector CoreLucyferase Virus
Steady Glo-LuciferasePromegaE2510
Bioluminescence Imaging
Ivis Spectrum ImagingSystem PerkinElmer124262
D-LuciferinPromegaE160X
znieczulający
Wziewny izofluran Piramal Critical Care Inc66794-0017-25
Ultradźwiękowe wstrzyknięcie pod kontrolą
Vevo 2100 Obrazowanie w wysokiej rozdzielczościVevo2100
Hamilton (igła 27 G)Angiocewnik Hamilton80000
22 GaugeBD Biosciences381423
Maść optycznaGłówne firmy farmaceutyczne301909
Nair& Dwight CoŚrodek do usuwania włosów
Aquasonic 100 Żel do transmisji ultradźwiękówParkerŻel ultradźwiękowy
Histology
CD99DAKOM3601Przeciwciało pierwotne
Hydroksylaza tyrozynySigma-AldrichT2928Przeciwciało pierwotne
Przeciwciało wtórne HRP-polimerowePipety BiocareBRR4056KG
Miscelleneous
10 mLFisher Scientific13-676-10J
5 mL PipetyFisher Scientific13-676-10H
1,5 ml Probówki do mikrowirówekFisher Scientific05-408-129
P1000Eppendorf
P200Eppendorf3120000054
P1000Fisher Scientific21-375E
P200Fisher Scientific21-375D
Drummond4-000-101
 Suwmiarki KentScientificSCL-1015
Fisher Scientific06-664-16
6-dołkowe płytki z niskim mocowaniemCorning07-200-601
10 cm Naczynia poddane kulturom tkankowymFisher ScientificFB012924
PolybreneSigma-AldrichTR-1003-G
COGcell.ORG Dissection Assay Set Strzykawki KościółPipeta 3120000062 Końcówki do pipet Końcówki do pipet Przenośna pomoc do pipet Cyfrowa waga do ważenia zwierząt

Bibliografia

  1. Sanmamed, M. F., Chester, C., Melero, I., Kohrt, H. Defining the optimal murine models to investigate immune checkpoint blockers and their combination with other immunotherapies. Ann Oncol. 27 (7), 1190-1198 (2016).
  2. Fidler, I. J., Hart, I. R. Biological diversity in metastatic neoplasms: origins and implications. Science. 217 (4564), 998-1003 (1982).
  3. Bibby, M. C. Orthotopic models of cancer for preclinical drug evaluation. Eur J Cancer. 40 (6), 852-857 (2004).
  4. Killion, J. J., Radinsky, R., Fidler, I. J. Orthotopic Models are Necessary to Predict Therapy of Transplantable Tumors in Mice. Cancer Metastasis Rev. 17 (3), 279-284 (1998).
  5. Daniel, V. C., et al. A primary xenograft model of small-cell lung cancer reveals irreversible changes in gene expression imposed by culture in vitro. Cancer Res. 69 (8), 3364-3373 (2009).
  6. Khanna, C., Jaboin, J. J., Drakos, E., Tsokos, M., Thiele, C. J. Biologically relevant orthotopic neuroblastoma xenograft models: Primary adrenal tumor growth and spontaneous distant metastasis. In Vivo. 16 (2), 77-85 (2002).
  7. Stewart, E., et al. Development and characterization of a human orthotopic neuroblastoma xenograft. Dev Biol. 407, 344-355 (2015).
  8. Jäger, W., et al. Minimally Invasive Establishment of Murine Orthotopic Bladder Xenografts. J. Vis. Exp. (84), e51123(2014).
  9. Teitz, T., et al. Preclinical Models for Neuroblastoma: Establishing a Baseline for Treatment. PLoS ONE. 6 (4), e19133(2011).
  10. Braekeveldt, N., et al. Neuroblastoma patient-derived orthotopic xenografts retain metastatic patterns and geno- and phenotypes of patient tumours. International Journal of Cancer. 136 (5), 252-261 (2015).
  11. Van Noord, R. A., et al. Tissue-directed Implantation Using Ultrasound Visualization for Development of Biologically Relevant Metastatic Tumor Xenografts. In Vivo. 31 (5), 779-791 (2017).
  12. Vormoor, B., et al. Development of a Preclinical Orthotopic Xenograft Model of Ewing Sarcoma and Other Human Malignant Bone Disease Using Advanced In Vivo Imaging. PLoS ONE. 9 (1), e85128(2014).
  13. Hakky, T. S., Gonzalvo, A. A., Lockhart, J. L., Rodriguez, A. R. Primary Ewing sarcoma of the kidney: a symptomatic presentation and review of the literature. Ther Adv Urol. 5 (3), 153-159 (2013).
  14. Cheng, H., Clarkson, P. W., Gao, D., Pacheco, M., Wang, Y., Nielsen, T. O. Therapeutic Antibodies Targeting CSF1 Impede Macrophage Recruitment in a Xenograft Model of Tenosynovial Giant Cell Tumor. Sarcoma. 2010, 174528(2010).
  15. JoVE Science Education Database. Using a Hemacytometer to Count Cells. Basic Methods in Cellular and Molecular Biology. , JoVE. Cambridge, MA. (2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Iniekcja pod kontrol ultrad wi k wortotopowy model ksenoprzeszczepukom rki pochodz ce od pacjentaimplantacja do nadnerczyzestaw do dysocjacji guzaobrazowanie bioluminescencyjneprocedura ma oinwazyjnamodel myszy NSG

Powiązane artykuły