Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Ciężkie oparzenia w modelu trzody chlewnej do klinicznej oceny opatrunku

9.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/57942

⸱

6 listopada 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Graduate Institute of Medical Sciences, National Defense Medical Center, 2Department and Graduate Institute of Biology and Anatomy, National Defense Medical Center, 3Department of Gerontological Health Care, National Taipei University of Nursing and Health Sciences, 4Division of Rheumatology/Immunology/Allergy, Department of Internal Medicine, Tri-Service General Hospital, National Defense Medical Center, 5Department of Plastic and Reconstructive Surgery, Tri-Service General Hospital, 6Department of Nursing, Yuanpei University, 7Department of Physiology and Biophysics; Graduate Institute of Physiology, National Defense Medical Center, 8Division of Urology, Department of Surgery, Tri-Service General Hospital, National Defense Medical Center

W tym artykule

Podsumowanie

Dokładne naśladowanie sposobu leczenia oparzeń wymaga współgrania między obserwacją kliniczną a badaniami na modelach zwierzęcych. W tym badaniu ustalono model ciężkiego oparzenia u świń w celu oceny eksperymentalnego opatrunku w warunkach fizjologicznych i patofizjologicznych.

Streszczenie

Gojenie ran jest dynamicznym procesem naprawy i jest najbardziej złożonym procesem biologicznym w życiu człowieka. W odpowiedzi na oparzenia zmiany w szlakach biologicznych upośledzają odpowiedź zapalną, co powoduje opóźnione gojenie się ran. Zaburzenia gojenia się ran często występują u pacjentów z cukrzycą, prowadząc do niekorzystnych wyników, takich jak amputacja. W związku z tym potrzebne są opatrunki, które mają korzystny wpływ na wspomaganie gojenia się ran oparzeniowych. Jednak badania nad leczeniem ran oparzeniowych są ograniczone ze względu na brak odpowiednich modeli zwierzęcych. Nasze poprzednie badanie wykazało skuteczność gojenia się ran w modelach szczurów i świń przy użyciu minimalnie inwazyjnej techniki chirurgicznej. Badanie to miało na celu zademonstrowanie świńskiego modelu ciężkiego oparzenia, który eliminuje skurcz rany i bardziej zbliża się do ludzkich procesów reepitelializacji i tworzenia nowych tkanek. Protokół ten zapewnia szczegółową procedurę tworzenia spójnych ran oparzeniowych i badania skuteczności gojenia się ran pod wpływem eksperymentalnego opatrunku w modelu trzody chlewnej. Sześć ran oparzeniowych powstało symetrycznie na grzbiecie, które pokryto opatrunkiem klinicznym składającym się z czterech warstw: wewnętrznej warstwy kontaktowej z materiałów eksperymentalnych, wewnętrznej warstwy pośredniej z filmu wodoodpornego, zewnętrznej warstwy pośredniej z gazy i zewnętrznej warstwy plastra adhezyjnego. Po zakończeniu eksperymentów zbadano zamknięcie rany, obszar rany i wynik w skali blizn w Vancouver. Próbki skóry wycięte z każdego zwierzęcia po uśmierceniu zostały histologicznie przygotowane i wybarwione przy użyciu barwienia hematoksyliną i eozyną. Badano również działanie przeciwbakteryjne każdego opatrunku w kontekście gojenia się ran. Zastosowanie opatrunku klinicznego do ran w modelu trzody chlewnej naśladuje biologiczne procesy gojenia się ran u ludzi w odniesieniu do procesów nabłonkowania, proliferacji komórkowej i angiogenezy. Dlatego ten model trzody chlewnej zapewnia łatwą do nauczenia, opłacalną i solidną metodę oceny wpływu opatrunków klinicznych w przypadku ciężkich oparzeń.

Wprowadzenie

Oparzenia inicjują proces zapalny i wywołują złożone efekty patologiczne, które wpływają na wiele funkcji organizmu natychmiast po wypadku, powodując negatywny wpływ na jakość życia pacjentów. Upośledzone gojenie się ran powoduje znaczną zachorowalność i śmiertelność wśród pacjentów z cukrzycą1,2. Większość pacjentów z oparzeniami odczuwa ból podczas oczyszczania ran oparzeniowych, co jest znane jako rozdzierający proces pomimo stosowania silnych opioidowych leków przeciwbólowych3.

W przeciwieństwie do innych ssaków, świnie mają kilka cech anatomicznych i fizjologicznych wspólnych z ludźmi pod względem procesu epitelializacji, proliferacji komórkowej i angiogenezy. To sprawia, że świnie są potencjalnie lepszym modelem dla niektórych procedur i badań, i są one często wykorzystywane w późniejszych badaniach, które wykazały obiecujące wyniki na myszach. Cechy te doprowadziły do coraz częstszego wykorzystywania trzody chlewnej jako głównego gatunku w badaniach przedklinicznych. W ostatnim czasie zaobserwowano szybki wzrost badań biomedycznych w odniesieniu do układu sercowo-naczyniowego, moczowego, powłokowego i trawiennego4,5,6. Badanie to ma na celu zademonstrowanie świńskiego modelu ciężkich oparzeń, który eliminuje skurcz rany i zapewnia bliższe przybliżenie procesów gojenia się ran u ludzi i tworzenia nowych tkanek. Sześć ran oparzeniowych powstało symetrycznie na grzbiecie, po trzy z każdej strony kręgosłupa świni. Następnie zbadano eksperymentalny opatrunek w modelu ciężkich oparzeń u świń, który można dostosować do replikacji gojenia się ran u ludzi (Ryc. 1). Rany pokryto opatrunkiem klinicznym, który składa się z czterech warstw: wewnętrznej warstwy kontaktowej z materiałów eksperymentalnych, wewnętrznej warstwy pośredniej z wodoodpornej folii, zewnętrznej warstwy pośredniej z gazy i zewnętrznej warstwy plastra adhezyjnego. Wodoodporna folia utrzymuje wilgotność w miejscu rany, jednocześnie zapobiegając infekcjom bakteryjnym i umożliwiając przenikanie gazów do opatrunku. Zewnętrzna warstwa pośrednia z gazy została nałożona na folie wodoodporne i zabezpieczona zewnętrzną warstwą tynku klejącego. Po zakończeniu eksperymentów zbadano zamknięcie rany, obszar rany oraz wynik w skali Vancouver Scar Scale (VSS). Próbki skóry wycięte z każdego zwierzęcia po uśmierceniu zostały histologicznie przygotowane i wybarwione przy użyciu barwienia hematoksyliną i eozyną (HE). W tym modelu badano również działanie przeciwbakteryjne każdego opatrunku w kontekście gojenia się ran. Nasze poprzednie badanie wykazało skuteczność gojenia się ran w modelu szczurów i świń przy użyciu minimalnie inwazyjnej techniki chirurgicznej7. Ponieważ na grzbiecie każdej świni znajdowało się sześć ran oparzeniowych, każdy eksperymentalny opatrunek został przetestowany i oceniony we wszystkich pozycjach, aby zminimalizować stronniczość związaną z procesem gojenia się ran w różnych miejscach na grzbiecie świni. W związku z tym model ciężkiego oparzenia u świń ustalony w tym badaniu zapewnia nowe podejście do oceny klinicznych opatrunków i ułatwia opracowanie nowego leczenia oparzeń. Badanie to dostarcza kluczowych narzędzi do odkrycia patofizjologii gojenia się ran po oparzeniach.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Procedury dotyczące zwierząt zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami w Narodowym Centrum Medycznym Obrony na Tajwanie (R.O.C.). Badanie to zostało przeprowadzone w Centrum Zwierząt Laboratoryjnych w Centrum Medycznym Obrony Narodowej. Świnie o wadze od 20 do 25 kg zostały z powodzeniem oprzyrządowane przy użyciu tego protokołu.

1. Adaptacja zwierząt do obchodzenia się z człowiekiem

  1. Po przybyciu do placówki trzymaj zwierzęta w jednym miejscu, ale pozwól im wchodzić ze sobą w interakcje.
  2. Zapewnij zwierzętom ad libitum dostęp do pożywienia i wody.
  3. Przyzwyczajać świnie do obchodzenia się z ludźmi i transportu z obiektu dla zwierząt do laboratorium doświadczalnego, dotykając zwierzęcia co najmniej raz dziennie przez jeden tydzień.
  4. Pościć zwierzę przez co najmniej 12 godzin przed operacją, aby zapobiec nudnościom, wymiotom i aspiracji płynów żołądkowych.

2. Uspokojenie

  1. Przed powstaniem rany oparzeniowej należy uspokoić zwierzęta poprzez dożylne wstrzyknięcie leku Zoletil 50 (25 mg/kg).

3. Intubacja i wentylacja

  1. Umieść zwierzę na stole i/lub wózku w pozycji mostkowej.
  2. Otwórz pysk zwierzęcia za pomocą rozsiewacza doustnego.
  3. W przypadku niedostatecznego rozluźnienia szczęk lub obecności odruchów połykania, które utrudniają intubację, należy zamaskować świnię izofluranem w celu wywołania sedacji.
  4. Monitoruj ciśnienie krwi, tętno i temperaturę ciała za pomocą monitora sygnału fizjologicznego podczas operacji, aby zapobiec potencjalnym powikłaniom.

4. Znieczulenie

  1. Wywołać i utrzymać znieczulenie; najlepiej znieczulić zwierzę poprzez domięśniowe wstrzyknięcie tiletaminy i zolazepamu (25 mg/kg + 25 mg/kg).
  2. Zaintubuj zwierzę rurką dotchawiczą, gdy zaobserwowano rozluźnienie mięśni, charakteryzujące się utratą napięcia szczęki i odruchem powiekowym.
  3. Utrzymuj wszystkie świnie w stanie znieczulenia w parowniku na poziomie 0,5–2,5% (v/v) izofluranu do końca operacji.
  4. Zbadaj głębokość znieczulenia, testując odruchy bólowe za pomocą uszczypnięcia palca u nogi tylnej nogi przed operacją. W razie potrzeby dodaj dodatkowe znieczulenie lub odczekaj kilka minut. Regularnie sprawdzaj odruchy bólowe przez cały czas trwania zabiegu.

5. Sterylizacja miejsca operowanego

  1. Ogolić i oczyścić skórę zwierzęcia na obszarze o szerokości około 25 cm, od kręgosłupa aż do pachy po obu stronach.
  2. Peeling nawilżonej skóry peelingiem powidonowo-jodowym (75 mg/ml) przez około 5 minut.
  3. Usuń mydło powidonowo-jodowe ze skóry za pomocą mokrych, sterylnych gaz.
  4. Wysterylizuj skórę balsamem jodowym powidonu (100 mg/ml).
  5. Przykryj zwierzę sterylnymi obłożeniami chirurgicznymi, aby ograniczyć przenoszenie bakterii i późniejsze zanieczyszczenie miejsca operowanego.

6. Tworzenie ran po oparzeniach

  1. Użyj pisaka chirurgicznego, aby symetrycznie zaznaczyć środek sześciu ran oparzeniowych na grzbiecie świni. Upewnij się, że odległość między każdą raną oparzeniową jest co najmniej większa niż promień rany (Rysunek 1A).
  2. Napełnij zmodyfikowaną lutownicę 50 ml gliceryny i włóż do niej termometr elektroniczny, aby monitorować temperaturę. Rozgrzane żelazko ma płaską powierzchnię około 9cm2 (Rysunek 1B).
  3. Rozgrzej żelazko do temperatury 137–139 °C za pomocą płyty grzejnej (Rysunek 1C).
  4. Stwórz sześć jednolitych ran oparzeniowych, umieszczając żelazko na zaznaczonym obszarze bez użycia siły przez 30 sekund (Rysunek 1C).
  5. Przemyć rany po oparzeniach 0,9% roztworem soli fizjologicznej (Rysunek 1D).
  6. Zmierz wymiary rany i utrwal ranę za pomocą mikrofotografii (Rysunek 1E).

7. Przygotowanie opatrunków

  1. Przykryj każdą ranę wewnętrzną warstwą kontaktową czterowarstwowego opatrunku klinicznego poprzez bezpośredni kontakt. Do tej warstwy użyj opatrunku zawierającego CAPS lub materiałów alternatywnych (Rysunek 1F).
  2. Nałóż wodoodporną folię na opatrunek kliniczny, aby służyła jako bariera przed przenikaniem bakterii (Rysunek 1F).
  3. Przykryj każdą ranę gazą (o grubości 0,5 cm) i przymocuj taśmą papierową, aby służyła jako środkowa warstwa opatrunku (Rysunek 1G).
  4. Zabezpiecz gazę zewnętrzną warstwą plastra samoprzylepnego. Rozciągnij tę warstwę do tułowia, aby uniknąć przemieszczenia opatrunku (Rysunek 1H-1J).

8. Pielęgnacja i pomiar po oparzeniu

  1. Wstrzyknąć świniom buprenorfinę (0,1 mg/kg domięśniowo) w celu złagodzenia bólu co 8-12 godzin, zaczynając przed wyzdrowieniem ze znieczulenia, przez jeden tydzień w celu zmniejszenia potencjalnego bólu.
  2. Pozwól świni na swobodny dostęp do paszy i wody.
  3. Zmieniaj opatrunki kliniczne co 2 dni przez pierwsze 10 dni, a następnie dwa razy w tygodniu przez 6 tygodni badania.
  4. Oczyść i zmierz rany przed ponownym założeniem opatrunków klinicznych. Podawać środki znieczulające podczas zmiany opatrunku.
  5. Rejestruj ranę za pomocą mikrofotografii w celu porównania szybkości gojenia się ran co 2 dni przez pierwsze 10 dni, a następnie dwa razy w tygodniu przez 6-tygodniowe badanie.
  6. Oblicz ponowne nabłonkowanie lub skurcz rany jako procent pierwotnego rozmiaru rany zgodnie z wcześniej opisaną metodą. Analizę zamykania ran przeprowadzono w sposób podwójnie ślepej próby.
  7. Zmierz bliznę po oparzeniu za pomocą VSS, która składa się z czterech zmiennych: unaczynienia, wysokości (grubości), giętkości i pigmentacji w dniach po oparzeniu 0, 7, 21 i 42. Każda zmienna ma od czterech do sześciu możliwych wyników. Całkowity wynik waha się od 0 do 14, przy czym wynik 0 odzwierciedla normalną skórę.

9. Eksperymenty z rozwojem bakterii w tkankach po oparzeniu

  1. Wymaz z rany do testów przeciwbakteryjnych w 0, 7, 21 i 42 dniu po oparzeniu.
  2. Umieść wacik w 100 ml 0,9% sterylnego roztworu soli fizjologicznej i delikatnie przemieszaj, aby uzyskać jednorodną zawiesinę.
  3. Seryjnie rozcieńczyć (10−1–10−5) homogenat i płytkę 100 μl każdego rozcieńczenia odpowiednio w pożywkach selektywnych i nieselektywnych.
  4. Wszystkie rozcieńczenia inkubować w warunkach tlenowych w temperaturze 37 °C przez 24–72 godziny.
  5. Na płytce z agarem do krwi należy trzykrotnie napełnić podwielokrotności po 10 μl każda, z których każdy uzupełnia się 5% krwią owczą w celu wyizolowania tlenowych organizmów Gram-dodatnich.
  6. Inkubować próbkę, rozprowadzając lub wylewając próbkę równomiernie na powierzchnię płytki agarowej przez noc w celu określenia liczby jednostek tworzących kolonie (CFU).
  7. Przeczytaj tabliczki po całonocnej inkubacji. Odwróć talerz z agarem z krwią owczą i podziel dno naczynia na cztery równe ćwiartki za pomocą markera i małej linijki.
  8. Umieść płytkę na stoliku mikroskopu preparacyjnego i policz kolonie na każdej płytce. Z definicji kolonia musi mieć co najmniej 300 CFU, aby można ją było policzyć.
  9. Policz kolonie bakteryjne w każdej z trzech kontrprób. Obliczyć średnią wartość z trzech powtórzeń. Określić jtk na płytkę, mnożąc średnią wartość przez końcowy współczynnik rozcieńczenia.

10. Eutanazja i utrwalenie tkanek

  1. Wstrzyknąć dożylnie nadmiar roztworu do eutanazji pentobarbitalu sodu (80–120 mg/kg).
  2. Wykonaj en bloc wycięcie tkanki rany oparzeniowej, aby objąć leżące poniżej mięśnie i otaczającą tkankę niezranioną.
  3. Utrwal tkanki za pomocą 10% neutralnej buforowanej formaliny.
    1. Zmieszać 10 ml formaldehydu (37%) z 90 ml roztworu buforowego fosforanu (PBS) i przechowywać w temperaturze 4 °C.
    2. Przenieś tkanki do utrwalacza i zakręć pojemnikiem, aby upewnić się, że wszystkie tkanki są całkowicie zanurzone w utrwalaczu. Objętość utrwalacza musi być 30 razy większa od objętości tkanki.
    3. Utrwalić tkanki przez noc w temperaturze 4 °C.
  4. Odwodnić tkanki etanolem i zatopić w blokach parafinowych. Wykonaj następujące czynności w temperaturze 4 °C na wytrząsarce.
    1. Umyj dwukrotnie PBS przez 30 minut.
    2. Odwodnić tkanki 70% etanolem przez 8 godzin, 80% etanolem przez noc, 95% etanolem przez 8 godzin, a następnie w 100% etanolem przez noc.
    3. Inkubuj tkanki w 100% etanolu przez kolejne 8 godzin.
    4. Inkubować tkanki w trzech przemianach ksylenu przez 30 minut.
    5. Zastąp ksylen świeżo stopionym woskiem (52 °C) i inkubuj w temperaturze 52 °C w piekarniku przez 1 godzinę.
    6. Zastąp wosk świeżym woskiem i inkubuj w temperaturze 52 °C w piecu przez 3 godziny, a następnie ponownie wymień i inkubuj w temperaturze 52 °C przez noc.
    7. Inkubować tkanki z dwiema kolejnymi zmianami wosku przez 1 godzinę, a następnie zanurzyć tkankę i przechowywać w temperaturze 4 °C.
  5. Wytnij i wybejcuj skrawki zatopione w parafinie za pomocą HE i wizualizuj za pomocą mikroskopu świetlnego o powiększeniu 100×.
    1. Twórz skrawki parafinowe za pomocą mikrotomu obrotowego.
    2. Odwoskuj skrawki z trzema zmianami ksylenu każda przez 3 minuty.
    3. Uwodnij tkanki 100%, 95%, 80% i 70% etanolem przez 3 minuty, a następnie zanurz w wodzie destylowanej.
    4. Plamić hematoksyliną przez 10 minut, a następnie spłukać pod bieżącą wodą z kranu.
    5. Różnicować z 0,1% etanolem kwasu solnego przez 5 minut i spłukać w wodzie z kranu.
    6. Plamić 0,5% eozyny przez 1 minutę.
    7. Odwodnić tkanki etanolem o sile 70%, 80%, 95% i 100% przez 2 minuty.
    8. Usuń plamy ksylenem i wysusz w dygestorium.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Czas kontaktu z gorącym żelazem wynoszący 30 sekund spowodował powstanie ran kolistych o wyraźnych brzegach i jednolitym bladoszarym kolorze z otaczającym je obręczem rumienia (Rycina 1D). Na grzbiecie każdego zwierzęcia wykonano sześć oparzeń. Rozmieszczenie ran oparzeniowych przedstawiono na Rycinie 1K. Rany oparzeniowe zostały całkowicie przykryte opatrunkiem zawierającym CAPS i służyły do oceny głębokości bliznowacenia w 0, 7...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W niniejszym badaniu ustalono model poważnych oparzeń u świń i zbadano go przy użyciu opatrunku zawierającego CAPS. Nasze wyniki sugerują, że ten model trzody chlewnej może być wykorzystany do monitorowania skuteczności klinicznej eksperymentalnych opatrunków, w tym właściwości przeciwbakteryjnych. Szybkość gojenia się ran, zamykanie ran i aktywność przeciwbakteryjną analizowano również za pomocą VSS, barwienia H&E i testu przeciwbakteryjnego. Wykorzystanie zwierzęcych modeli oparzeń zostało opracowane jako cenne narzędz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

To badanie było wspierane przez grant z Tri-Service General Hospital; Centrum Medyczne Obrony Narodowej, Tajwan (TSGH-C107-042); Ministerstwo Nauki i Technologii, Tajwan (MOST 106-2314-B-016 -014); oraz Centrum Medyczne Obrony Narodowej (MAB-106-055; MAB-106-010; MAB-107-064).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
< silny> uspokojenie: < / silny>
KetaminaMerial2528 ESP10 ml fiolka
AzaperoneChiny chemiczne i farmaceutyczne47W406100 ml fiolka
Atropina Orientalne prace chemiczneIN1208021 ml fiolka
< silna > znieczulenie: < / silna>
Tiletamina + ZolazepamVirbacBC915 ml fiolka
IsofluraneBaxterN002A225100 ml fiolka
< silna > chirurgia: < / silna >
maszynka do strzyżenia włosówMoser--
Roztwór peelingu jodowego powidonuEver starHA1612024 L beczka
Modyfikowane żelazo---
0,9% roztwór soliCHI SHENGKC130500 ml fiolka
z gazyChiny Centrum Opatrunków ChirurgicznychMO1590008010 x10 cm
CAPSCoreLeader Biotech Co., Ltd, Tajpej, Tajwan-
Papier taśma3MNDC-8333-1530-012,5 cm x 9,1 m
Folia wodoodporna3MNDC-8333-1600-4010 cm x 10 m
Tynk samoprzylepnyBH1426015chemiczny 10cm x 10 m
Rozwarstwienie:
Para standardowych ostrych/nożyczek prostych (14 cm)Instrumenty ShinetecST-S114-
Halstead-Mosquito (12,5 cm)Instrumenty ShinetecST-H012-Uchwyt
(# 4)Instrumenty ShinetecST-H004-Ostrze
chirurgiczne(#21)Instrumenty ShinetecST-B021-
Po fiksacji i Przechowywanie:
50 ml Plastikowa probówka wirówkowa Falcon352070-10
% neutralna buforowana formalinaLeica3800604EG
Eksperymenty z rozwojem bakterii 
Płytka agarowa z krwią (BAP) (TSA z 5% krwią owczą) CMP-90 mm Mono
Młody

Bibliografia

  1. Sen, C. K., et al. Human skin wounds: a major and snowballing threat to public health and the economy. Wound Repair Regeneration. 17, 763-771 (2009).
  2. Sen, C. K. Wound healing essentials: let there be oxygen. Wound Repair Regeneration. 17, 1-18 (2009).
  3. Verhaegen, P. D., et al. Differences in collagen architecture between keloid, hypertrophic scar, normotrophic scar, and normal skin: an objective histopathological analysis. Wound Repair Regeneration. 17, 649-656 (2009).
  4. Experimental Surgery and Physiology: Induced Animal Models of Human Disease. Swindle, M. M., Adams, R. J. , Williams and Wilkins. Baltimore. (1988).
  5. Swindle, M. M., Smith, A. C. Swine as Models in Biomedical Research. , Iowa State University Press. Ames. (1992).
  6. Advances in Swine in Biomedical Research. Vols 1-2. Tumbleson, M. E., Schook, L. B. , Plenum Press. New York. (1996).
  7. Wang, C. H., et al. Enhanced wound-healing performance of a phyto-polysaccharide-enriched dressing - a preclinical small and large animal study. International Wound Journal. 14, 1359-1369 (2017).
  8. Rowan, M. P., Cancio, L. C., Elster, E. A., Burmeister, D. M., Rose, L. F., Natesan, S., Chan, R. K., Christy, R. J., Chung, K. K. Burn wound healing and treatment: review and advancements. Journal of Critical Care. 19, 243(2015).
  9. Wong, V. W., Sorkin, M., Glotzbach, J. P., Longaker, M. T., Gurtner, G. C. Surgical approaches to create murine models of human wound healing. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 969618, 8(2011).
  10. Gaines, C., Poranki, D., Du, W., Clark, R. A., Van Dyke, M. Development of a porcine deep partial thickness burn model. Burns. 39, 311-319 (2013).
  11. Gnyawali, S. C., Barki, K. G., Mathew-Steiner, S. S., Dixith, S., Vanzant, D., Kim, J., Dickerson, J. L., Datta, S., Powell, H., Roy, S., Bergdall, V., Sen, C. K. High-resolution harmonics ultrasound imaging for non-invasive characterization of wound healing in a pre-clinical swine model. PLoS One. 10 (3), e0122327(2015).
  12. Eaglstein, W. H., Mertz, P. M. New methods for assessing epidermal wound healing: the effects of triamcinolone acetonide and polyethelene film occlusion. Journal of Investigative Dermatology. 71, 332-384 (1978).
  13. Swindle, M. M., Smith, A. C. Comparative anatomy and physiology of the pig. Scandinavian Journal of Laboratory Animal Sciences. 25, 1-10 (1998).
  14. Swindle, M. M. Swine in the Laboratory: Surgery, Anesthesia, Imaging and Experimental Techniques. , 2nd ed, CRC Press. Boca Raton. (2007).
  15. Mertz, P. M., et al. IL-1 as a potent inducer of wound re-epithelization. Progress in Clinical and Biological Research. 365, 473-480 (1991).
  16. Eming, S. A., Martin, P., Tomic-Canic, M. Wound repair and regeneration: mechanisms, signaling, and translation. Science Translation Medicine. 6, 265-266 (2014).
  17. Aryza, M. J., Baryza, G. A. The Vancouver Scar Scale: an administration tool and its interrater reliability. The Journal of Burn & Rehabilitation. 16, 535-538 (1995).
  18. Bystrom, A., Claesson, R., Sundqvist, G. The antibacterial effect of camphorated paramonochlorophenol, camphorated phenol and calcium hydroxide in the treatment of infected root canals. Endodontics & Dental Traumatology. 1, 170-175 (1985).
  19. Reig, A., Tejerina, C., Codina, J., Hidalgo, J., Mirabet, V. Application of a new cicatrization dressing in treating second-degree burns and donor sites. Annals of Burn and Fire Disasters. 4, 174(1991).
  20. Hindy, A. Comparative study between sodium carboxymethyl-cellulose silver, moist exposed burn ointment, and saline-soaked dressing for treatment of facial burns. Annals of Burn and Fire Disasters. 22, 131-137 (2009).
  21. Galiano, R. D., et al. Topical vascular endothelial growth factor accelerates diabetic wound healing through increased angiogenesis and by mobilizing and recruiting bone marrow-derived cells. The American Journal of Pathology. 164, 1935-1947 (2004).
  22. Thangarajah, H., et al. The molecular basis for impaired hypoxia-induced VEGF expression in diabetic tissues. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. , 13505-13510 (2009).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Model oparzeń u świńgojenie ran oparzeniowychpomiar zamykania się ranyskala blizn Vancouverbadanie histologiczneanaliza posiewu bakteryjnegożelazko grzane glicerynąjałowy roztwór soli fizjologicznejopatrunek z plastra przylepnego
Ciężkie oparzenia w modelu trzody chlewnej do klinicznej oceny opatrunku
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.