Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Wykrywanie wirusów w bioaerozolach za pomocą żywicy anionowymiennej

7.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/58111

⸱

22 sierpnia 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1High Plains Intermountain Center for Agricultural Health and Safety, Department of Environmental and Radiological Health Sciences, Colorado State University, 2National Wildlife Research Center, Wildlife Services, Animal and Plant Health Inspection Service, United States Department of Agriculture, 3Western Sydney University, 4Leprino Foods, Inc, 5Department of Food Science and Agricultural Chemistry, McGill University, 6Department of Mechanical Engineering, Colorado State University, 7Department of Animal Science, University of Wyoming

W tym artykule

Podsumowanie

Pokazano metodę opartą na żywicy anionowymiennej, dostosowaną do pobierania próbek wirusów z bioaerozolu na bazie płynnych uderzeń. W połączeniu z detekcją molekularną, metoda ta pozwala na łatwe i czułe wykrywanie wirusów w bioaerozolach.

Streszczenie

Ten protokół demonstruje dostosowaną metodę pobierania próbek bioaerozolu dla wirusów. W tym systemie żywica anionowymienna jest sprzężona z urządzeniami do pobierania próbek powietrza na bazie cieczy w celu skutecznego zagęszczenia ujemnie naładowanych wirusów z bioaerozoli. W ten sposób żywica służy jako dodatkowy etap zatężania w procesie pobierania próbek bioaerozolu. Ekstrakcja kwasów nukleinowych cząstek wirusa jest następnie przeprowadzana bezpośrednio z żywicy anionowymiennej, a otrzymana próbka nadaje się do analiz molekularnych. Ponadto protokół ten opisuje specjalnie zbudowaną komorę bioaerozolową zdolną do generowania bioaerozoli zawierających wirusy w różnych warunkach środowiskowych i pozwalającą na ciągłe monitorowanie zmiennych środowiskowych, takich jak temperatura, wilgotność, prędkość wiatru i stężenie masy aerozolu. Główną zaletą stosowania tego protokołu jest zwiększona czułość wykrywania wirusa, oceniana poprzez bezpośrednie porównanie z niemodyfikowanym konwencjonalnym impingerem cieczowym. Inne zalety to możliwość koncentracji różnych ujemnie naładowanych wirusów, niski koszt żywicy anionowymiennej (~0,14 USD za próbkę) oraz łatwość użycia. Wady obejmują niezdolność tego protokołu do oceny zakaźności cząstek wirusa zaadsorbowanych przez żywicę oraz potencjalną potrzebę optymalizacji buforu do pobierania próbek cieczy stosowanego w impingerze.

Wprowadzenie

Celem tej metody jest dostarczenie bardzo czułej platformy do pobierania próbek bioaerozoli, która ułatwi molekularne wykrywanie ujemnie naładowanych wirusów z bioaerozoli. Mikroorganizmy, w tym cząsteczki wirusów, mogą przetrwać w bioaerozolach przez dłuższy czas1. Bioaerozole mogą przemieszczać się na stosunkowo duże odległości i utrzymywać żywotność i zakaźność, o czym świadczy wybuch choroby legionistów, który wywodzi się z przemysłowych chłodni kominowych znajdujących się w odległości 6 km od dotkniętych osób i spowodował 18 ofiar śmiertelnych2. Pośrednia transmisja wirusów na ludzi za pośrednictwem bioaerozoli może wystąpić w wielu sytuacjach i wykazano w przypadku epidemii norowirusów w szkołach i restauracjach3,4. Podobnie, przenoszenie wirusów przez bioaerozol może wystąpić w warunkach rolniczych, takich jak fermy trzody chlewnej i drobiu, przy czym ta droga transmisji jest uważana za główny czynnik przemieszczania się wirusów między zakładami produkcyjnymi5,6,7,8,9.

Skuteczne pobieranie próbek bioaerozoli zawierających wirusy pozwala na poprawę szybkiej diagnostyki i przygotowania do zapobiegania wybuchom epidemii, jak pokazano w demonstracjach, w których wirusy grypy H5 A zostały wykryte z bioaerozoli na targach żywych zwierząt w Chinach i Stanach Zjednoczonych10,11. Obecne technologie pobierania próbek bioaerozoli obejmują wiele różnych zasad wychwytywania cząstek i można je ogólnie podzielić na uderzenia, cyklony, impaktory i filtry12. Wyczerpujące omówienie wszystkich zalet i wad tych platform do pobierania próbek wirusów z bioaerozoli wykracza poza zakres niniejszego protokołu; Można jednak stwierdzić, że większość tych urządzeń do pobierania próbek nie została zoptymalizowana pod kątem zbierania wirusów i bakteriofagów13. Co więcej, zakaźność cząstek wirusa jest często negatywnie naruszona, przy czym uważa się, że płynne uderzenia utrzymują zakaźność wirusa skuteczniej niż urządzenia do pobierania próbek, takie jak stałe impaktory lub filtry14. Jednak jedną z wad uderzenia cieczy jest efekt docelowego rozcieńczenia, który występuje, ponieważ wirusy są gromadzone w stosunkowo dużych objętościach (zwykle ≥20 ml) cieczy w naczyniu zbiorczym. Inną ważną wadą jest nieoptymalna wydajność cieczy w koncentracji cząstek o rozmiarze <0,5 μM15. Jednak skuteczność wychwytywania tych urządzeń można poprawić poprzez unieruchomienie na matrycach stałych, ponieważ immobilizacja może poprawić zachowanie wirusowych kwasów nukleinowych i zakaźność wirusa16,17.

Wcześniej wykazaliśmy, że żywica anionowymienna jest skutecznym narzędziem do wychwytywania i koncentracji wirusów z płynnych matryc, w tym bakteriofagów F-RNA, wirusa zapalenia wątroby typu A, ludzkiego adenowirusa i rotawirusa18,19,20. Zgodnie z definicją producenta, żywica anionowymienna wykorzystana w tej pracy jest makrosiatkowatą żywicą anionowymienną o silnej zasadzie polistyrenowej, w której funkcjonalizowane czwartorzędowe grupy aminowe pośredniczą w przyciąganiu i wychwytywaniu anionów w ciekłym ośrodku21. W związku z tym oczekuje się, że żywica anionowymienna wychwytuje wirusy o ujemnych ładunkach powierzchniowych, w tym wiele wirusów jelitowych, wirusów grypy i innych wirusów istotnych dla zdrowia publicznego i zwierząt.

Obecny protokół polega na dodaniu żywicy anionowymiennej do płynnego impingera. W tym systemie żywica służy jako wtórny etap zagęszczania cząstek wirusa wychwyconych w cieczy impingerowej. Kwasy nukleinowe mogą być następnie bezpośrednio eluowane w małych objętościach, zapewniając skoncentrowaną próbkę do analiz molekularnych. Tak więc główną zaletą tej metody jest poprawa czułości wykrywania wirusów, przede wszystkim poprzez zmniejszenie objętości próbki. Dodatkowo, ze względu na nieodłączne niespecyficzne wychwytywanie ujemnie naładowanych wirusów, metoda ta jest prawdopodobnie stosowana do wykrywania dużej liczby wirusów będących przedmiotem zainteresowania. W tym miejscu metoda została zademonstrowana dla szczepów szczepionkowych wirusów grypy typu A i typu B oraz grupy coli FRNA MS2 (MS2). Wirusy te są następnie wykrywane za pomocą standardowych testów qRT-PCR, jak opisano wcześniej22. Użytkownik punktu końcowego nie powinien spodziewać się trudności w wykonywaniu tej metody, ponieważ modyfikacje obecnie istniejącego sprzętu nie stanowią poważnych zakłóceń w konwencjonalnym przepływie pobierania próbek i analizy bioaerozoli.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Konfiguracja komory bioaerozolowej (Zobacz Rysunek 2)

  1. Wstępnie załaduj płynne impingery 20 ml 0,01 M roztworu soli fizjologicznej buforowanej fosforanem o pH 7,5 (PBS).
    1. Dodać 0,5 g żywicy anionowymiennej i zawiesić w PBS jednego z uderzających cieczy, z innym płynnym impingerem służącym jako kontrola.
  2. Umieść uderzenia cieczy równolegle w komorze bioaerozolowej za pomocą stojaków zaciskowych z wlotami aerozolu skierowanymi w stronę nebulizatora.
    UWAGA: Zobacz Rysunek 2, aby uzyskać dodatkowe szczegóły.
  3. Umieść monitor aerozolu z bezpośrednim odczytem w pobliżu uderzeń cieczy, aby zmierzyć stężenie masowe (mg/m3) bioaerozolu.
  4. W pobliżu uderzeń cieczy należy umieścić dodatkowe oprzyrządowanie do bezpośredniego odczytu (monitor jakości powietrza w pomieszczeniu i anemometr termiczny) w celu monitorowania zmiennych środowiskowych, takich jak temperatura, wilgotność względna i prędkość wiatru, w komorze bioaerozolowej.
  5. Uruchomić wentylatory osiowe w rogach komory bioaerozolu, aby ułatwić mieszanie aerozolu.
    UWAGA: Wentylatory osiowe pracują ze stałą prędkością i nie można ich regulować.

2. Modelowe eksperymenty bioaerozolowe (zobacz Rysunek 3)

  1. Wykonać seryjne, 10-krotne rozcieńczenia bakteriofaga MS2 i szczepionki przeciw grypie do pożądanych stężeń w roztworze soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS).
    UWAGA: Aby zademonstrować tę metodę, wykorzystuje się 103,5 FFU/ml szczepów szczepionki przeciwko wirusowi grypy typu A i B oraz 105 PFU/ml bakteriofaga MS2. Aby określić miana inokula, bakteriofagi rozmnaża się w Escherichia coli HS (pFamp)R i wylicza zgodnie z wcześniejszym opisem20. Komercyjna szczepionka zawiera znane ilości czterech żywych atenuowanych szczepów wirusa grypy, dwóch wirusów grypy typu A i dwóch wirusów grypy typu B, wyrażonych w fluorescencyjnych jednostkach ogniskowych lub FFU.
  2. Przygotuj inokulację w szklanym naczyniu 6-strumieniowego nebulizatora zderzeniowego, tworząc zawiesiny o pożądanych stężeniach cząstek wirusa w 100 ml PBS i zainstaluj w niestandardowej komorze bioaerozolowej.
  3. Uruchom oprzyrządowanie do pomiaru zmiennych w komorze bioaerozolu, takich jak temperatura, % wilgotności względnej, stężenie dwutlenku węgla i prędkość wiatru (generowane za pomocą wentylatora osiowego). Użyj monitora aerozolu z bezpośrednim odczytem, aby śledzić stężenie masy w komorze bioaerozolowej i ustalić spójność w ramach prób i między nimi.
  4. Uszczelnij komorę bioaerozolu i przewietrzaj przez 10 minut powietrzem przefiltrowanym przez HEPA.
  5. Dostarczyć przefiltrowane, osuszone powietrze do nebulizatora pracującego pod ciśnieniem 6,9 kPa.
  6. Wygeneruj docelowe stężenie bioaerozoli wirusowych (za pomocą nebulizatora) w każdym badaniu w komorze bioaerozolowej. Na potrzeby tej demonstracji wytwarzane są bioaerozole o stężeniu 5 mg/m3.
  7. Po osiągnięciu docelowego stężenia masowego aerozolu należy przerwać nebulizację.
  8. Uruchomić pompę do pobierania próbek powietrza dla każdego impingera cieczy, który został skalibrowany do natężenia przepływu 12,5 l/min. Kalibrację należy przeprowadzić przy użyciu wzorca przepływu pierwotnego przed i po każdym pobraniu próbki, aby zapewnić spójność objętości próbkowania. Powietrze rozcieńczające należy dostarczyć za pomocą przewodu z filtrem HEPA umieszczonego w pobliżu nebulizatora i utrzymywać stałe ciśnienie w komorze.
  9. Aktywnie pobieraj próbki atmosfery w komorze bioaerozolowej przez okres 40 minut, aby uzyskać objętość próbki 500 l na próbkę.
    UWAGA: Pobieranie próbek przez 40 minut z prędkością 12,5 l/min za pomocą dwóch pomp pracujących równolegle pozwala na pobranie próbki 1 000 l bioaerozolu. W związku z tym, po zakończeniu eksperymentu, oczekuje się, że większość powietrza obecnego w komorze bioaerozolowej została pobrana i uwolniona do środowiska za pomocą systemu filtrowanego przez HEPA. Świadczy o tym spadek stężenia cząstek. Po eksperymencie powierzchnie są odkażane 10% wybielaczem domowym i 70% etanolem. W tej demonstracji wykorzystywane są wskaźniki; Jeżeli jednak w systemie tym wykorzystywane są znane organizmy chorobotwórcze, w razie potrzeby można zastosować dodatkowe środki bezpieczeństwa biologicznego.

3. Ekstrakcja kwasów nukleinowych i wykrywanie qRT-PCR

  1. Wyizolować kwasy nukleinowe bezpośrednio z żywicy anionowymiennej oraz, do celów porównawczych, z cieczy stosowanej w płynnych uderzeniach. W tym przykładzie opisano procedurę izolacji RNA, ale podobny protokół można zastosować w przypadku wirusów DNA.
    1. Izolacja kwasu nukleinowego z żywicy anionowymiennej.
      1. Przenieść całą ciecz zawierającą żywicę anionowymienną z płynnego impingera do sterylnej stożkowej probówki o pojemności 50 ml.
      2. Poczekaj, aż żywica opadnie i powoli zdekantuj ciekłą próbkę z żywicy anionowymiennej. Użyj końcówki pipety o pojemności 1 ml, aby usunąć całą pozostałą ciecz z żywicy anionowymiennej.
      3. Z zestawu do izolacji wirusowego RNA dodać 560 μl buforu do lizy wirusa zawierającego nośnik RNA bezpośrednio do żywicy anionowymiennej i inkubować przez 10 minut w temperaturze pokojowej z okresowym mieszaniem.
      4. Za pomocą końcówki pipety o pojemności 1 ml przenieś lizat wirusa (bufor do lizy wirusa) do sterylnej stożkowej probówki o pojemności 1,5 ml i kontynuuj izolację RNA za pomocą zestawu do izolacji wirusowego RNA (patrz tabela materiałów) zgodnie z instrukcjami producenta, z wyjątkiem elucji RNA w całkowitej objętości 60 μl buforu elucyjnego.
    2. Izolacja kwasów nukleinowych od ciekłych uderzeń.
      1. Pobrać pipetę ze 140 μl płynnej próbki do sterylnej probówki stożkowej o pojemności 1,5 ml i przeprowadzić izolację RNA za pomocą zestawu do izolacji wirusowego RNA zgodnie z instrukcjami producenta, z wyjątkiem elucji RNA w całkowitej objętości 60 μl buforu elucyjnego.
        UWAGA: 140 μL to maksymalna objętość próbki, którą można przetworzyć za pomocą specyficznego zestawu do izolacji wirusowego RNA zastosowanego tutaj w jednoetapowym preparacji.
  2. Wykonaj qRT-PCR w celu wykrycia wirusów MS2 oraz grypy A i B, jak opisano wcześniej23,24. W tej demonstracji do qRT-PCR używa się 5 μl eluatów kwasów nukleinowych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Rysunek 1 przedstawia zasadę przechwytywania wirusów z bioaerozoli na podstawie ładunku poprzez zastosowanie żywicy w impingerach cieczowych. Rysunek 2 pokazuje konfigurację specjalnie zbudowanej komory do bioaerozoli. Rysunek 3 opisuje kroki involved w przygotowaniu eksperymentu aerozolizacji oraz środki zapewniające kontrolę jakości. Rysunek 4 przedstawia krzywe amplif...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Protokół ten przedstawia metodę czułego wychwytywania wirusa z bioaerozoli przy użyciu zmodyfikowanych płynnych uderzeń. Metoda jest zoptymalizowana pod kątem wykrywania i oznaczania ilościowego miana wirusa w bioaerozolach. Przedstawiona tutaj specyficzna modyfikacja polega na dodaniu żywicy anionowymiennej do cieczy zawartej w zwykłym impingerze cieczowym. Metoda ta została opracowana ze względu na jej prostotę w dalszym przetwarzaniu próbek, podczas gdy inne techniki przetwarzania próbek, takie jak wirowanie, filtracj...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez fundusze z CDC/NIOSH High Plains Intermountain Center for Agricultural Health and Safety (5U54OH008085) oraz Colorado Bioscience Discovery Evaluation Grant Program (14BGF-16).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Escherichia coli bakteriofag MS2 (ATCC 15597-B1)Kolekcja kultur typu amerykańskiegoATCC 15597-B1
FluMist CzterowalentnyAstraZenecaSkontaktuj się z producentemSkładniki wirusowe tej szczepionki mogą ulegać corocznym zmianom
CFX96 Dotykowy system wykrywania PCR w czasie rzeczywistymBio-Rad1855195
Startery i sondyZintegrowane technologie DNANA
0,2 i mikro; M sterylny filtrNANA
1 L butelki z pyreksu lub równoważneNANA
1 ml końcówki do pipetNANA
1 ml pipetaNANA
50 ml pipeta serologicznaNA
NA PCR probówkiNANA NA
Pomoca do pipetowania lub równoważneNANA NA
QIAamp Viral RNA Mini KitQiagen52904
Sonda QuantiTect Zestaw RT-PCRQiagen204443
Postać chlorku Amberlite IRA-900Sigma-Aldrich216585-500G
Sól fizjologiczna buforowana fosforanamiSigma-AldrichP5368-10PAK
Woda (klasa biologii molekularnej)Sigma-AldrichW4502-1L
Probówki do mikrowirówek Eppendorf DNA LoBindThermoFisher13-698-791
Stożkowe probówki wirówkowe Falcon 50 ml ThermoFisher14-432-22
Polipropylenowe probówkiThermoFisher05-538-62
SuperScript III Platynowy jednoetapowy zestaw qRT-PCR z ROXThermoFisher11745100
SKC Biosampler 20 mL, 3-częściowy zestaw szklanekSKC Inc.225-9593
Pompy do pobierania próbek Vac-u-GoSKC Inc.228-9695
Nebulizator Collison (6-dyszowy)BGI Inc.Kapsuła NA
HEPAPALL12144
Q-TRAK monitor jakości powietrza w pomieszczeniach 8554TSI Inc.NA
Wiatromierz termiczny Alnor AVM440-A TSIInc.NA
SidePak AM510 osobisty monitor aerozoliTSI Inc.NA
Komora bioaerozolowaNANA
wirówkowe Falcon

Bibliografia

  1. Pirtle, E. C., Beran, G. W. Virus survival in the environment. Revue scientifique et technique (International Office of Epizootics). 10 (3), 733-748 (1991).
  2. Nguyen, T. M., et al. A community-wide outbreak of legionnaires disease linked to industrial cooling towers--how far can contaminated aerosols spread? The Journal of Infectious Diseases. 193 (1), 102-111 (2006).
  3. Marks, P. J., et al. Evidence for airborne transmission of Norwalk-like virus (NLV) in a hotel restaurant. Epidemiology and Infection. 124 (3), 481-487 (2000).
  4. Marks, P. J., et al. A school outbreak of Norwalk-like virus: Evidence for airborne transmission. Epidemiology and Infection. 131 (1), 727-736 (2003).
  5. Corzo, C. A., Culhane, M., Dee, S., Morrison, R. B., Torremorell, M. Airborne detection and quantification of swine influenza a virus in air samples collected inside, outside and downwind from swine barns. PLoS One. 8 (8), e71444(2013).
  6. Anderson, B. D., et al. Bioaerosol sampling in modern agriculture: A novel approach for emerging pathogen surveillance. The Journal of Infectious Diseases. 214 (4), 537-545 (2016).
  7. Hietala, S. K., Hullinger, P. J., Crossley, B. M., Kinde, H., Ardans, A. A. Environmental air sampling to detect exotic Newcastle disease virus in two California commercial poultry flocks. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation. 17 (2), 198-200 (2005).
  8. Jonges, M., et al. Wind-mediated spread of low-pathogenic avian influenza virus into the environment during outbreaks at commercial poultry farms. PLoS One. 10 (5), e0125401(2015).
  9. Otake, S., Dee, S. A., Jacobson, L., Torremorell, M., Pijoan, C. Evaluation of aerosol transmission of porcine reproductive and respiratory syndrome virus under controlled field conditions. The Veterinary Record. 150 (26), 804-808 (2002).
  10. Wu, Y., et al. Aerosolized avian influenza A (H5N6) virus isolated from a live poultry market, China. The Journal of Infection. 74 (1), 89-91 (2017).
  11. Choi, M. J., et al. Live animal markets in Minnesota: A potential source for emergence of novel influenza A viruses and interspecies transmission. Clinical Infectious Diseases. 61 (9), 1355-1362 (2015).
  12. Haig, C. W., Mackay, W. G., Walker, J. T., Williams, C. Bioaerosol sampling: Sampling mechanisms, bioefficiency and field studies. The Journal of Hospical Infection. 93 (3), 242-255 (2016).
  13. Anderson, B. D., Lednicky, J. A., Torremorell, M., Gray, G. C. The use of bioaerosol aampling for airborne virus surveillance in swine production facilities: A mini review. Frontiers in Veterinary Science. 4, 121(2017).
  14. Verreault, D., Moineau, S., Duchaine, C. Methods for sampling of airborne viruses. Microbiology and Molecular Biology Reviews. 72 (3), 413-444 (2008).
  15. Hogan, C. J. Jr Sampling methodologies and dosage assessment techniques for submicrometre and ultrafine virus aerosol particles. Journal of Applied Microbiology. 99 (6), 1422-1434 (2005).
  16. Yu, K. -P., Chen, Y. -P., Gong, J. -Y., Chen, Y. -C., Cheng, C. -C. Improving the collection efficiency of the liquid impinger for ultrafine particles and viral aerosols by applying granular bed filtration. Journal of Aerosol Science. 101, 133-143 (2016).
  17. Perez-Mendez, A., et al. Evaluation of a simple and cost effective filter paper-based shipping and storage medium for environmental sampling of F-RNA coliphages. J Virol Methods. 194 (1-2), 60-66 (2013).
  18. Chandler, J. C., et al. Field-based evaluation of a male-specific (F+) RNA coliphage concentration method. Journal of Virological Methods. 239, 9-16 (2017).
  19. Perez-Mendez, A., Chandler, J. C., Bisha, B., Goodridge, L. D. Concentration of enteric viruses from tap water using an anion exchange resin-based method. Journal of Virological Methods. 206, 95-98 (2014).
  20. Perez-Mendez, A., Chandler, J. C., Bisha, B., Goodridge, L. D. Evaluation of an anion exchange resin-based method for concentration of F-RNA coliphages (enteric virus indicators) from water samples. Journal of Virological Methods. 204, 109-115 (2014).
  21. Kammerer, J., Carle, R., Kammerer, D. R. Adsorption and ion exchange: Basic principles and their application in food processing. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 59 (1), 22-42 (2011).
  22. Chandler, J. C., et al. A method for the improved detection of aerosolized influenza viruses and the male-specific (F+) RNA coliphage MS2. Journal of Virological Methods. 246, 38-41 (2017).
  23. Friedman, S. D., Cooper, E. M., Calci, K. R., Genthner, F. J. Design and assessment of a real time reverse transcription-PCR method to genotype single-stranded RNA male-specific coliphages (Family Leviviridae). Journal of Virological Methods. 173 (2), 196-202 (2011).
  24. Selvaraju, S. B., Selvarangan, R. Evaluation of three influenza A and B real-time reverse transcription-PCR assays and a new 2009 H1N1 assay for detection of influenza viruses. Journal of Clinical Microbiology. 48 (11), 3870-3875 (2010).
  25. Cademartiri, R., et al. Immobilization of bacteriophages on modified silica particles. Biomaterials. 31 (7), 1904-1910 (2010).
  26. Michen, B., Graule, T. Isoelectric points of viruses. Journal of Appled Microbiology. 109 (2), 388-397 (2010).
  27. Turgeon, N., Toulouse, M. J., Martel, B., Moineau, S., Duchaine, C. Comparison of five bacteriophages as models for viral aerosol studies. Applied and Environmental Microbiology. 80 (14), 4242-4250 (2014).
  28. Vergara, G. G., et al. Evaluation of FRNA coliphages as indicators of human enteric viruses in a tropical urban freshwater catchment. Water Research. 79, 39-47 (2015).
  29. Tung-Thompson, G., Libera, D. A., Koch, K. L., de Los Reyes, F. L. 3rd, Jaykus, L. A. Aerosolization of a human norovirus surrogate, bacteriophage MS2, during simulated vomiting. PLoS One. 10 (8), e0134277(2015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Próbkowanie bioaerozolidetekcja wirusówimpulsator cieczowyekstrakcja kwasów nukleinowychdetekcja qRT-PCRkomora bioaerozolowamonitoring środowiskowykoncentracja wirusówbakteriofag MS2
Wykrywanie wirusów w bioaerozolach za pomocą żywicy anionowymiennej
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.