Świnia jako moduł treningowy do rekonstrukcji mikrokrążenia głowy i szyi

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy protokół użycia płata perforatora tętnicy nadbrzusza świni jako modułu uczenia się do rekonstrukcji mikrokrążenia głowy i szyi.

Streszczenie

Żywe modele, które przypominają warunki chirurgiczne ludzi, są potrzebne do treningu swobodnego pobierania klap i zespolenia. Modele zwierzęce do celów szkoleniowych są dostępne od lat w wielu dziedzinach chirurgii. Użyliśmy samic (ponieważ są one łatwe w obsłudze do zabiegu) świń Yorkshire do rekonstrukcji głowy i szyi poprzez pobranie głębokiego dolnego perforatora tętnicy nadbrzusza lub płata perforatora tętnicy nadbrzusza górnej. Miejsce zespolenia (ubytek skóry szyi lub ubytek ściany tchawicy) opracowano poprzez rozwarstwienie tętnicy szyjnej wspólnej i żyły szyjnej wewnętrznej, w którym do zespolenia zastosowano powiększenie lupy 3,5×, tak jak używamy go w rzeczywistych przypadkach u ludzi. Ta procedura demonstruje nową metodę trenowania przy użyciu niezawodnego modelu uczenia się i zapewnia szczegółową anatomię w rzeczywistym scenariuszu. Skupiliśmy się na czasie niedokrwienia, pobraniu, zespoleniu naczyń i zaprojektowaniu płata dopasowanego do miejsca ubytku. Model ten usprawnia operację tkanek i przy użyciu odpowiednich narzędzi może być wielokrotnie powtarzany, dzięki czemu chirurg jest w pełni pewny siebie przed rozpoczęciem operacji na ludziach.

Wprowadzenie

Rekonstrukcja po operacji chorób nowotworowych głowy i szyi jest trudną procedurą związaną ze znaczną zachorowalnością. Rekonstrukcja mikronaczyniowa z wolnym płatem od ponad 20 lat jest powszechnie uznawana za standardowe podejście do rekonstrukcji^1,2,3. Swobodny transfer płata odgrywa znaczącą rolę w poprawie zarządzania głową i szyją u pacjentów z rakiem oraz w urazach pourazowych, przesuwając w ten sposób granice chirurgicznego wycinania choroby poza poprzednie techniki, co skutkuje wyższą jakością życia pacjenta i dłuższymi wskaźnikami przeżycia^1,2,3. Różne płaty do rekonstrukcji obejmują klapy obrotowe, przeszczepowe i wolne.

Rola wolnych płatów w rekonstrukcji głowy i szyi wzrosła. Jest to klapa najtrudniejsza w obsłudze, wymagająca wprawnego i delikatnego obchodzenia się z nią. Awaria klapy jest katastrofalnym zdarzeniem, ze znaczną zachorowalnością^4,5. W związku z tym potrzeba dużo czasu na szkolenie, aby rozwinąć precyzję niezbędną do pomyślnych wyników operacji^{3,4,5,6,7,8,9}. Stroma krzywa uczenia się związana z taką operacją może mieć wpływ na wynik dla pacjentów i wpływać na zarządzanie leczeniem^{3,4,5,6,7,8,9}. Aby skrócić czas szkolenia i skrócić krzywą uczenia się dla nowych chirurgów, potrzebny jest model szkoleniowy, który naśladuje biologię człowieka i zapewnia podobne warunki w polu chirurgicznym⁸.

Celem tego badania jest pokazanie widoczności świni jako dobrego modułu treningowego do rekonstrukcji mikrokrążenia głowy i szyi, przypominającego przypadek człowieka z ulepszonymi umiejętnościami w aktywny sposób.

To badanie badało wykorzystanie modelu świni do szkolenia nowych kolegów w zakresie rekonstrukcji mikronaczyniowej głowy i szyi w celu przeniesienia swobodnego płata, aby zapewnić opłacalne i mniej stresujące uzupełnienie szkolenia klinicznego z niezawodnie podobnymi funkcjami dla procedur z wolnym płatem. Świnie były wykorzystywane do wielu badań i jako modele dydaktyczne do różnych rekonstrukcji chirurgicznych, np. rekonstrukcji piersi; ⁵ Jednak świnie nigdy nie były wykorzystywane do rekonstrukcji głowy i szyi, z wyjątkiem naszego badania dotyczącego rekonstrukcji tchawicy z powodu zwężenia tchawicy¹⁰.

Pomysł został zapoczątkowany po Frederic Bodin⁷, którzy opisują podobny płat do rekonstrukcji piersi. Główną zaletą badania w porównaniu z innym modułem treningu mikrokrążenia jest moduł aktywnego ożywiania z realnym natychmiastowym rezultatem zabiegu.

Protokół

To badanie zostało przeprowadzone i zatwierdzone przez Departament Zasobów Zwierząt Laboratoryjnych, Instytut Badań Biomedycznych Yonsei, Yonsei University College of Medicine, akredytowany przez Association for Assessment and Accreditation of Laboratory Animal Care International. Badanie to było zgodne z wytycznymi dotyczącymi opieki i wykorzystywania zwierząt laboratoryjnych Instytutu Zasobów Zwierząt Laboratoryjnych Komisji Nauk Przyrodniczych Narodowej Rady ds. Badań Naukowych. Wszystkie świnie były aklimatyzowane przez tydzień przed operacją.

1. Przygotowanie

1. Trzymaj świnie bez jedzenia przez ponad 12 godzin przed znieczuleniem ogólnym ze swobodnym dostępem do wody.
   Uwaga: Wykorzystano sześć samic świń rasy Yorkshire o wadze 25–30 kg każda.
2. Użyj igły o rozmiarze 16 G o długości 1 cm, aby wstrzyknąć domięśniowo alfaksan (1 mg/kg), ksylazynę (2 mg/kg) i azaperon (2 mg/kg) za i poniżej ucha, aby rozpocząć znieczulenie.
3. Ogol przednią linię środkową szyi i ścianę brzucha świni za pomocą golarki do chirurgicznej depilacji.
4. Zabezpiecz drogę dożylną (IV) przez centralną lub brzeżną żyłę uszną po tylnej stronie małżowiny usznej za pomocą igły 22-G. Wstrzyknąć Ketorolac (1 mg/kg) przez linię dożylną.
5. Następnie wstrzyknąć domięśniowo atropinę (0,04 mg/kg) zgodnie z opisem w 1.2. Wstrzyknąć cefazolinę (30 mg/kg) domięśniowo, jak opisano w punkcie 1.2.
6. Połóż świnię w pozycji leżącej na wznak nad stołem sali operacyjnej.
7. Pozwól świni spontanicznie wdychać 2 litry tlenu z 5% izofluranem przez maskę anestezjologiczną dla świń.
8. Odsłoń struny głosowe przez usta za pomocą laryngoskopu i spryskaj je dwoma wdechami 2% roztworu miejscowego lidokainy, aby zapobiec skurczowi krtani wywołanemu intubacją.
9. Zaintubować rurką 6,5 mm, napompować mankiet rurki 3-5 ml powietrza za pomocą strzykawki bez dołączonej do niej igły.
   Uwaga: Wykonaj kapnometrię, aby upewnić się, że rurka dotchawicza, która jest częścią aparatu do znieczulenia, znajduje się we właściwej pozycji i CO₂ wraca do urządzenia jako wskaźnik prawidłowego natlenienia.
10. Utrzymać znieczulenie po intubacji 2% izofluranem.
11. Użyj maści weterynaryjnej na oczy świni i zamknij ją plastrem na oko.

2. Procedura: Recepcja

1. Zdezynfekuj szyję i ściany brzucha roztworem peelingu na bazie jodu 1%.
2. Rozpocznij pionowe nacięcie linii środkowej w przedniej części szyi za pomocą ostrza nr 23 aż do mostka.
3. Wypreparuj mięśnie paska i wsuń go na boki za pomocą nożyczek do tkanek Kelly i retraktora Lahey.
4. Odsłoń tchawicę od pierwszego pierścienia do wlotu klatki piersiowej.
5. Następnie należy odsłonić tętnicę szyjną wspólną i żyłę szyjną wewnętrzną w celu zespolenia.
6. Za pomocą ostrza nr 11 utworzyć okienko w drugiej lub trzeciej chrząstce tchawicy o szerokości ~1 cm.
7. Poszukaj rurki dotchawiczej przez utworzoną wadę tchawicy i upewnij się, że napowietrzanie przez rurkę jest kontynuowane przy użyciu respiratora bez wycieku.

3. Procedura: Miejsce klapy

Uwaga: Pobieranie płatów z perforatora tętnicy nadbrzusza (SEAP) może być przeprowadzone zgodnie z metodą opisaną przez Frederica Bodin⁷.

1. Zaprojektuj płat na górnej części brzucha za pomocą markera chirurgicznego (Rysunek 1A).
2. Wykonaj eliptyczne nacięcie skóry o wymiarach 4 x 3 cm za pomocą skalpela nr 23 do przedniej osłonki ściany brzucha po przyśrodkowej stronie narysowanego płata (Ryc. 1B).
3. Podnieś (złuszcz) płat z pochewki mięśnia prostego brzucha, szukając perforatorów prowadzących do płata skóry, jednocześnie trzymając powięź za allis.
4. Wykonaj sekcję domięśniową i podążaj za perforatorami do górnych naczyń nadbrzusza (Rysunek 1B)
5. Teraz wykonaj boczne nacięcie skóry na zaprojektowanym płatze (Ryc. 1A) za pomocą skalpela nr 23 (Ryc. 1C)
6. Ścisnąć górne naczynia nadbrzusza i żyły komitacyjne hemostatem i użyć nożyczek do tkanek Kelly'ego, aby przeciąć poniżej hemostatu i podwiązać naczynie powyżej hemostatu za pomocą szwu 3-0. Następnie zdejmij hemostat.

4. Zespolenie i zamknięcie

1. Załóż lupę chirurgiczną.
2. Zacisnąć tętnicę szyjną za pomocą dwóch hemostatów w odległości 1-2 cm między nimi.
3. Użyj mikronożyczek, aby przeciąć tętnicę szyjną i zawiązać górną część podwójnym szwem, aby upewnić się, że nie ma wycieku.
4. Użyj podwójnego zacisku bez ramy między tętnicą szyjną a tętnicą płatową.
5. Rozpocznij zespolenie od użycia prostego szwu 10-0 zinterpretowanego na całej grubości.
6. Umieść pierwsze dwa szwy rozciągowe w odległości około 120 stopni od siebie na obwodzie naczynia, a następnie pomiędzy nimi umieść 2-3 szwy.
7. Zwolnij zacisk. Jeśli sączy się krew, wykonaj podobny szew w miejscu sączenia.
8. Poszukaj żylnego przepływu wstecznego z venae comitantes.
9. Wykonaj zespolenie zgodnie z opisem w krokach od 4.1 do 4.7 dla żyły szyjnej wewnętrznej i żył krwionośnych (Rysunek 1D).
10. Użyj igły strzykawki o rozmiarze 18, aby nakłuć skórę, aby zapewnić żywotność płata, widząc kroplę krwi.
11. Zamknij okienko tchawicy i zszyj je z powięzią mięśniową płata SEAP za pomocą szwu 3-0.
12. Zewnętrznie i zszyć łopatkę skórną płata SEAP do nacięcia skóry w linii środkowej szyjki macicy (Rysunek 2A).
13. Zamknij nacięcie skóry brzucha (Rysunek 2B).

5. Opieka pooperacyjna

1. Ustaw świnię z powrotem w pozycji leżącej.
2. Odstaw izofluran i odstaw świnię od respiratora.
3. Pozwolić świni dojść do siebie w klatce dla zwierząt i ściśle ją monitorować, aby zapewnić jej płynny powrót do zdrowia po zabiegu.
4. Poszukaj płata w miejscu rekonstrukcji po zagojeniu (Rysunek 2C).
5. Przyjrzyj się miejscu dawczemu u zwierzęcia po wygojeniu (Rysunek 2D).
6. Rozpocząć podawanie mleczanu Ringera w dawce 150 ml/h aż do całkowitego wyzdrowienia i podać 0,3 mg buprenorfiny w celu znieczulenia.
7. Po ekstubacji należy uważnie obserwować świnię, aż odzyska ona przytomność na tyle, aby utrzymać pozycję i oddychać oraz będzie w stanie spontanicznie pić.
8. Świnie po operacji należy trzymać w odseparowanym miejscu od zwierząt, które nie są operowane.
9. Rozpocząć domięśniowe podawanie amoksycyliny-klawulanianu (14 mg/kg) przez 1 tydzień.
10. Rozpocząć domięśniowe podawanie meloksykamu (0,2 mg/kg) przez 1 tydzień.

6. Eutanazja

1. Znieczulenie świni należy rozpocząć od wstrzyknięcia propofolu przez dożylne (5-10 ml) i utrzymywać go za pomocą izofluranu 5%.
2. Zaintubować świnię zgodnie z opisem w kroku (1.1, 1.2, 1.6-1.10).
3. Wywołać zatrzymanie krążenia przez dożylne wstrzyknięcie 40 mmol KCl.

Wyniki

Przeprowadziliśmy zabieg na sześciu świniach: rekonstrukcję wady skóry szyjki macicy na dwóch świniach, rekonstrukcję tchawicy na dwóch świniach oraz wolny płat do testowania urządzenia do zespolenia naczyniowego u dwóch świń. Świnie były monitorowane przez 3 miesiące i nie stwierdzono klinicznych objawów deficytu neurologicznego.

Średni czas niedokrwienia wynosił 50 minut (zakres 35-80 min); czas ten zmniejszał się w miarę powt...

Dyskusja

Znaczna zachorowalność i wady mogą wystąpić u pacjentów z nowotworami złośliwymi głowy i szyi podczas leczenia chirurgicznego. Transfer tkanek wolnych od mikronaczyniowości stał się w większości przypadków niezbędny do rekonstrukcji. Żywotność płata jest krytyczną kwestią, wymagającą stabilności, precyzyjnego obchodzenia się z szypułką, czucia dotykowego, zdolności wzrokowo-przestrzennej i doskonałego przepływu operacyjnego ze strony chirurga⁸. Aby rozwinąć te umiejętności, potrzebna jest rozległa...

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
Pigs XP Bio, Seul, Korea
Golarka do chirurgicznego usuwania włosów	Cewnik 3M
22 Gage	B.BRAUN
z igłą o rozmiarze 18	Jung Rim Medical
Domięśniowy alfaxan	Careside		10ml / VAL
Domięśniowo ksylazyna	Bayer
Domięśniowy azaperon	Sigma-aldrich		34223
Domięśniowa atropina	Daewon		0,5 mg / A
Domięśniowa cefazolina	Yuhan		1g
dożylnie Ketorolac	Hana Pharm		30 mg
Maska do znieczulenia świń	DRE		1392
rurka mankietu dotchawiczego 6,5 mm	SMITH medyczny		100/150/065
Maszyna do znieczulenia	Drä ger		PRIMUS IE
2% lidokaina roztwór do stosowania miejscowego	Maść weterynaryjna Taejoon
	Pfizer		terramycyna
Eye cover patch	Innomed		S-universal010S
roztwór betadyny 1%.	Gaza Korea Pharma
			22 * 30 CM Ostrze 320S
nr 23	Lahey Paragon		23
	V.Mueller		SU3960
Kelly	SOLCO		05-1990
ostrze nr 11	Paragon		11
	Aspen Surgical		Regularny #2750
allis	V.Mueller		SU4055
szew krawatowy	Covidein		bez igły
3,5 i razy; lupa chirurgiczna Podwójny	zeiss		eyemag smart
bez ramy	V.Mueller		CH7155
	AESCULAP		FD038R
Mleczan Ringera	Daehan		500ml/1 torebka
amoksycyliny– clavulanate	Ilsung		0,6 g / V
Meloksykam	Samil		7,5 mg
propofol	Dong Kook		120 mg / V
dożylny roztwór KCl	Daehan		20ml/50P
zakrzywiony na komary	SOLCO		013-0111
komar prosty	SOLCO		05-1050
etylonu 10-0 szew	etykon		10/0W1756
Vicryl 3-0.	etykon		3/0W9890
buprenorfina	Hanlim		0,3mg