Model mysiego zamkniętego złamania kości udowej jest potężną platformą do badania gojenia złamań i nowatorskich strategii terapeutycznych przyspieszających regenerację kości. Celem tego protokołu chirurgicznego jest wygenerowanie jednostronnie zamkniętych złamań kości udowej u myszy za pomocą śródszpikowego pręta stalowego do stabilizacji kości udowej.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Generowanie zamkniętych złamań kości udowej u myszy: model do badania gojenia kości
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Złamania kości stanowią ogromne obciążenie społeczno-ekonomiczne dla pacjentów, a także znacząco wpływają na jakość ich życia. Strategie terapeutyczne, które sprzyjają skutecznemu gojeniu się kości, nie istnieją i jest na nie duże zapotrzebowanie. Skuteczne i powtarzalne modele zwierzęce gojenia złamań są potrzebne do zrozumienia złożonych procesów biologicznych związanych z regeneracją kości. Na przestrzeni lat powstało wiele zwierzęcych modeli gojenia złamań; Jednak mysie modele złamań pojawiły się ostatnio jako potężne narzędzia do badania gojenia kości. Opracowano wiele modeli otwartych i zamkniętych, ale model zamkniętego złamania kości udowej wyróżnia się jako prosta metoda generowania szybkich i powtarzalnych wyników w fizjologicznie odpowiedni sposób. Celem tego protokołu chirurgicznego jest wygenerowanie jednostronnie zamkniętych złamań kości udowej u myszy i ułatwienie stabilizacji kości udowej po złamaniu poprzez wprowadzenie stalowego pręta śródszpikowego. Chociaż urządzenia takie jak gwóźdź lub śruba zapewniają większą stabilność osiową i obrotową, zastosowanie pręta śródszpikowego zapewnia wystarczającą stabilizację dla spójnych wyników gojenia bez powodowania nowych ubytków w tkance kostnej lub uszkadzania pobliskich tkanek miękkich. Obrazowanie radiograficzne służy do monitorowania postępu tworzenia się kalusa, zrostu kostnego, a następnie przebudowy kalusa kostnego. Wyniki gojenia kości są zwykle związane z wytrzymałością zagojonej kości i mierzone za pomocą testów skrętnych. Mimo to zrozumienie wczesnych zdarzeń komórkowych i molekularnych związanych z naprawą złamań ma kluczowe znaczenie w badaniach nad regeneracją tkanki kostnej. Model zamkniętego złamania kości udowej u myszy z stabilizacją śródszpikową służy jako atrakcyjna platforma do badania gojenia złamań kości i oceny strategii terapeutycznych przyspieszających gojenie.
Wprowadzenie
Złamania należą do najczęstszych urazów układu mięśniowo-szkieletowego i wiążą się z ogromnym obciążeniem społeczno-ekonomicznym, w tym kosztami leczenia, które według prognoz przekroczą 25 miliardów dolarów rocznie w Stanach Zjednoczonych1,2. Chociaż większość złamań goi się bez incydentów, gojenie wiąże się ze znacznymi przestojami i utratą wydajności. Około 5 - 10% wszystkich złamań powoduje opóźnione gojenie lub brak zrostu z powodu wieku lub innych przewlekłych schorzeń, takich jak osteoporoza i cukrzyca3,4,5. Obecnie nie są dostępne żadne zatwierdzone przez FDA metody leczenia farmakologicznego, które promowałyby skuteczne gojenie kości i skracały czas rekonwalescencji.
Gojenie złamań to złożony i bardzo dynamiczny proces obejmujący koordynację wielu typów komórek. W związku z tym kompleksowe zrozumienie zdarzeń komórkowych i molekularnych związanych z regeneracją kości ma kluczowe znaczenie dla identyfikacji celów terapeutycznych, które przyspieszają ten proces. Podobnie jak w przypadku innych chorób ludzkich, stworzenie wysoce podatnego i powtarzalnego modelu zwierzęcego ma kluczowe znaczenie w badaniach nad gojeniem się kości. Większe zwierzęta, takie jak owce i świnie, mają właściwości przebudowy kości i biomechanikę podobną do ludzkiej, ale są drogie, wymagają znacznego czasu leczenia i nie są łatwo podatne na manipulacje genetyczne6. Z drugiej strony, modele małych zwierząt, takich jak szczury i myszy, oferują wiele zalet, w tym łatwość obsługi, niskie koszty utrzymania, krótkie cykle hodowlane i krótszy czas gojenia7. Co więcej, genom myszy jest w pełni zsekwencjonowany, co pozwala na szybką manipulację i generowanie wariantów genetycznych. Tak więc mysz jest potężnym systemem modelowym do badania ludzkich chorób, urazów i napraw8. U ludzi choroby współistniejące, takie jak osteoporoza i cukrzyca, zwiększają prawdopodobieństwo opóźnionego gojenia. Dostępnych jest wiele istniejących modeli mysich do badania wpływu chorób współistniejących, takich jak osteoporoza i cukrzyca, na uszkodzenia i gojenie kości. Pacjenci cierpiący na osteoporozę mają znacznie zmniejszone tworzenie kości w późniejszych stadiach gojenia złamań9. Myszy po owariektomii (OVX) wykazują szybką utratę masy kostnej i opóźnione gojenie się kości, podobne do obserwowanego w osteoporozie pomenopauzalnej10,11. Dodatkowo, wiele mysich modeli cukrzycy typu I i typu II naśladuje fenotypy niskiej masy kostnej i upośledzone gojenie złamań obserwowane u ludzi11. Co więcej, mysie modele złamań służą jako wszechstronna platforma do badania złożonych procesów biologicznych zachodzących w kalusie i odkrywania nowych strategii terapeutycznych, które przyspieszają regenerację tkanki kostnej.
Pomimo różnic w strukturze kości i metabolizmie, ogólny proces gojenia złamań kości pozostaje bardzo podobny u myszy i ludzi, obejmując kombinację kostnienia śródchrzęstnego i śródbłoniastego, po którym następuje przebudowa kości. Kostnienie śródchrzęstne polega na rekrutacji komórek progenitorowych do mniej stabilnych mechanicznie regionów otaczających szczelinę złamania, gdzie różnicują się w chondrocyty, które przerośnięły i mineralizują chrząstkę, tworząc miękki kalus. Druga fala komórek progenitorowych infiltruje kalus i różnicuje się w dojrzałe osteoblasty, które wydzielają nową macierz kostną12,13,14,15. Podczas kostnienia śródbłoniastego komórki progenitorowe na powierzchni okostnej i śródbłoniastej bezpośrednio różnicują się w osteoblasty wydzielające macierz i ułatwiają wypełnianie szczeliny między złamaniami9,11,12,13. Łącznie kostnienia śródchrzęstne i śródbłoniaste powodują rozwój twardego kalusa, który z czasem ulega dalszej przebudowie, tworząc mocną kość wtórną zdolną do wytrzymywania obciążeń mechanicznych13,14,15. U zdrowych ludzi proces gojenia trwa około 3 miesięcy, w porównaniu do zaledwie 35 dni u myszy16.
Gojenie złamań było powszechnie badane przy użyciu otwartych lub zamkniętych modeli chirurgicznych17. Otwarte metody chirurgiczne, takie jak generowanie ubytku o krytycznej wielkości lub całkowita osteotomia, standaryzują lokalizację i geometrię urazu w celu zmniejszenia odchyleń spowodowanych rozdrobnionymi złamaniami. Osteotomie służą jako doskonały model do badania mechanizmu leżącego u podstaw braku zrostu, ponieważ gojenie jest często opóźnione w porównaniu z zamkniętymi złamaniami. Ponadto do ustabilizowania osteotomizowanej kości wymagane jest sztywne mocowanie zewnętrzne, co oznacza, że regeneracja będzie zależeć przede wszystkim od kostnienia śródbłoniastego. Otwarte podejścia chirurgiczne wykorzystują urządzenia, takie jak gwoździe blokujące, klipsy do szpilek i płytki blokujące, aby zapewnić stabilność osiową i obrotową złamanej kończyny; Jednak takie urządzenia są drogie i wymagają znacznie więcej czasu na chirurgię18,19,20,21. Z drugiej strony, modele zamknięte są stabilizowane za pomocą prostego urządzenia do mocowania śródszpikowego, co pozwala na wystarczającą niestabilność, aby stymulować gojenie chrzęstne. W rezultacie, modele zamkniętego złamania nie naśladują łatwo warunków braku zrostu. Techniki mocowania wewnętrznego, takie jak szpilki śródszpikowe, gwoździe i kompresyjne, są korzystne, ponieważ są tanie, łatwe w użyciu i minimalizują czas operacji21,22,23. W niektórych przypadkach szpilki śródszpikowe są wprowadzane przed złamaniem, ale zgięcie szpilki śródszpikowej może prowadzić do kątowania lub przemieszczenia złamanej kości udowej, przyczyniając się do zmiennej wielkości kalusa i gojenia. Lokalizacja i geometria pęknięcia są trudniejsze do standaryzacji w modelach zamkniętych, ponieważ są generowane za pomocą trzypunktowego urządzenia do gięcia, w którym ciężar jest zrzucany na trzon. Jednak przy odpowiedniej technice to podejście chirurgiczne zapewnia szybkie i spójne wyniki. Co więcej, model zamkniętego złamania służy jako klinicznie istotne narzędzie do badania pęknięć spowodowanych uderzeniami o dużej sile lub naprężeniami mechanicznymi22.
Ten protokół chirurgiczny został zaadaptowany z wcześniej opisanych metod wykorzystujących szpilkę śródszpikową do stabilizacji złamanych kości udowych u szczurów i myszy22,24,25. Najpierw przez wcięcie śródkłykciowe wprowadza się igłę śródszpikową o małej średnicy w celu ustalenia punktu wejścia, a następnie wprowadza się prowadnik przed wygenerowaniem poprzecznego złamania na trzonie kości udowej za pomocą zależnego od grawitacji trzypunktowego urządzenia do zginania. Po pomyślnym wygenerowaniu zamkniętego złamania kości udowej, pręt śródszpikowy o większej średnicy jest umieszczany na przewodzie prowadzącym, aby ustabilizować złamaną kość udową. Metoda ta pozwala uniknąć ryzyka opóźnionego gojenia spowodowanego kątowaniem trzpienia śródszpikowego podczas złamania, ponieważ umiejscowienie pręta po złamaniu pozwala na repozycję i optymalną stabilizację uszkodzonej kości udowej.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Poniższa procedura została przeprowadzona za zgodą Indiana University School of Medicine Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC). Wszystkie operacje przeżycia zostały przeprowadzone w sterylnych warunkach, zgodnie z wytycznymi NIH. Ból i ryzyko infekcji były kontrolowane za pomocą odpowiednich leków przeciwbólowych i antybiotyków, aby zapewnić pomyślny wynik.
1. Znieczulenie i przygotowanie
- Zważ mysz i znieczul ją mieszaniną ketaminy (100 mg/kg) i ksylazyny (10 mg/kg) podawaną drogą dootrzewnową (I.P.). Umieść mysz w pustej klatce i monitoruj ją, aż zostanie całkowicie uspokojona.
- Upewnij się, że mysz jest uspokojona za pomocą odruchu szczypania palców u stóp. Nałóż maść okulistyczną na oczy, aby chronić je przed wysuszeniem.
- Usuń sierść z prawej kończyny. Przetrzyj miejsce operacji peelingiem na bazie jodu i 70% etanolem. Wyszoruj miejsce operowane, zaczynając od środka kolana i wykonując okrężny ruch na zewnątrz. Powtórz to 3x ze świeżymi peelingami, kończąc na 70% etanolu.
- Przedoperacyjną dawkę przeciwbólową chlorowodorku buprenorfiny (0,03 mg/kg) należy podać podskórnie w celu natychmiastowego leczenia bólu pooperacyjnego.
- Umieść mysz na poduszce grzewczej pokrytej sterylną podkładką chirurgiczną.
2. Podejście chirurgiczne
UWAGA: Przed złamaniem, waga i wysokość upadku powinny być empirycznie określone dla konkretnego szczepu, wieku i płci myszy przed operacją. Ta procedura chirurgiczna jest zoptymalizowana dla samców myszy C57BJ6 w wieku 10 tygodni
.- Połóż mysz na plecach i zegnij kolano nogi operacyjnej. Za pomocą ostrza skalpela wykonaj 1,5 cm nacięcie wyśrodkowane nad stawem kolanowym.
- Przesuń bocznie rzepkę za pomocą kleszczy, aby odsłonić dystalny koniec kości udowej. Włóż igłę podskórną ze stali nierdzewnej o długości 1,5 cala i rozmiarze 25 w środku rowka bloczkowego, wzdłuż kanału szpikowego w sposób wsteczny i przez bliższy koniec kości udowej. Wykonaj zdjęcie rentgenowskie, aby upewnić się, że szpilka jest prawidłowo umieszczona.
UWAGA: Igła powinna wyjść z grzbietowej strony myszy, aby utworzyć ścieżkę dla prowadnika. - Przełóż prowadnik wolframowy o długości 4 cali i grubości 36 mm przez trzon igły, wchodząc przez piastę przy dystalnej kości udowej i wychodząc ze skosu po grzbietowej stronie myszy.
- Po pomyślnym umieszczeniu prowadnika ostrożnie wyjmij igłę o rozmiarze 25, delikatnie pociągając za piastę, jednocześnie przytrzymując kończynę i prowadnik na miejscu. Potwierdź położenie prowadnika za pomocą promieniowania rentgenowskiego.
- Trzymaj ciężarek o wadze 391 g z wysokości 34,6 cm nad tarczą uderzeniową (Rysunek 1A). Ustaw kość udową poziomo w poprzek dwóch punktów podparcia, tak aby obszary międzykrętarzowe i nadkłykciowe kości udowej spoczywały na kowadłach podporowych (Rysunek 1B), a boczna strona kończyny była skierowana w stronę punktu obciążenia ( Rysunek 1C). Upuść ciężar i ostrożnie wyjmij mysz z urządzenia natychmiast po złamaniu.
- Potwierdź miejsce złamania za pomocą zdjęcia rentgenowskiego.
- Umieść rurkę podskórną ze stali nierdzewnej o rozmiarze 24 w stosunku do prowadnicy, aby ustabilizować złamaną kość udową.
UWAGA: Ta aplikacja może wymagać pewnej siły, ponieważ punkt wejścia został wygenerowany przy użyciu igły o mniejszej średnicy. Ta różnica w średnicy skutecznie zapobiega potencjalnej migracji pręta o rozmiarze 24 przez bliższy koniec kości udowej. Głębokość wkłucia można wyczuć ręcznie, gdy rurki stykają się z kością korową krętarza większego. - Potwierdź położenie stalowego pręta i stabilizację złamanej kości udowej za pomocą promieniowania rentgenowskiego przed usunięciem prowadnika.
- Odetnij nadmiar rurki na dystalnym końcu kości udowej za pomocą nożyc do drutu. Zakop odsłoniętą rurkę pod powierzchnią kłykci za pomocą kleszczy, aby przyłożyć delikatną siłę w dół, uważając, aby nie zwichnąć stawu kolanowego.
- Zmień położenie rzepki za pomocą kleszczy. Zamknij miejsce nacięcia wchłanialnym szwem 5-0.
3. Postępowanie pooperacyjne
- Po operacji myszom można wstrzyknąć do 500 μl sterylnego roztworu soli fizjologicznej drogą I.P., aby pomóc im w powrocie do zdrowia po operacji.
- Monitoruj zwierzęta na podgrzewanym łóżku rekonwalescencji, dopóki nie obudzą się po operacji. Po przejściu na ambulatorium wróć do klatki.
- Kontynuuj ścisłe monitorowanie myszy przez kilka dni po operacji, aby upewnić się, że goją się prawidłowo i odzyskują mobilność. Analgezję chlorowodorku buprenorfiny (0,03 mg/kg) podawać podskórnie co 6 godzin przez 3 dni po zabiegu i w razie potrzeby po zabiegu. Należy unikać stosowania niesteroidowych leków przeciwzapalnych (NLPZ), ponieważ wykazano, że upośledzają one gojenie kości po operacji.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Prawidłowe przeprowadzenie procedury chirurgicznej monitorowano za pomocą obrazowania radiologicznego. Kluczowe etapy obejmowały wprowadzenie igły śródszpikowej, umieszczenie drutu prowadzącego, wywołanie złamania poprzecznego w połowie trzonu kości udowej oraz właściwą stabilizację za pomocą gwoździa śródszpikowego (Rysunek 2Ai - 2Aiv). Postępy w gojeniu kostniny złamania monitorowano za pomocą cotygodniowych zdjęć rentgenow...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Celem tego zabiegu chirurgicznego jest wygenerowanie standaryzowanych zamkniętych złamań kości udowej u myszy. Kluczową zaletą tego modelu jest to, że wewnętrzne unieruchomienie następuje po wytworzeniu złamania, co pozwala uniknąć kątowania pręta śródszpikowego. Być może najbardziej krytycznym aspektem tego protokołu jest generowanie znormalizowanego złamania poprzecznego na trzonie środkowym kości udowej, ponieważ geometria złamania zależy od przyłożonej siły zginającej i ułożenia kończyny tylnej. Niewłaściwe ustawieni...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy tego manuskryptu nie mają nic do ujawnienia. Autorzy stwierdzają ponadto, że nie ma ograniczeń co do pełnego dostępu do wszystkich materiałów wykorzystanych w badaniu opisanym w tym manuskrypcie.
Podziękowania
Ta praca była wspierana przez granty z Departamentu Obrony (DoD), Dowództwa Badań Medycznych i Materiałów Armii Stanów Zjednoczonych (USAMRMC), Kongresowo Kierowanych Programów Badań Medycznych (CDMRP) (PR121604) oraz Narodowych Instytutów Zapalenia Stawów i Chorób Mięśniowo-Szkieletowych i Skóry (NIAMS), NIH R01 AR068332 dla Umy Sankar. Justin Williams jest wspierany przez Kompleksowy Program Treningowy Układu Mięśniowo-Szkieletowego T32 od NIAMS/NIH (AR065971).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Oster Minimax Trymer | Animal World Network | 78049-100 | |
| POWIDON-JODEK | Thermo Fisher Scientific | 395516 | |
| MAŚĆ OFTALMICZNA | Thermo Fisher Scientific | NC0490117 | |
| Styker T/Pump Recyrkulator ciepłej wody | Kent Scientific Corporation | TP-700 | |
| 1ml Sub-Q Strzykawka | Thermo Fisher Scientific | ||
| ENCORE Sensi-Touch PF | Moore Medical LLC | 30347 | Lateksowa, bezpudrowa rękawica chirurgiczna |
| Igły podskórne PrecisionGlide 25G | Thermo Fisher Scientific | 14-826-49 | |
| Drut wolframowy o ultrawysokiej temperaturze, | McMaster-Carr | 3775K37 | Średnica 0,005 ", szpula 1/16 funta, stal |
| nierdzewna 380' długa, cienkościenne rurki 24G | Microgroup Inc | 304h24tw-5ft | |
| #15 Ostrza skalpela | Fine Science Tools | 10015-00 | |
| #10 Ostrza skalpela | Fine Science Tools | 10010-00 | |
| Kleszcze o wąskim wzorze | Fine Science Tools | 11002-12 | Ząbkowane/proste/12cm |
| Kleszcze do tęczówki | Fine Science Tools | 11066-07 | 1x2 zęby/proste/7cm |
| Nożyczki do dyssekcji | Narzędzia do nauki o tematyce naukowej | 14081-09 | Wąskie ostrza/Kątowe na boki/Ostre-ostre/10cm |
| Cienkie nożyczki | Fine Science Tools | 14058-11 | ToughCut/Proste/Ostre-Ostre/11,5 cm |
| Olsen-Hegar Uchwyt na igły z obcinaczem do szwów | Fine Science Tools | 12002-12 | Proste/Ząbkowane/12cm/z zamkiem |
| Crile Hemostat | Fine Science Tools | 13004-14 | Ząbkowany / prosty / 14 cm |
| obcinak do drutu wolframowego | ACE Surgical Supply Co., Inc. | 08-051-90 | ACE #150 Przecinak do drutu, końcówki z węglika wolframu |
| 3-0 Szew VICRYL | Ethicon Szew | J423H | 3-0 VICRYL NIEBARWIONY 27" FS-2 CIĘCIE |
| piXarray 100 Cyfrowy system radiografii próbek | Bioptics, Inc | Szafkowy system rentgenowski | |
| Einhorn 3-punktowe urządzenie do gięcia N | /A N/A | Zbudowany na zamówienie |
Bibliografia
- Schnell, S., Friedman, S. M., Mendelson, D. A., Bingham, K. W., Kates, S. L. The 1-Year Mortality of Patients Treated in a Hip Fracture Program for Elders. Geriatric Orthopaedic Surgery & Rehabilitation. 1 (1), 6-14 (2010).
- Burge, R., et al. Incidence and economic burden of osteoporosis-related fractures in the United States, 2005-2025. Journal of Bone and Mineral Research. 22 (3), 465-475 (2007).
- Cunningham, B. P., Brazina, S., Morshed, S., Miclau, T. III Fracture healing: A review of clinical, imaging and laboratory diagnostic options. Injury. 48, S69-S75 (2017).
- Einhorn, T. A. Can an anti-fracture agent heal fractures? Clinical Cases in Mineral and Bone Metabolism. 7 (1), 11-14 (2010).
- Hak, D. J., et al. Delayed union and nonunions: epidemiology, clinical issues, and financial aspects. Injury. 45, Suppl 2. S3-S7 (2014).
- Decker, S., Reifenrath, J., Omar, M., Krettek, C., Muller, C. W. Non-osteotomy and osteotomy large animal fracture models in orthopedic trauma research. Orthopaedic Reviews (Pavia). 6 (4), 5575(2014).
- Histing, T., et al. Small animal bone healing models: standards, tips, and pitfalls results of a consensus meeting. Bone. 49 (4), 591-599 (2011).
- Jacenko, O., Olsen, B. R. Transgenic mouse models in studies of skeletal disorders. Journal of Rheumatology Supplement. 43, 39-41 (1995).
- Nikolaou, V. S., Efstathopoulos, N., Kontakis, G., Kanakaris, N. K., Giannoudis, P. V. The influence of osteoporosis in femoral fracture healing time. Injury. 40 (6), 663-668 (2009).
- Bain, S. D., Bailey, M. C., Celino, D. L., Lantry, M. M., Edwards, M. W. High-dose estrogen inhibits bone resorption and stimulates bone formation in the ovariectomized mouse. Journal of Bone and Mineral Research. 8 (4), 435-442 (1993).
- Haffner-Luntzer, M., Kovtun, A., Rapp, A. E., Ignatius, A. Mouse Models in Bone Fracture Healing Research. Current Molecular Biology Reports. 2 (2), 101-111 (2016).
- Einhorn, T. A., Gerstenfeld, L. C. Fracture healing: mechanisms and interventions. Nature Reviews in Rheumatology. 11 (1), 45-54 (2015).
- Schindeler, A., McDonald, M. M., Bokko, P., Little, D. G. Bone remodeling during fracture repair: The cellular picture. Seminar in Cellular and Developmental Biology. 19 (5), 459-466 (2008).
- Ai-Aql, Z. S., Alagl, A. S., Graves, D. T., Gerstenfeld, L. C., Einhorn, T. A. Molecular mechanisms controlling bone formation during fracture healing and distraction osteogenesis. Journal of Dental Research. 87 (2), 107-118 (2008).
- Gerstenfeld, L. C., et al. Three-dimensional Reconstruction of Fracture Callus Morphogenesis. Journal of Histochemistry & Cytochemistry. 54 (11), 1215-1228 (2006).
- Marsell, R., Einhorn, T. A. Emerging bone healing therapies. Journal of Orthopaedic Trauma. 24, Suppl 1. S4-S8 (2010).
- Lybrand, K., Bragdon, B., Gerstenfeld, L. Mouse models of bone healing: fracture, marrow ablation, and distraction osteogenesis. Current Protocols of Mouse Biology. 5 (1), 35-49 (2015).
- Garcia, P., et al. The LockingMouseNail--a new implant for standardized stable osteosynthesis in mice. Journal of Surgical Research. 169 (2), 220-226 (2011).
- Histing, T., et al. An internal locking plate to study intramembranous bone healing in a mouse femur fracture model. Journal of Orthopaedic Research. 28 (3), 397-402 (2010).
- Garcia, P., et al. A new technique for internal fixation of femoral fractures in mice: impact of stability on fracture healing. Journal of Biomechistry. 41 (8), 1689-1696 (2008).
- Holstein, J. H., et al. Advances in the establishment of defined mouse models for the study of fracture healing and bone regeneration. Journal of Orthopaedic Trauma. 23 (5 Suppl), S31-S38 (2009).
- Bonnarens, F., Einhorn, T. A. Production of a standard closed fracture in laboratory animal bone. Journal of Orthopaedic Research. 2 (1), 97-101 (1984).
- Holstein, J. H., Menger, M. D., Culemann, U., Meier, C., Pohlemann, T. Development of a locking femur nail for mice. Journal of Biomechistry. 40 (1), 215-219 (2007).
- McBride-Gagyi, S. H., McKenzie, J. A., Buettmann, E. G., Gardner, M. J., Silva, M. J. Bmp2 conditional knockout in osteoblasts and endothelial cells does not impair bone formation after injury or mechanical loading in adult mice. Bone. 81, 533-543 (2015).
- Williams, J. N., et al. Inhibition of CaMKK2 Enhances Fracture Healing by Stimulating Indian Hedgehog Signaling and Accelerating Endochondral Ossification. Journal of Bone and Mineral Research. , (2018).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
