Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Testy biologiczne typu "choice" i "no-choice" w celu zbadania preferencji przepoczwarzenia i powodzenia w pojawianiu się Ectropis grisescens

5.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/58126

⸱

30 października 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Guangdong Key Laboratory for Innovation Development and Utilization of Forest Plant Germplasm, College of Forestry and Landscape Architecture, South China Agricultural University, 2College of Agriculture, South China Agricultural University, 3Tea Research Institute, Chinese Academy of Agricultural Sciences, 4College of Horticulture, South China Agricultural University, 5College of Coast and Environment, Louisiana State University

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy protokół do badania preferencji przepoczwarzania dojrzałych larw Ectropis grisescens w odpowiedzi na czynniki glebowe (np. rodzaj podłoża i wilgotność) za pomocą wybranych testów biologicznych. Przedstawiamy również protokół testów biologicznych bez wyboru w celu określenia czynników wpływających na zachowania przepoczwarzające i przeżywalność E. grisescens.

Streszczenie

Wiele owadów żyje nad ziemią jako larwy i dorosłe osobniki, a pod ziemią przepoczwarza się. W porównaniu z nadziemnymi etapami ich cykli życiowych mniej uwagi poświęcono wpływowi czynników środowiskowych na te owady, gdy przepoczwarzają się w glebie. Chwytacz herbaty, Ectropis grisescens Warren (Lepidoptera: Geometridae), jest poważnym szkodnikiem krzewów herbacianych i spowodował ogromne straty gospodarcze w południowych Chinach. Opisane tutaj protokoły mają na celu zbadanie, za pomocą testów biologicznych wielokrotnego wyboru, czy dojrzałe larwy E. grisescens w ostatnim stadium rozwoju mogą rozróżniać zmienne glebowe, takie jak rodzaj podłoża i zawartość wilgoci, oraz określić, za pomocą testów biologicznych bez wyboru, wpływ rodzaju podłoża i wilgotności na zachowania przepoczwarzalnicze i sukces wschodzący E. grisescens. Wyniki pogłębią wiedzę na temat ekologii przepoczwarzania E. grisescens i mogą dostarczyć informacji na temat taktyk gospodarowania glebą w celu tłumienia populacji E. grisescens. Ponadto te testy biologiczne mogą być modyfikowane w celu zbadania wpływu różnych czynników na zachowania przepoczwarzające się i przeżywalność szkodników przepoczwarzających się glebowo.

Wprowadzenie

W porównaniu do stadiów larwalnych i dorosłych owadów, stadium poczwarki jest bardzo wrażliwe ze względu na ograniczoną zdolność mobilną poczwarek, które nie mogą szybko uciec z niebezpiecznych sytuacji. Przepoczwarzanie się pod ziemią jest powszechną strategią stosowaną przez różne grupy owadów (np. w rzędach Diptera1,2,3,4, Coleoptera5, Hymenoptera6, Thysanoptera7, oraz Lepidoptera8,9,10,11,12) w celu ochrony przed naziemnymi drapieżnikami i zagrożeniami środowiskowymi. Wiele z nich to poważne szkodniki rolnicze i leśne1,2,3,4,5,6,7,8,9,10,11, 12. Dojrzałe larwy tych przepoczwarzających się glebowo owadów zwykle opuszczają swoich żywicieli, opadają na ziemię, wędrują w poszukiwaniu odpowiedniego miejsca, zakopują się w glebie i budują komorę poczwarkową do przepoczwarzania8,10.

Chwytacz herbaty, Ectropis grisescens Warren (Lepidoptera: Geometridae), jest jednym z najważniejszych szkodników defoliatorów rośliny herbacianej Camellia sinensis L.13. Chociaż gatunek ten został po raz pierwszy opisany w 1894 roku, w ostatnich dziesięcioleciach został błędnie zidentyfikowany jako Ectropis obliqua Prout (Lepidoptera: Geometridae)14,15. Różnice w morfologii, biologii i rozmieszczeniu geograficznym między dwoma rodzeństwem gatunków zostały opisane w niektórych ostatnich badaniach14,15,16. Na przykład Zhang i wsp.15 poinformował, że E. oblique występuje głównie na granicach trzech prowincji (Anhui, Jiangsu i Zhejiang) Chin, podczas gdy E. grisescens ma znacznie szerszy zasięg w porównaniu do E. oblique. W związku z tym straty ekonomiczne spowodowane przez E. grisescens są w dużej mierze pomijane, a wiedza na temat tego szkodnika musi zostać gruntownie zrewidowana i odnowiona16,17,18,19. Nasze wcześniejsze badania wykazały, że E. grisescens preferuje przepoczwarzanie się w glebie, ale może również przepoczwarzać się, gdy gleba nie jest dostępna (warunki bez substratu do przepoczwarzania)11,12.

Ten artykuł przedstawia krok po kroku procedurę (1) określenia preferencji przepoczwarzania E. grisescens w odpowiedzi na czynniki takie jak rodzaj substratu i zawartość wilgoci za pomocą testów biologicznych wielokrotnego wyboru, oraz (2) określenia wpływu czynników abiotycznych na zachowania przepoczwarzania i sukces pojawienia się E. grisescens przy użyciu testów biologicznych bez wyboru. Wszystkie te testy biologiczne są przeprowadzane w dobrze kontrolowanych warunkach laboratoryjnych. Ponadto te testy biologiczne są przystosowane do oceny wpływu innych czynników na zachowania przepoczwarzające się i przeżywalność różnych owadów przepoczwarzających się glebowo.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Bioobserwacje z wyborami wilgotnościowe w celu określenia preferencji szałasowania u E. grisescens

  1. Uzyskiwanie dojrzałych larw ostatniego stadium E. grisescens
    1. Przygotuj świeże pędy roślin herbaty (30–40 cm długości)Camellia sinensis L.). Umieścić 25–30 pędów w kolbie stożkowej o pojemności 250 mL. Napełnić kolbę wodą z kranu. Umieścić 3–4 kolby (z pędami herbaty) w plastikowym pojemniku (średnica górnej części: 51 cm; średnica dna: 40 cm; wysokość: 16 cm).
    2. Wypuść 1 000–2 000 larw (od drugiego do piątego stadium rozwojowego) kolonii laboratoryjnej E. grisescens na liście pędów herbaty w każdej misce. Utrzymuj te larwy w kontrolowanych warunkach laboratoryjnych [fotoperiod 14 godzin światła i 10 godzin ciemności (14:10 L:C), wilgotność względna (RH) 60–90%, temperatura 24– 28 °C]. Ostrożnie przekładaj larwy ręcznie na świeże liście co 1–2 dni. Codziennie usuwaj kał i pozostałe zanieczyszczenia ze dna misek.
    3. Wybierz dojrzałe larwy z ostatniego stadium rozwojowego, które spadły z liści pędów herbaty i aktywnie poruszają się po dnie zbiornika. Uzyskaj co najmniej 240 dojrzałych larw, aby zapewnić wystarczającą ich liczbę do przeprowadzenia biozagrożeń.
      UWAGA: Do eksperymentów należy dobierać wyłącznie larwy aktywnie wędrujące. Nie należy wybierać larw pozostających na liściach, ponieważ nie są one jeszcze gotowe do przeobrażenia. Należy również pominąć stadia przedpoczwiek o ograniczonej ruchliwości, ponieważ po umieszczeniu w arenach bioasej nie będą aktywnie poszukiwać odpowiednich warunków.
  2. Przygotowanie podłoża
    1. Zbierz i zidentyfikuj 4 typy podłoża (np., piasek, muł piaskowy 1, muł piaskowy 2 oraz muł pylasty) metodą areometru20. Zdezerwuj glebę i piasek w temperaturze 80 °C suszarka piecową do > 3 dni, a następnie całkowicie wysuszyć glebę i piasek w 50 °C przez kilka tygodni, aż sucha masa próbek podłoża nie będzie się zmieniać w czasie.
    2. Zmiel suchy grunt za pomocą drewnianych tłuczków i moździerzy. Przesiej piasek oraz zmiały grunt przez sito o wielkości oczek 3 mm i przechowuj je w szczelnych plastikowych workach.
    3. Oblicz różne zawartości wilgoci dla każdego podłoża (piasek, muł piaskowy 1, muł piaskowy 2 lub muł pylasty) w następujący sposób2:
      Wzór na zawartość wilgoci do obliczania procentowej zawartości w podłożach; kluczowy dla analizy materiału.
    4. Dodaj odpowiednią ilość wody destylowanej do zamykanych plastikowych woreczków zawierających suchy grunt lub piasek, aby przygotować podłoże o wilgotności 5%, 20%, 35%, 50%, 65% oraz 80%. Dokładnie wymieszaj wodę destylowaną z gruntem lub piaskiem.
  3. Przygotowanie areny do bioodczynu
    1. Podziel pojemniki polipropylenowe (górna część: 20,0 cm długości x 13,5 cm szerokości, dolna część: 17,0 cm długości x 10,0 cm szerokości, wysokość: 6,5 cm) na 6 komór za pomocą wodoodpornych arkuszy polichlorku winylu (PVC) (wysokość: 3,5 cm). Umocuj arkusze PVC i uszczelnij szczeliny za pomocą kleju termoplastycznego.
      UWAGA: Wszystkie szczeliny należy dokładnie uszczelnić, aby zapobiec przesiąkaniu wody.
    2. Do każdego testu wypełnij 6 komór tym samym rodzajem podłoża o różnej zawartości wilgoci (5%, 20%, 35%, 50%, 65% i 80% wilgoci)Rycina 1a).
      UWAGA: W każdym teście należy używać tylko jednego typu podłoża o różnej wilgotności. Kolejność komór zawierających podłoże o sześciu różnych poziomach wilgotności należy przydzielić losowo.
    3. Przyklej 4–6 kawałków świeżych liści herbaty małymi kawałkami taśmy, aby przykryć wewnętrzną powierzchnię pokrywek pojemników polipropylenowych (Rycina 1b).

Porównanie wilgotności gleby, ustawienie do badania transpiracji liści, analiza tekstury: typy pył, piasek, muł piaskowy.
Rycina 1: Przykłady aren bioasayowych do testów wyboru. (a) Wodoodporne arkusze poli(chlorku winylu) (PVC) służą do podziału pojemników polipropylenowych na 6 komór w równych częściach. Arkusze PVC są mocowane za pomocą kleju termoplastycznego, a wszelkie szczeliny są starannie uszczelnione. W tym przykładzie komory wypełniono mułem piaskowym 2 o różnej zawartości wilgoci (5%, 20%, 35%, 50%, 65% i 80%) w losowo przypisanych kolejnościach. (b) Świeże liście herbaty są przyklejane do wewnętrznej strony pokrywek, gdzie uwolnione zostaną dojrzałe larwy gatunku Ectropis grisescens. (c) Arkusze PVC są używane do podziału pojemników polipropylenowych na 4 komory, które wypełniono 4 typami podłoży (piasek, muł piaskowy 1, muł piaskowy 2 i muł pylasty) przy wilgotności 50%. Rycina została zmodyfikowana na podstawie pracy Wang et al.11. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

  1. Ustawienie bioaseju i rejestracja danych
    1. Umieścić 30 dojrzałych larw z ostatniego stadium (uzyskanych w kroku 1.1.3) na świeżych liściach herbaty przyklejonych do pokrywki pojemnika polipropylenowego. Ostrożnie odwrócić pokrywkę i szczelnie zakryć nią pojemnik polipropylenowy.
    2. Powtórzyć każdy test 8-krotnie. Utrzymywać warunki bioaseju w komorze klimatycznej przy fotoperiodzie 14:10 (światło:ciemność) i temperaturze 26 °C.
    3. W piątym dniu policzyć liczbę odrąbli na powierzchni podłoża w każdej komorze. Następnie rozmontować układ bioaseju i policzyć liczbę odrąbli wewnątrz podłoża.
      UWAGA: Zliczać wyłącznie żywe odrąbli na powierzchni lub wewnątrz podłoża. Sprawdzić żywotność odrąbli, obserwując ruchy odwłoka po delikatnym dotknięciu odrąbli szczypcami.
  2. Analiza danych
    1. Dla każdego testu obliczyć procent odrąbli stwierdzonych w każdej komorze każdej powtórki. Przekształcić dane procentowe za pomocą logarytmu ilorazowego, zgodnie z metodą podaną przez Kucera i Malmgren21.
    2. Porównać procent odrąbli (przekształcone dane) w poszczególnych komorach, stosując jednokierunkową analizę wariancji (ANOVA). Poziom istotności ustalić na α = 0.05 dla każdego testu.

2. Bioobserwacje wyboru podłoża w celu określenia preferencji ku kulowaniu się u E. grisescens

  1. Powtórz krok 1.1, aby uzyskać dojrzałe larwy ostatniego stadium, oraz krok 1.2, aby przygotować podłoże o różnej zawartości wilgoci. Tym razem potrzebne są jedynie podłoża o wilgotności 20%, 50% oraz 80%.
  2. Przygotowanie aren do biozagrożeń
    1. Podobnie jak w kroku 1.3.1, podziel równe pojemniki polipropylenowe na 4 komory za pomocą arkuszy PVC. Umocuj arkusze PVC i uszczelnij szczeliny za pomocą kleju termoplastycznego.
    2. W każdym teście wypełnij komory czterema typami podłoży (piasek, piasek gliniasty 1, piasek gliniasty 2 oraz muł gliniasty) o tej samej zawartości wilgoci (20%, 50% lub 80%) w losowo przypisanych kolejnościach (Rysunek 1c). Powtórz krok 1.3.3, aby przygotować pokrywki.
  3. Powtórz krok 1.4, aby przeprowadzić biozagrożenia i zarejestrować dane, oraz krok 1.5, aby przeanalizować dane.

3. Testy bez wyboru służące do określenia zachowania podczas kopania w glebie oraz skuteczności wyklucia się E. grisescens

  1. Powtórz krok 1.1, aby uzyskać dojrzałe larwy ostatniego stadium, oraz krok 1.2, aby przygotować 4 podłoża (piasek, muł piaskowy 1, muł piaskowy 2 oraz muł ilowy) o trzech zawartościach wilgoci (20%, 50% i 80%).
  2. Ustawienie bioasej
    1. Wprowadź podłoże do pojemnika plastikowego (średnica górnej części: 11,5 cm; średnica dna: 8,5 cm; wysokość: 6,5 cm) na głębokość 3 cm. Ogółem zapewnij 12 kombinacji traktowań (kombinacje 4 typów podłoża i 3 poziomów wilgoci). Każde traktowanie powtórz 7-krotnie.
    2. Wprowadź 15 dojrzałych larw ostatniego stadium na podłoże każdego arenu bioasej. Zamknij pojemniki szczelnie zakrywając je pokrywkami. Utrzymuj bioaseje w komorze klimatycznej w cyklu fotoperiodycznym 14:10 (światło:ciemność) i temperaturze 26 °C.
      UWAGA: Nie będzie konieczne przyklejanie świeżych liści herbaty do pokrywek, jak wspomniano w bioasejach wyboru.
  3. Rejestracja i analiza danych
    1. W trzecim dniu policz liczbę poczwark i martwych larw na powierzchni podłoża w każdej powtórce. Oblicz procent osobników E. grisescens, które zagłębiły się w podłożu, według następującego wzoru:
      Wzór do obliczenia procentu osobników zagłębiających się; równanie do analizy danych ekologicznych.
    2. Rejestruj liczbę wyklujących się dorosłych osobników każdego dnia, aż przez 15 dni nie zaobserwujesz więcej wyklucia. Oblicz skuteczność wyklucia według następującego wzoru:
      Wzór na skuteczność wyklucia: liczba wyklujących się dorosłych/15 x 100%; równanie do analizy biologicznej.
    3. Porównaj procent osobników zagłębiających się oraz skuteczność wyklucia między traktowaniami za pomocą jednoczynnikowej analizy wariancji (ANOVA). Poziom istotności ustal na α = 0,05.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Testy wyboru wilgotności wykazały, że istotnie większa liczba osobników E. grisescens przeobrażała się na lub w piasku o wilgotności 5% i 35% w porównaniu z piaskiem o wilgotności 80% (Rycina 2a). Jednak istotnie większa liczba osobników preferowała przeobrażanie się na lub w glebie (mułochłabie piaszczystym 1 i 2 oraz mułochłabie pylastym), która charakteryzowała się średnim poziomem wilgotności (Ryciny 2b–2d).

...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Preferencje przepoczwarzania reagujące na różne zmienne glebowe badano u kilku szkodników 6,9,22,23. Na przykład, aby zbadać preferencje dojrzałych larw Bactrocera tryoni (Froggatt) (Diptera: Tephritidae) w różnych warunkach wilgotności gleby, Hulthen i Clarke22 ustalili wzór kwadratu łacińskiego o wymiarach 3 x 3, zawierający 9 pojemników wypełnionych ziemią pr...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Dziękujemy Yuzhen Wen, Shiping Liang, Shengzhe Jian i Yanjun Li (College of Forestry and Landscape Architecture, South China Agricultural University) za pomoc w hodowli owadów i przygotowaniu eksperymentów. Praca ta została sfinansowana przez Chińską Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych (grant nr 31600516), Fundację Nauk Przyrodniczych Guangdong (grant nr 2016A030310445) oraz Projekt Planowania Nauki i Technologii prowincji Guangdong (grant nr 2015A020208010).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Kolba trójkątnaBomex Chemical (Shanghai) Co., LTD99250 ml
Plastikowa umywalkaChahua, Fuzhou, Chiny100górna strona: 51 cm średnicy; dolna strona: 40 cm średnicy; wysokość: 16 cm
Torebki z zamkiem błyskawicznymGlad, Guangzhou, Chiny126/133
Pojemniki polipropylenoweFabryka tworzyw sztucznych Youyou, Taian, Chiny139/155/160/161/190górna strona: 20,0 cm [L] i czasy; 13,5 cm [W], dolna strona: 17,0 cm [L] i razy; 10,0 cm [W], wysokość: 6,5 cm
Wodoodporny arkusz z polichlorku winyYidimei, Szanghaj, Chiny141
TapeV-tech, Guangzhou, ChinyVT-710
Suszarka do piekarnikówKexi, Szanghaj, ChinyKXH-202-3A
Aparatura życia w komorze środowiskowej, Ningbo, ChinyPSX-280H

Bibliografia

  1. Dimou, I., Koutsikopoulos, C., Economopoulos, A. P., Lykakis, J. Depth of pupation of the wild olive fruit fly, Bactrocera (Dacus) oleae (Gmel.) (Dipt., Tephritidae), as affected by soil abiotic factors. Journal of Applied Entomology. 127 (1), 12-17 (2003).
  2. Chen, M., Shelton, A. M. Impact of soil type, moisture, and depth on swede midge (Diptera: Cecidomyiidae) pupation and emergence. Environmental Entomology. 36 (6), 1349-1355 (2007).
  3. Holmes, L. A., Vanlaerhoven, S. L., Tomberlin, J. K. Substrate effects on pupation and adult emergence of Hermetia illucens (Diptera: Stratiomyidae). Environmental Entomology. 42 (2), 370-374 (2013).
  4. Renkema, J. M., Cutler, G. C., Lynch, D. H., MacKenzie, K., Walde, S. J. Mulch type and moisture level affect pupation depth of Rhagoletis mendax Curran (Diptera: Tephritidae) in the laboratory. Journal of Pest Science. 84 (3), 281(2011).
  5. Ellis, J. D. Jr, Hepburn, R., Luckman, B., Elzen, P. J. Effects of soil type, moisture, and density on pupation success of Aethina tumida (Coleoptera: Nitidulidae). Environmental Entomology. 33 (4), 794-798 (2004).
  6. Pietrantuono, A. L., Enriquez, A. S., Fernández-Arhex, V., Bruzzone, O. A. Substrates preference for pupation on sawfly Notofenusa surosa (Hymenoptera: Tenthredinidae). Journal of Insect Behavior. 28 (3), 257-267 (2015).
  7. Buitenhuis, R., Shipp, J. L. Influence of plant species and plant growth stage on Frankliniella occidentalis pupation behaviour in greenhouse ornamentals. Journal of Applied Entomology. 132 (1), 86-88 (2008).
  8. Zheng, X. L., Cong, X. P., Wang, X. P., Lei, C. L. Pupation behaviour, depth, and site of Spodoptera exigua. Bulletin of Insectology. 64 (2), 209-214 (2011).
  9. Wen, Y., et al. Effect of substrate type and moisture on pupation and emergence of Heortia vitessoides (Lepidoptera: Crambidae): choice and no-choice studies. Journal of Insect Behavior. 29 (4), 473-489 (2016).
  10. Wen, Y., et al. Soil moisture effects on pupation behavior, physiology, and morphology of Heortia vitessoides (Lepidoptera: Crambidae). Journal of Entomological Science. 52 (3), 229-238 (2017).
  11. Wang, H., et al. Pupation behaviors and emergence successes of Ectropis grisescens (Lepidoptera: Geometridae) in response to different substrate types and moisture contents. Environmental Entomology. 46 (6), 1365-1373 (2017).
  12. Wang, H., et al. No-substrate and low-moisture conditions during pupating adversely affect Ectropis grisescens (Lepidoptera: Geometridae) adults. Journal of Asia-Pacific Entomology. 21 (2), 657-662 (2018).
  13. Ge, C. M., Yin, K. S., Tang, M. J., Xiao, Q. Biological characteristics of Ectropis grisescens Warren. Acta Agriculturae Zhejiangensis. 28 (3), 464-468 (2016).
  14. Xi, Y., Yin, K. S., Tang, M. J., Xiao, Q. Geographic populations of the tea geometrid, Ectropis obliqua (Lepidoptera: Geometridae) in Zhejiang, eastern China have differentiated into different species. Acta Entomologica Sinica. 57, 1117-1122 (2014).
  15. Zhang, G. H., et al. Detecting deep divergence in seventeen populations of tea geometrid (Ectropis obliqua Prout) in China by COI mtDNA and cross-breeding. PloS One. 9 (6), e99373(2014).
  16. Ma, T., et al. Analysis of tea geometrid (Ectropis grisescens) pheromone gland extracts using GC-EAD and GC× GC/TOFMS. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 64 (16), 3161-3166 (2016).
  17. Zhang, G. H., et al. Asymmetrical reproductive interference between two sibling species of tea looper: Ectropis grisescens and Ectropis obliqua. Bulletin of Entomological Research. , (2016).
  18. Luo, Z. X., Li, Z. Q., Cai, X. M., Bian, L., Chen, Z. M. Evidence of premating isolation between two sibling moths: Ectropis grisescens and Ectropis obliqua (Lepidoptera: Geometridae). Journal of Economic Entomology. 110 (6), 2364-2370 (2017).
  19. Li, Z. Q., et al. Chemosensory gene families in Ectropis grisescens and candidates for detection of Type-II sex pheromones. Frontiers in Physiology. 8, article no: 953 (2017).
  20. Chen, L. Q. Research on structure of soil particle by hydrometer method. Environmental Science Survey. 29 (4), 97-99 (2010).
  21. Kucera, M., Malmgren, B. A. Logratio transformation of compositional data: a resolution of the constant sum constraint. Marine Micropaleontology. 34 (1-2), 117-120 (1998).
  22. Hulthen, A. D., Clarke, A. R. The influence of soil type and moisture on pupal survival of Bactrocera tryoni (Froggatt) (Diptera: Tephritidae). Australian Journal of Entomology. 45 (1), 16-19 (2006).
  23. Alyokhin, A. V., Mille, C., Messing, R. H., Duan, J. J. Selection of pupation habitats by oriental fruit fly larvae in the laboratory. Journal of Insect Behavior. 14 (1), 57-67 (2001).
  24. Torres-Muros, L., Hódar, J. A., Zamora, R. Effect of habitat type and soil moisture on pupal stage of a Mediterranean forest pest (Thaumetopoea pityocampa). Agricultural and Forest Entomology. 19 (2), 130-138 (2017).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

zmienne glebowerodzaj pod o azawarto wilgociwielowariantowe testy biologicznetwardziel herbacianyowady pupujace w glebie
Testy biologiczne typu "choice" i "no-choice" w celu zbadania preferencji przepoczwarzenia i powodzenia w pojawianiu się Ectropis grisescens
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.