Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Stereotaktyczny transfer adoptywny cytotoksycznych komórek odpornościowych w mysich modelach ortotopowego ludzkiego glejaka wielopostaciowego ksenoprzeszczepów

7.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/57870

⸱

1 września 2018

 ,  ,  ,  ,  , 
1INSERM, CNRS, Université d'Angers, Université de Nantes, CRCINA, 2Immunotherapy, Graft, Oncology, LabEx IGO, 3Hopital de Nantes, Hotel Dieu

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy protokół przygotowania i stereotaktycznego podawania allogenicznych ludzkich limfocytów u myszy z niedoborem odporności z ortotopowymi ludzkimi pierwotnymi guzami mózgu. Badanie to dostarcza dowodów na słuszność koncepcji zarówno wykonalności, jak i skuteczności przeciwnowotworowej immunoterapii komórkowych dostarczanych do mózgu.

Streszczenie

Glejak wielopostaciowy (GBM), najczęstszy i najbardziej agresywny pierwotny rak mózgu u dorosłych, jest zazwyczaj kojarzony ze złym rokowaniem, a w ciągu ostatniej dekady zaproponowano niewiele skutecznych terapii. Wśród obiecujących kandydatów do projektowania nowych strategii terapeutycznych, immunoterapie komórkowe zostały ukierunkowane na eliminację wysoce inwazyjnych i chemoopornych komórek nowotworowych, które prawdopodobnie są zaangażowane w szybki i śmiertelny nawrót tego nowotworu. W związku z tym podawanie allogenicznych efektorów komórek odpornościowych reagujących na GBM, takich jak ludzkie limfocyty T VΥ9Vδ2, w pobliżu guza stanowiłoby wyjątkową okazję do dostarczania skutecznych i wysoce skoncentrowanych środków terapeutycznych bezpośrednio do miejsca nowotworów mózgu. W tym miejscu przedstawiamy protokół przygotowania i stereotaktycznego podawania allogenicznych limfocytów ludzkich u myszy z niedoborem odporności z ortotopowymi pierwotnymi guzami ludzkiego mózgu. Badanie to dostarcza przedklinicznego dowodu koncepcji zarówno na wykonalność, jak i skuteczność przeciwnowotworową tych immunoterapii komórkowych, które opierają się na stereotaktycznych iniekcjach allogenicznych ludzkich limfocytów w obrębie łożysk guza śródmózgowia.

Wprowadzenie

GBM (gwiaździak IV stopnia WHO), jest najczęstszym i najbardziej agresywnym pierwotnym nowotworem mózgu u dorosłych. Pomimo agresywnych metod leczenia, które łączą chirurgię i radiochemioterapię, GBM nadal wiąże się z bardzo złym rokowaniem (mediana przeżycia 14,6 miesiąca i 2-letnia śmiertelność > 73%)1. Dowodzi to, że w ciągu ostatniej dekady potwierdzono niewiele skutecznych postępów terapeutycznych2. Wśród kandydatów do projektowania skuteczniejszych strategii terapeutycznych3,4,5, immunoterapie6 są obecnie badane w celu śledzenia i eliminowania wysoce inwazyjnych i opornych na radio/chemo komórek nowotworowych, podejrzewanych o ich kluczowy wkład w szybki i śmiertelny nawrót nowotworu7. Zidentyfikowano różne potencjalne cele immunologiczne i zaproponowano immunoterapie, obejmujące naturalne lub zmodyfikowane limfocyty T αβ lub Υδ, takie jak antygeny nowotworowe specyficzne dla GBM lub cząsteczki wywołane stresem8,9,10. Możliwość podawania wybranych efektorów komórek odpornościowych reagujących na GBM stanowi unikalną okazję do dostarczenia podwyższonych ilości limfocytów efektorowych bezpośrednio do miejsca resztkowego nowotworu złośliwego. Aby wesprzeć tę strategię, wykazaliśmy niedawno, że modele oparte na myszach z niedoborem odporności noszących ortotopowe pierwotne ksenoprzeszczepy ludzkiego GBM wiernie odwzorowują rozwój guzów mózgu u pacjentów z GBM9,11. Co więcej, modele te wykorzystano do wykazania silnej skuteczności przeciwnowotworowej adoptywnie przenoszonych allogenicznych ludzkich limfocytów VΥ9Vδ2T.

Ten protokół opisuje kluczowe etapy eksperymentalne dla osiągnięcia stereotaktycznej immunoterapii guzów mózgu, takich jak GBM, opartej na adoptywnym transferze allogenicznych limfocytów T. W artykule pokazano: (i) amplifikację terapeutycznych allogenicznych limfocytów T efektorowych układu odpornościowego, takich jak ludzkie limfocyty VΥ9Vδ2T; (ii) przygotowanie tych efektorowych limfocytów T do wstrzykiwań; (iii) procedura podawania stereotaktycznego w obrębie mózgu, w pobliżu guza. Ten artykuł zawiera również wgląd w zachowanie tych efektorów komórkowych po wstrzyknięciu stereotaktycznym.

Przedstawione tutaj podejście terapeutyczne opiera się na wstrzyknięciu 20 x 106 komórek efektorowych na dawkę dla każdej myszy z niedoborem odporności z guzem mózgu. Początkowy etap ekspansji in vitro jest wymagany do wytworzenia dużych ilości komórek odpornościowych. W związku z tym nieswoistą ekspansję komórek przeprowadza się przy użyciu fitohemaglutyniny (PHA-L) i napromieniowanych allogenicznych komórek żywicielskich: komórek jednojądrzastych krwi obwodowej (PBMC) od zdrowych dawców i linii komórkowych B-limfoblastoidalnych (BLCL) przekształconych w wirusa Epsteina-Barr (EBV), pochodzących z PBMC przez zakażenie in vitro supernatantem hodowlanym zawierającym EBV z linii komórkowej Marmoset B95-8, w obecności 1 μg/ml cyklosporyny-A.

Komórki odpornościowe efektorowe reagujące na GBM są porównywane i wybierane z testów in vitro9. Te komórki efektorowe są aktywowane i amplifikowane przy użyciu standardowych protokołów, zgodnie z ich naturą (np. ludzkie limfocyty T Vγ9Vδ2 9 lub ludzki wirus opryszczki αβ T limphocytes12) o minimalnej czystości > 80%, co rutynowo sprawdza analiza cytometryczna. Opisana poniżej procedura ekspansji komórek ma zastosowanie do różnych podzbiorów ludzkich limfocytów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Poniższa procedura z udziałem zwierząt została przeprowadzona zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi (Umowa #00186.02; regionalna komisja etyki Kraju Loary [Francja]). Ludzkie PBMC wyizolowano z krwi pobranej od poinformowanych zdrowych dawców (Etablissement Français du Sang Nantes, Francja). Wszystkie etapy wykonywane są w sterylnych warunkach.

1. Niespecyficzna ekspansja cytotoksycznych efektorowych limfocytów T

  1. Przygotować i napromieniować ogniwa zasilające o ciśnieniu 35 Gy. Do stymulacji komórek efektorowych 2 x 105 - 4 x 105 należy przygotować 10 x 106 PBMC i 1 x 106 BLCL od trzech różnych, zdrowych dawców.
  2. Ponownie zawiesić zarówno komórki zasilające, jak i komórki efektorowe w 15 ml RPMI uzupełnionym 10% inaktywowanym termicznie FCS, 2 mM L-glutaminą, penicyliną (100 IU / ml) i streptomycyną (0,1 μg / ml) oraz 300 IU / ml rekombinowanym IL-2.
  3. Dodać PHA-L w końcowym stężeniu 1 μg/ml, ostrożnie wymieszać i rozprowadzić 150 μl zawiesiny komórek na dołku w 96-dołkowych płytkach z dnem w kształcie litery U.
  4. Inkubować w temperaturze 37 °C i z 5% CO2 w wilgotnej atmosferze.
  5. Codziennie sprawdzaj płytkę, aż w dołkach hodowlanych utworzą się duże grudki komórek (~ dzień 7).
  6. Przenieść komórki do kolby hodowlanej o stężeniu 1 x 106 komórek/ml w świeżej pożywce hodowlanej.
  7. Określ całkowitą liczbę komórek, licząc (2 razy w tygodniu) i utrzymuj je na poziomie 1 x 106 komórek/ml w świeżej pożywce hodowlanej.
    UWAGA: Efektorowe komórki odpornościowe powinny być gotowe do podania terapeutycznego w stanie spoczynku (zwykle 3 tygodnie po początkowym bodźcu amplifikacyjnym). Czystość i reaktywność tych komórek efektorowych należy sprawdzić przed wstrzyknięciem in vivo (np. za pomocą testów in vitro).

2. Przedoperacyjne przygotowanie komórek efektorowych

  1. Po sprawdzeniu liczby komórek efektorowych, zebrać komórki efektorowe do probówki o pojemności 50 ml przez odwirowanie (300 x g przez 5 min).
    UWAGA: Aby zrekompensować ewentualne straty, przygotuj nadmiar komórek (np. 50 x 106).
  2. Ostrożnie usunąć supernatant i ponownie zawiesić komórki w 15 ml sterylnego PBS i odwirować przez 5 minut przy 300 x g w celu przeprowadzenia płukania.
  3. Ostrożnie i całkowicie usunąć supernatant, a następnie ponownie zawiesić osad komórkowy w 1 ml sterylnego PBS.
  4. Przenieść zawieszone komórki do mikroprobówki o pojemności 1,5 ml w celu odwirowania przy 300 x g przez 5 minut.
  5. Ostrożnie i całkowicie usunąć supernatant, powoli pipetując.
  6. Zawiesić osad komórkowy w 8 μl sterylnego PBS na mysz.
    UWAGA: Jest to krytyczny krok.
  7. Zmierzyć objętość zawiesiny komórek za pomocą mikropipety. W razie potrzeby dodać sterylny PBS (20 x 106 komórek w 15 μl PBS na dawkę) i dokładnie wymieszać.
  8. Za pomocą mikropipety sprawdź, czy końcowa objętość na mysz wynosi od 15 do 20 μl (bezwzględnie < 20 μl).
  9. Utrzymuj ogniwa na lodzie do momentu wstrzyknięcia stereotaktycznego.
    UWAGA: Nie testowano więcej niż 3-godzinnych punktów czasowych.

3. Stereotaktyczne wstrzykiwanie

  1. Konfiguracja sprzętu
    1. Zmontuj i skalibruj ramę stereotaktyczną dla małych zwierząt zgodnie z instrukcjami producenta, aby zapewnić dokładność wstrzyknięć wewnątrzczaszkowych (np. rozmiar strzykawki, pożądana objętość i szybkość wstrzyknięcia).
      UWAGA: Zalecana jest powolna szybkość infuzji (tj. 2 - 3 μl/min).
    2. Zainstaluj materiał pod komorą bezpieczeństwa mikrobiologicznego (MSC), aby utrzymać sterylność narzędzi i chronić myszy przed infekcjami.
      UWAGA: Umieścić "bloki izotermiczne" w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C. System ten ogranicza hipotermię myszy podczas operacji. Poduszki grzewcze, które są niezbędne do opieki pozabiegowej, muszą być używane podczas ciągłego monitorowania temperatury.
  2. Przedoperacyjne przygotowanie zwierząt
    1. Znieczulić mysz wstrzyknięciem dootrzewnowym ketaminy (10 mg/ml) i ksylazyny (0,1 mg/ml) w dawce 10 μl/g masy ciała myszy.
    2. Wykonaj test szczypania palców u nóg, aby zapewnić pełne znieczulenie i znieczulenie zwierzęcia.
      UWAGA: Każdy ruch wskazuje na niegłęboką analgezję i jeśli tak się stanie, potrzeba jeszcze kilku minut przed powtórzeniem operacji.
    3. Gdy mysz zostanie odpowiednio znieczulona, użyj nożyczek, aby usunąć sierść z miejsca operacji (między dwoma uszami, aż do nosa).
  3. Przedoperacyjne przygotowanie komórek
    1. Ostrożnie zawiesić komórki pipetą (kilka razy) przed każdym wstrzyknięciem, aby zapobiec zbrylaniu się komórek.
    2. Ostrożnie pobrać wymaganą objętość zawiesiny komórek (15 - 20 μl) do mikrostrzykawki 22 G, aby uniknąć zasysania pęcherzyków.
      UWAGA: Ten etap ładowania komórek do mikrostrzykawki jest ważny dla zminimalizowania różnic w wstrzykiwanych objętościach. Ponownie załaduj komórki przy każdym wstrzyknięciu między zabiegami, aby zapobiec zlepianiu się komórek i zapewnić równomierną liczbę komórek efektorowych w kohorcie.
    3. Następnie umieścić strzykawkę w przystosowanej pompie strzykawkowej.
  4. Opieka proceduralna
    1. Zdezynfekować pole operacyjne wacikami nasączonymi 5% roztworem jodu powidonu co najmniej 3x.
    2. Umieść smarującą maść okulistyczną w oczach myszy, aby zapobiec wysuszeniu rogówki.
    3. Umieść znieczuloną mysz na ramie stereotaktycznej, na ciepłym bloku izotermicznym pokrytym sterylną folią, aby utrzymać temperaturę myszy podczas operacji i ograniczyć śmiertelność.
      UWAGA: Nos i zęby myszy powinny być odpowiednio ustawione nad listwą zębatą, aby zapewnić odpowiedni przepływ oddechowy podczas zabiegu.
    4. Gdy mysz znajdzie się nad listwą zębatą, mocno dokręć nauszniki pod uszami myszy, aby unieruchomić głowę.
      UWAGA: Uważaj, aby nie uszkodzić błony bębenkowej ani nie pogorszyć oddychania.
    5. Wykonaj strzałkowe nacięcie skóry w linii środkowej o długości 1-2 cm sterylnymi nożyczkami wzdłuż górnej części czaszki od przodu do tyłu, aby odsłonić czaszkę.
    6. Zidentyfikuj przecięcie szwów strzałkowych i koronalnych (Bregma), które mają służyć jako punkty orientacyjne dla lokalizacji stereotaktycznej przed wstrzyknięciem (pokazane na Rysunek 1).
    7. Umieścić mikrostrzykawkę powyżej tego punktu.
    8. Przesunąć mikrostrzykawkę o 2 mm w prawo, bocznie i 0,5 mm do przodu Bregmy.
    9. Za pomocą mikrowiertła wykonaj mały otwór w czaszce sterylnym wiertłem o określonych współrzędnych. Uważaj, aby pozostać powierzchownym, aby uniknąć urazów mózgu.
      UWAGA: W tym protokole komórkom odpornościowym wstrzyknięto do ustalonego guza (tydzień po wstrzyknięciu komórek nowotworowych). Skóra powinna zostać ponownie otwarta (blizna), a wstrzyknięcie powinno być wykonywane w tych samych współrzędnych, które są używane do implantacji komórek nowotworowych (jest na ogół nadal obecna do 2 tygodni po wstrzyknięciu). Wybrano współrzędne do wstrzyknięcia komórek nowotworowych i efektorowych do miąższu mózgu13,14.
  5. Iniekcja komórek efektorowych układu odpornościowego
    1. Ostrożnie włożyć mikrostrzykawkę do wywierconego otworu i powoli przesuwając igłę do przodu o 3 mm w dół opony twardej, a następnie do tyłu o 0,5 mm do końcowej głębokości 2,5 mm przed wstrzyknięciem komórek efektorowych.
    2. Uruchom wstrzyknięcie komórki efektorowej z prędkością 2 - 3 μl/min i monitoruj myszy przez cały czas wstrzyknięcia.
    3. Po zakończeniu wstrzykiwania należy wyjąć igłę tylko na 1 mm i przytrzymać mikrostrzykawkę na miejscu przez dodatkową minutę, a następnie powoli całkowicie wyjąć mikrostrzykawkę, aby zapobiec wyciekowi z miejsca infuzji.
      UWAGA: Po wyjęciu zwierzęcia z urządzenia stereotaktycznego należy natychmiast oczyścić sprzęt do wstrzykiwań przed nadchodzącymi eksperymentami.
  6. Opieka pooperacyjna i obserwacja myszy
    1. Wyjąć zwierzę z ramy stereotaktycznej i natychmiast nałożyć 5% roztwór powidonu z jodem na miejsce nacięcia i zamknąć skórę odpowiednim szwem chirurgicznym.
    2. Nałóż 2% żel lidokainy bezpośrednio na ranę i podaj 0,15 μg/g buprenorfiny we wstrzyknięciu podskórnym w celu znieczulenia pozabiegowego.
    3. Umieść znieczuloną mysz z powrotem w klatce nad poduszką grzewczą ustawioną na 37 °C, aby utrzymać odpowiednią temperaturę ciała myszy i uniknąć hipotermii.
      UWAGA: Oddzielna obudowa nie jest konieczna.
    4. Monitoruj mysz, aż w pełni wyzdrowieje ze znieczulenia i przenieś ją do pomieszczenia mieszkalnego.
      UWAGA: Do tej pory protokół ten jest dobrze obsługiwany, ponieważ wystąpiło niewiele nieprzewidzianych powikłań (< 5% myszy, którym wstrzyknięto).
    5. Codziennie monitoruj myszy i poddawaj je eutanazji, gdy zaobserwuje się jakiekolwiek pogarszające się objawy zdrowotne (np. zgarbiona postawa, ograniczona mobilność, pokłon lub znaczna utrata masy ciała [≥ 15%]).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Niniejsze badanie opisuje strategię adoptywnego transferu komórkowych efektorowych komórek odpornościowych do mózgu myszy z nowotworem, w oparciu o wstrzyknięcia stereotaktyczne wykonane bezpośrednio w obrębie guza.

Aby zminimalizować ryzyko uszkodzenia mózgu związane z dużą objętością wstrzykiwanej substancji, zawiesinę komórek efektorowych należy skoncentrować (20 x 106 komórek w 15 - 20 µL PBS). Aby sprawdzić, czy ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Adoptywny transfer wybranych natywnych lub zmodyfikowanych komórek efektorowych układu odpornościowego stanowi obiecujące podejście do skutecznego leczenia nowotworów, takich jak naciekające nowotwory mózgu, dbając o ograniczenie reaktywności wobec komórek nieprzekształconych 15,16,17,18. Jednak ośrodkowy układ nerwowy, który składa się z mózgu, ma szczególny status immunologiczny, zwłaszcza ze...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy dziękują personelowi Szpitala Uniwersyteckiego (UTE) w Nantes za hodowlę i opiekę nad zwierzętami, ośrodkowi obrazowania komórkowego i tissular Uniwersytetu w Nantes (MicroPICell) za obrazowanie, oraz ośrodkowi cytometrii (Cytocell) z Nantes za fachową pomoc techniczną. Prace zostały sfinansowane przez INSERM, CNRS, Université de Nantes, Institut National du Cancer (INCa#PLBio2014-155), Ligue Nationale contre le Cancer (AO InterRegional 2017) oraz europejskie konsorcjum ERA-Net Transcan2 (Immunoglio). Zespół jest finansowany przez Fondation pour la Recherche Medicale (DEQ20170839118). Praca ta została zrealizowana w ramach programów LabEX IGO i IHU-Cesti, wspieranych przez Narodową Agencję Badawczą Investissements d'Avenir za pośrednictwem programów odpowiednio ANR-11-LABX-001 i ANR-10-IBHU-005. Projekt IHU-Cesti jest również wspierany przez Nantes Metropole i Region Kraju Loary. Autorzy dziękują Chirine Rafia za pomoc w poprawieniu manuskryptu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
PBMCod 3 różnych zdrowych dawców
BLCLod 3 różnych dawców
Pożywka Roswell Park Memorial Institute (RPMI)Gibco31870-025
FCSDutscherS1810-500
L-glutaminaGibco25030-024
penicylina/streptomycynaGibco15140-122
IL-2Novartisproleukin
PHA-LSigmaL4144
Ramka stereotaktycznaStoelting Co.51600
Adapter myszy do ramy stereotaktycznej   Stoelting Co.51624
Wtryskiwacz pompy mikrostrzykawkowej WPIUMP3-4
NanoFilWPINF34BV-2
NSG myszyCharles RiverNSGSSFE07S
KetamineMerialImalgè ne 1000
XylazineBayerRompur 2%
Nożyczki201758Kleszcze
WPI 501215
OmniDrill 115/230VWPI503598
Vicryl 4-0EthiconVCP397H
XylocaineAstrazeneca3634461
Strzykawka

Bibliografia

  1. Stupp, R., Roila, F. Malignant glioma: ESMO clinical recommendations for diagnosis, treatment and follow-up. Annals of Oncology. 20 Suppl 4, 126-128 (2009).
  2. Weller, M., Cloughesy, T., Perry, J. R., Wick, W. Standards of care for treatment of recurrent glioblastoma--are we there yet? Neuro-Oncology. 15 (1), 4-27 (2013).
  3. Chen, S. H., Shine, H. D., Goodman, J. C., Grossman, R. G., Woo, S. L. Gene therapy for brain tumors: regression of experimental gliomas by adenovirus-mediated gene transfer in vivo. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 91 (8), 3054-3057 (1994).
  4. Choi, P. J., Tubbs, R. S., Oskouian, R. J. Emerging Cellular Therapies for Glioblastoma Multiforme. Cureus. 10 (3), e2305(2018).
  5. Zhu, L., et al. Targeting and Therapy of Glioblastoma in a Mouse Model Using Exosomes Derived From Natural Killer Cells. Frontiers in Immunology. 9, 824(2018).
  6. Chung, D. S., Shin, H. J., Hong, Y. K. A new hope in immunotherapy for malignant gliomas: adoptive T cell transfer therapy. Journal of Immunology Research. 2014, 326545(2014).
  7. Vauleon, E., Avril, T., Collet, B., Mosser, J., Quillien, V. Overview of cellular immunotherapy for patients with glioblastoma. Clinical and Developmental Immunology. 2010, (2010).
  8. Brown, C. E., et al. Regression of Glioblastoma after Chimeric Antigen Receptor T-Cell Therapy. The New England of Journal of Medicine. 375 (26), 2561-2569 (2016).
  9. Jarry, U., et al. Stereotaxic administrations of allogeneic human Vgamma9Vdelta2 T cells efficiently control the development of human glioblastoma brain tumors. Oncoimmunology. 5 (6), e1168554(2016).
  10. Dutoit, V., et al. Exploiting the glioblastoma peptidome to discover novel tumour-associated antigens for immunotherapy. Brain. 135 (Pt 4), 1042-1054 (2012).
  11. Joalland, N., et al. IL-21 Increases the Reactivity of Allogeneic Human Vgamma9Vdelta2 T Cells Against Primary Glioblastoma Tumors. Journal of Immunotherapy. 41 (5), 224-231 (2018).
  12. Clemenceau, B., et al. Effector memory alphabeta T lymphocytes can express FcgammaRIIIa and mediate antibody-dependent cellular cytotoxicity. The Journal of Immunology. 180 (8), 5327-5334 (2008).
  13. Abdelwahab, M. G., Sankar, T., Preul, M. C., Scheck, A. C. Intracranial implantation with subsequent 3D in vivo bioluminescent imaging of murine gliomas. Journal of Visualized Experiments. (57), e3403(2011).
  14. Jarry, U., et al. Treg depletion followed by intracerebral CpG-ODN injection induce brain tumor rejection. Journal of Neuroimmunology. 267 (1-2), 35-42 (2014).
  15. June, C. H., O'Connor, R. S., Kawalekar, O. U., Ghassemi, S., Milone, M. C. CAR T cell immunotherapy for human cancer. Science. 359 (6382), 1361-1365 (2018).
  16. Baruch, E. N., Berg, A. L., Besser, M. J., Schachter, J., Markel, G. Adoptive T cell therapy: An overview of obstacles and opportunities. Cancer. 123 (S11), 2154-2162 (2017).
  17. Bryant, N. L., et al. Characterization and immunotherapeutic potential of gammadelta T-cells in patients with glioblastoma. Neuro-Oncology. 11 (4), 357-367 (2009).
  18. Pereboeva, L., Harkins, L., Wong, S., Lamb, L. S. The safety of allogeneic innate lymphocyte therapy for glioma patients with prior cranial irradiation. Cancer Immunology, Immunotherapy. 64 (5), 551-562 (2015).
  19. Bailey, S. L., Carpentier, P. A., McMahon, E. J., Begolka, W. S., Miller, S. D. Innate and adaptive immune responses of the central nervous system. Critical Reviews in Immunology. 26 (2), 149-188 (2006).
  20. Louveau, A., et al. Structural and functional features of central nervous system lymphatic vessels. Nature. 523 (7560), 337-341 (2015).
  21. Menei, P., et al. Local and sustained delivery of 5-fluorouracil from biodegradable microspheres for the radiosensitization of glioblastoma: a pilot study. Cancer. 86 (2), 325-330 (1999).
  22. Menei, P., et al. Stereotaxic implantation of 5-fluorouracil-releasing microspheres in malignant glioma. Cancer. 100 (2), 405-410 (2004).
  23. Salot, S., et al. Large scale expansion of gamma 9 delta 2 T lymphocytes: Innacell gamma delta cell therapy product. Journal of Immunological Methods. 326 (1-2), 63-75 (2007).
  24. Bennouna, J., et al. Phase-I study of Innacell gammadelta, an autologous cell-therapy product highly enriched in gamma9delta2 T lymphocytes, in combination with IL-2, in patients with metastatic renal cell carcinoma. Cancer Immunology, Immunotherapy. 57 (11), 1599-1609 (2008).
  25. Singh, S. K., et al. Identification of human brain tumour initiating cells. Nature. 432 (7015), 396-401 (2004).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Wstrzykni cie stereotaktyczneksenoprzeszczepy ortotopowecytometria przep ywowaizolacja kom rekrama stereotaktycznaludzkie limfocyty
Stereotaktyczny transfer adoptywny cytotoksycznych komórek odpornościowych w mysich modelach ortotopowego ludzkiego glejaka wielopostaciowego ksenoprzeszczepów
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.