Artykuł metodologiczny

Cewnikowanie tętnicy ramiennej u świń

DOI:

10.3791/59365

⸱

30 marca 2019

 ,  ,  ,  , 
1Department of Agricultural, Food and Nutritional Science, University of Alberta, 2Neuroscience and Mental Health Institute, University of Alberta, 3Sensory Motor Adaptive Rehabilitation Technology (SMART) Network, University of Alberta, 4Division of Physical Medicine and Rehabilitation, University of Alberta, 5Division of Pediatric Surgery, Department of Surgery, University of Alberta, 6Division of Physical Medicine and Rehabilitation, University of Alberta

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Film szczegółowo opisuje cewnikowanie dystalnej tętnicy ramiennej u świń. Ta procedura dokładnie mierzy ciśnienie tętnicze krwi i jest prostą i szybką metodą pobierania próbek do pomiarów gazometrii krwi tętniczej.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Film szczegółowo opisuje cewnikowanie dystalnej tętnicy ramiennej u świń. Technika ta umożliwia naukowcom ciągły pomiar ciśnienia tętniczego krwi i pobieranie próbek krwi tętniczej w celu oceny pomiarów gazometrii krwi tętniczej. Ciśnienie tętnicze krwi i gazometria krwi tętniczej są ważnymi parametrami fizjologicznymi, które należy monitorować podczas procedur eksperymentalnych. U świń opisano cztery popularne metody cewnikowania tętnic, w tym cewnikowanie tętnic szyjnych, udowych, usznych i przyśrodkowych tętnic odpiszczelowych. Każda z tych technik ma zalety, takie jak łatwość dostępu do tętnicy usznej oraz wady, które obejmują głębokie rozwarstwienie tkanek w celu cewnikowania tętnicy szyjnej. Opisana alternatywna metoda cewnikowania tętnic u świń, cewnikowanie dystalnego aspektu tętnicy ramiennej, jest szybką procedurą, która wymaga stosunkowo minimalnego wycięcia tkanek i dostarcza informacji zgodnych z danymi zebranymi z innych miejsc cewnikowania tętnic. Procedura wykorzystuje dostęp przyśrodkowy wzdłuż ukośnej płaszczyzny dolnego ramienia, umieszczonej między ołkiem łokciowym a zginaczem stawu łokciowego, a podejście to pozwala naukowcom na główną zaletę nieskrępowanej swobody w przypadku procedur, które obejmują ogonowo-brzuszne, ogonowo-ogonowe kończyny grzbietu lub tylne kończyny świni. Ze względu na lokalizację górnej kończyny przedniej cewnikowanego naczynia i potencjalne wyzwania związane ze skuteczną homeostazą po usunięciu cewnika z tętnicy, technika ta może być ograniczona do procedur niezwiązanych z odzyskiwaniem.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Interwencja chirurgiczna jest stosowana w badaniach eksperymentalnych w celu opracowania modeli zwierzęcych, które wspomagają rozwój naukowy. Literatura naukowa jest pełna przykładów nowatorskich chirurgicznych modeli zwierzęcych1,2,3. Zabiegi chirurgiczne to złożony proces obejmujący nie tylko manipulację strukturami anatomicznymi, ale także skomplikowane interakcje fizjologiczne z różnymi lekami wymaganymi do znieczulenia i znieczulenia. To wzajemne oddziaływanie może wywołać poważne zmiany w procesach fizjologicznych w organizmie zwierzęcia i jako takie wymaga czujnego monitorowania zwierzęcia4. Klinicznie udane wyniki chirurgiczne są związane z pomiarami gazometrii krwi tętniczej i ciśnienia tętniczego krwi5. Te parametry kliniczne wymagają zdolności do pomiaru ciśnienia tętniczego krwi i skutecznego pobierania krwi tętniczej, co z kolei wymaga pomyślnego cewnikowania tętnicy6,7.

Cewnikowanie tętnicze w celu pobrania krwi tętniczej i pomiaru ciśnienia było stosowane u różnych gatunków zwierząt5,6,7,8,9,10,11,12,13,14,15,16,17,18,19,20,21 oraz u zwierząt w różnym wieku rozwoju19,20,21 i został skierowany zarówno do procedur odzyskiwania (klinicznych i diagnostycznych)4,5,6,7,8 jak i procedur niezwiązanych z odzyskiwaniem (eksperymentalnych)14,15,16,17,18. Co więcej, łatwość dostępu do tętnicy i lokalizacja tętnicy w kontekście zabiegu chirurgicznego są również ważnymi czynnikami przy wyborze tętnicy do pomiarów krwi tętniczej. Na przykład środkowa tętnica ogonowa u psów i tętnica twarzowa u koni, a także tętnica pedałowa zarówno u psów, jak i koni, są używane do pomiarów diagnostycznych i monitorowania podczas procedur rekonwalescencji6,7,8. W przeciwieństwie do tego, tętnice szyjne i udowe są często cewnikowane u świń w celu przeprowadzenia eksperymentów z implantacją cewnika, które nie prowadzą do wyzdrowienia lub długotrwałego wszczepienia cewnika14,15,18.

U świń cewnikowanie tętnicze w celu pomiaru ciśnienia krwi tętniczej lub pobierania krwi tętniczej rutynowo wykorzystywało tętnice szyjne, udowe, przyśrodkowe odpiszczelowe lub uszne22,23. W przypadku specjalistycznych procedur nierutynowych wykorzystano inne, bardziej nietypowe tętnice, w tym tętnicę podobojczykową i biodrową, do pomiaru anatomicznej krętości tętnicy ramiennej17 i zobrazowania aorty16, odpowiednio. Niezależnie od tego, która tętnica zostanie wybrana do cewnikowania, każda tętnica ma nieodłączne zalety i wady jej stosowania. Na przykład tętnica uszna jest anatomicznie łatwo dostępna, ale jej zastosowanie może być ograniczone do jej bliskiego sąsiedztwa żył brzeżnych ucha11,12. Dla porównania, tętnica szyjna jest stosunkowo duża i wytrzymała24, ale leży głęboko w bruździe szyjnej i wymaga znacznego rozwarstwienia tkanki25. W związku z tym uzasadnione jest zidentyfikowanie innej tętnicy, którą można cewnikować w celu pomiaru ciśnienia tętniczego i pobrania krwi tętniczej. Ten film i manuskrypt szczegółowo opisują cewnikowanie dystalnej tętnicy ramiennej u świń, technikę, która może być zastosowana do procedur bez rekonwalescencji. Warto zauważyć, że cewnikowanie tętnicy ramiennej świni zastosowano do pomiaru ciśnienia tętniczego krwi i parametrów gazometrii krwi tętniczej podczas operacji kręgosłupa lędźwiowego z pomiarami kończyn tylnych (dane z tej części operacji nie są prezentowane).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury na zwierzętach doświadczalnych opisane zarówno w filmie, jak i w rękopisie zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Alberty

1. Znieczulenie chirurgiczne i przygotowanie chirurgiczne świń.

  1. Premedykować 50 kg komercyjnych świń Landrace-Yorkshire domięśniowo koktajlem leków znieczulających zawierającym chlorowodorek ketaminy (22 mg/kg), chlorowodorek ksylazyny (2,2 mg/kg) i chlorowodorek glikopironianu (10 μg/kg).
  2. Ustaw cały sprzęt związany z monitorowaniem parametrów klinicznych na końcu stołu w pobliżu głowy świni. Upewnij się, że sprzęt nie będzie ograniczał dostępu do świni. Uzyskaj dokładny pomiar ciśnienia tętniczego krwi, umieszczając przetwornik ciśnienia w płaszczyźnie poziomej, na poziomie serca.
  3. Znieczulić świnie wdychanym gazem izofluranowym (4%-5% izofluranu w stężeniu 500-1000 ml/minO2) za pomocą maski na twarz o odpowiedniej wielkości. Uwidocznij struny głosowe za pomocą laryngoskopu weterynaryjnego (proste ostrze o długości 17-25 cm) i zastosuj miejscową 10% sterylizację lidokainy na struny głosowe, aby ograniczyć ryzyko skurczu krtani i niedrożności dróg oddechowych.
  4. Zaintubować świnie, wprowadzając rurkę dotchawiczą z mankietem (średnica wewnętrzna 9,0 mm (ID)) przez struny głosowe i utrzymywać znieczulenie gazem izofluranowym (0,5%-3,0% izofluranu w stężeniu 1000-2000 ml/minO2). Przewietrzyć świnię pod respiratorem mechanicznym (18-22 oddechy/min) i upewnić się, że cały przedawniony gaz znieczulający został usunięty i odprowadzony na zewnątrz sali operacyjnej. Oceń poziom znieczulenia na podstawie tonu szczęki oraz reakcji odruchu powiekowego i pedałowego.
    UWAGA: Podawać dożylnie mleczanowy roztwór Ringera (LRS, 10-50 ml/kg/h; patrz krok 1.6) w celu poprawy funkcji hemodynamicznej i zmniejszenia wywołanego znieczuleniem izofluranowym depresji układu sercowo-naczyniowego u świń26.
  5. Przymocuj pulsoksymetr do powierzchni błony śluzowej języka za pomocą taśmy medycznej, aby monitorować tętno i nasycenie natlenienia krwi obwodowej (SpO2). Włóż sondę temperatury na około 2-4 cm do jamy nosowej, aby monitorować temperaturę ciała. Umieść świnie na podgrzewanym stole, aby utrzymać normalną temperaturę ciała (38-40 °C) podczas zabiegu chirurgicznego.
  6. Zapewnij chirurgiczną sterylność dzięki odpowiedniemu przygotowaniu tkanek.
    1. Oczyść zewnętrzną powierzchnię ucha, aby przygotować się do cewnikowania żylnego, za pomocą 10% roztworu chirurgicznego do szorowania powidonu i jodu i pozostaw roztwór do wyschnięcia na powietrzu.
    2. Za pomocą cewnika dożylnego o masie 20 G, 1 cal należy cewnikować żyłę ucha brzeżnego w celu dostarczenia płynów dożylnych (LRS; 10-50 ml / kg / h) lub dodania innych środków znieczulających.
    3. W razie potrzeby należy zwiększyć znieczulenie i znieczulenie świń w przypadku zabiegów inwazyjnych z ciągłym dożylnym wlewem chlorowodorku remifentanylu (0,05-0,14 μg/kg/min).
  7. Umieść świnię w bocznej pozycji leżącej i delikatnie wyciągnij przednią nogę w odległości około 10-12 cm od łopatki. Przypnij włosy na powierzchni skóry przyśrodkowej części ramienia (górnej kończyny przedniej). Oznacz puls dystalnej tętnicy ramiennej metodą badania palpacyjnego.
    UWAGA: Charakterystyczne położenie tętnicy leży wzdłuż ukośnej płaszczyzny z ramiennikiem około 9 cm od olecranonu i 5 cm od strony zginacza stawu łokciowego. Tętnica ramienna przemieszcza się proksymalnie w kierunku ogonowej trzeciej części łopatki przechodzącej przez kość ramienną.
  8. Podobnie jak w kroku 1.6, należy zapewnić chirurgiczną sterylność dzięki odpowiedniemu przygotowaniu tkanek. Oczyść powierzchnię skóry 10% roztworem do peelingu chirurgicznego z jodowidonem i pozostaw roztwór do wyschnięcia na powietrzu. Ułóż miejsce cewnikowania tętnicy ramiennej czterema małymi jednorazowymi serwetami chirurgicznymi.

2. Wypreparowanie tkanek i cewnikowanie tętnicy ramiennej

  1. Wykonaj 6-centymetrowe nacięcie skóry ostrzem skalpela, aby odsłonić znajdującą się pod spodem tkankę. Tępo wypreparuj nożyczkami Metzenbauma wzdłuż przyśrodkowych powierzchni bicepsów ramienia, pogłębiając rozwarstwienie, aż do zidentyfikowania pulsującej tętnicy.
  2. Użyj bawełnianych wacików, aby delikatnie usunąć przydankę z tętnicy ramiennej, nerwu pośrodkowego i żyły ramiennej; struktur, które znajdują się w bliskiej odległości i w tej samej płaszczyźnie powięziowej. Wymagana jest delikatna sekcja, co ważne, zapewniająca minimalne uszkodzenie nerwu pośrodkowego podczas zabiegu. Tętnica ramienna leży około 2,0-2,5 cm pod skórą i jest przyśrodkowa do racobrachialis i boczna do tensora powięzi antyramiennej i pokrywa niewielki odcinek przyśrodkowej głowy mięśnia trójgłowego27,28.
    UWAGA: Umieść retraktor, aby nacięcie skóry było otwarte, umożliwiając łatwiejszy dostęp do tętnicy ramiennej. Umieść drugi zwijacz (opcjonalnie), aby jeszcze bardziej pomóc w ekspozycji naczynia.
  3. Zwilż wszystkie tkanki ciepłą solą fizjologiczną (37 °C) podczas całego rozwarstwienia, aby zachować lepszą integralność strukturalną i lepszą obsługę tkanek podczas zabiegu.
  4. Stwórz tunel pod tętnicą za pomocą kleszczy, a następnie przełóż trzy szwy poliglaktynowe 2-0 pod tętnicą. Celowo pozostaw końce tego szwu stosunkowo długie (3-4 cm), aby przymocować cewnik do tętnicy. Dodaj "luźną opaskę do szwów" umożliwiającą szybkie zamocowanie cewnika do pierwszych dwóch szwów, które są oddalone od siebie o 1,0 cm i znajdują się około 1,5-2,0 cm proksymalnie do trzeciego szwu dystalnego. Najpierw podwiązaj najbardziej dystalny szew, aby zamknąć tętnicę.
  5. Wprowadzić cewnik do żył obwodowych o masie 22 G, 1 cal do tętnicy, a następnie przesunąć cewnik (całkowicie do piasty cewnika) ze styletu do naczynia. Częściowo wyjmij trzyt z cewnika, aby uwidocznić krew tętniczą, zapewniając prawidłowe umieszczenie cewnika w naczyniu. Następnie mocno zabezpiecz cewnik w naczyniu, zawiązując środkowy szew. Zdejmij trzpień i szybko zakryj cewnik, aby zminimalizować krwawienie.
  6. Przepłukać nacięcie i cewnik ciepłą solą fizjologiczną (37 °C). Zawiąż najbardziej proksymalny szew i co ważne, upewnij się, że szew dystalny jest szczelnie przymocowany wokół piasty cewnika, ponieważ poprawia to stabilność cewnika i zmniejsza przypadkowe zsuwanie się cewnika z tętnicy (tj. podczas zmiany pozycji świni).
    UWAGA: Jeśli początkowe wprowadzenie cewnika do tętnicy nie powiedzie się lub naczynie zostanie uszkodzone, ponownie włóż cewnik do tętnicy w pozycji około 0,25 cm proksymalnie do początkowego miejsca wprowadzenia cewnika.
  7. Szybko podłącz do cewnika przedłużacz dożylny wypełniony LRS z podłączonym przetwornikiem ciśnienia tętniczego, a następnie przepłukaj miejsce operacyjne ciepłą solą fizjologiczną (37 °C), utrzymując wilgotne tkanki i oczyść krew, która rozlała się do otaczającej tkanki. Przepłukać cewnik solą fizjologiczną, aby zapewnić drożność cewnika i zapobiec tworzeniu się skrzepów krwi wzdłuż ściany cewnika.
    UWAGA: Sprawdź, czy nie ma awarii przewodu ciśnienia krwi tętniczej przetwornika (tj. nieszczelności), ustal linię bazową przetwornika, zerując pomiary monitora ciśnienia tętniczego i upewnij się, że tworzenie fal ciśnienia tętniczego krwi jest prawidłowe.
  8. Zapewnić ciągłą drożność cewnika, utrzymując port do płukania przedłużacza pod ciśnieniem powyżej 250 mmHg, z ciśnieniową torbą zaparzającą dostarczającą 3-5 ml/min LRS.
    1. Opcjonalnie: Umieść dwa szwy polipropylenowe 2-0 lub dwa poliglaktyny 2-0 wokół piasty cewnika lub piasty dożylnej linii przedłużającej, aby jeszcze bardziej poprawić stabilność cewnika w tętnicy.

3. Zamykanie tkanek i ułożenie ciała

  1. Zamknij warstwy mięśni prostym ciągłym wzorem szwów za pomocą szwu poliglaktynowego 2-0 na igle tnącej lub stożkowej i zamknij skórę w prostym przerywanym wzorze szwów za pomocą szwu polipropylenowego 2-0 na igle tnącej.
    UWAGA: Zamiennie można stosować szwy poliglaktynowe 2-0 lub polipropylenowe 2-0 do zamykania mięśni i skóry.
  2. Umieść świnię w pozycji leżącej brzusznej, obracając brzuch bocznej leżącej świni w kierunku stołu chirurgicznego. Lewostronna boczna leżąca świnia jest obracana w kierunku zgodnym z ruchem wskazówek zegara, podczas gdy prawostronna boczna leżąca świnia jest obracana w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara.
  3. Umieść cewnikowaną kończynę przednią pod kątem 40° do linii środkowej kręgosłupa świni. Takie ustawienie kończyn przednich generuje najlepszy przepływ krwi tętniczej i najdokładniejsze pomiary ciśnienia tętniczego krwi.

4. Monitorowanie parametrów klinicznych

  1. Mierz parametry hemodynamiczne i oddechowe, a także temperaturę podczas całego zabiegu anestezjologicznego i chirurgicznego za pomocą odpowiedniego sprzętu monitorującego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cewnikowanie tętnicy ramiennej pozwala na ciągłe monitorowanie ciśnienia tętniczego krwi i przerywane pobieranie próbek krwi tętniczej podczas długotrwałych zabiegów chirurgicznych u świń. Zmierzone parametry pobrano od siedmiu 50-kilogramowych świń komercyjnych Landrace-Yorkshire zgodnie z opisem. Całkowity czas potrzebny do cewnikowania tętnicy ramiennej wynosił 35,2 ± 4,4 minuty od początkowego punktu orientacyjnego tętnicy do ostatecznego zamknięcia nacięcia chirurgicznego (

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cewnikowanie tętnicze w celu pomiaru ciśnienia tętniczego krwi i pobierania próbek krwi do pomiarów gazometrii krwi tętniczej zostało ustalone u wielu gatunków zwierząt 5,6,7,8,9,10,11,12,13,14,15,16,17

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez grant Kanadyjskich Instytutów Badań nad Zdrowiem i Kanadyjskiej Fundacji Innowacji dla V. K. Mushahwara. A. Toossi był wspierany przez stypendium Vanier Canada Graduate Scholarship, Alberta Innovates - Health Solutions Graduate Scholarshipship oraz stypendium Queen Elizabeth II. V.K. Mushahwar jest kanadyjskim kierownikiem naukowym w dziedzinie przywracania funkcjonalnego. Chcielibyśmy podziękować Panu J. Stackowi z Moss Street Productions za pomoc w produkcji dźwięku oraz personelowi Surgical Medical Research Institute za pomoc w przeprowadzaniu zabiegów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,9% roztwór NaCl (soli fizjologicznej)EMRNJB1322P1 x 1 litr worek
10% lidokaina wsprayu AstraZenecaDIN:02039508 / 1 x  50 ml  butelka
10% Powidon-jodPurdue Pharma5212321 x butelka 500 ml 
20 ga 1-calowy angiocewnikBecton Dickinson3814331 x angiocewnik
2-0 szew poliglaktynowy (Vicryl)EthiconJ339H2-0 vicryl / 1 opakowanie szwu
2-0 szew polipropylenowy (Prolene) Ethicon8833H2-0 prolene / 1 opakowanie szwu
22 ga 1-calowy angiocewnikBecton Dickinson3814231 x angiocewnik
9 ID mm rurka dotchawiczaJorvetJ0835P1 x rurka dotchawicza
IV ArgonUrządzenia medyczne1124111 x ciśnienie tętnicze krwi Linia dożylna
Jednorazowe serwetyHalyard Sales LLC897314-8 x zasłony jednorazowe 
Chlorowodorek glikopironianu SandozDIN:02039508 / 1 x 20ml fiolka
IsofluraneAbbott Animal  Zdrowie05260-51 x butelka 250ml
Kleszcze Kelly-zakrzywione (14cm)Stevens162-7-388-10  instrumenty
Chlorowodorek ketaminyVetoquinolDIN:02374994 / 1 x fiolka 10ml
Lactated Ringer's SolutionHospira0409-7953-09Torba 4 x1 litr
Nożyczki MetzenbaumFine Science14518-18
Ostrze laryngoskopu MillerWelch Allyn68044182 mm długość  / 1 instrument
Sonda temperatury nosaSurgivetV34171 sonda
Sterowniki igiełStevens162-V98-422 instrumenty
Aplikatory końcówki QFisher Scientific22-037-96020-40  app
Chlorowodorek remifentanyluTEVADIN:0234432 / fiolka 1 mg
Doradca chirurgiczny: Monitor parametrów życiowychSurgivetV92031 monitor
Zwijacz WeitlaneraStevens162-11-602  2 retraktory
Chlorowodorek ksylazynyBayerDIN:02169606 1 x butelka 50ml
Ciśnienie tętnicze krwi

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Uwiera, R. R., et al. Plasmid DNA induces increased lymphocyte trafficking: a specific role for CpG motifs. Cellular Immunology. 214 (2), 155-164 (2001).
  2. Uwiera, R. R., Kastelic, J. P., Inglis, G. D. Catheterization of intestinal loops in ruminants. Journal of Visualized Experiments. (28), (2009).
  3. Uwiera, R. R., Mangat, R., Kelly, S., Uwiera, T. C., Proctor, S. D. Long-Term Catheterization of the Intestinal Lymph Trunk and Collection of Lymph in Neonatal Pigs. Journal of Visualized Experiments. (109), (2016).
  4. Wohlfender, D. H., et al. International online survey to assess current practice in equine anaesthesia. Equine Veterinary Journal. 47, 65-71 (2015).
  5. Dugdale, A. H., Taylor, P. M. Equine anaesthesia-associated mortality: where are we now? Veterinay Anaesthesia Analgesia. 43 (3), 242-255 (2016).
  6. McGrotty, Y., Brown, A. Blood gases, electrolytes and interpretation 1. Blood gases. In Practice. 35 (2), 59-65 (2013).
  7. Taylor, P. M. Techniques and clinical application of arterial blood pressure measurement in the horse. Equine Veterinary Journal. 13, 271-275 (1981).
  8. Trim, C. M., Hofmeister, E. H., Quandt, J. E., Shepard, M. K. A survey of the use of arterial catheters in anesthetized dogs and cats: 267 cases. Journal of Veterinary Emergency and Critical. 27, 89-95 (2017).
  9. Komine, H., Matsukawa, K., Tsuchimochi, H., Nakamoto, T., Murata, J. Sympathetic cholinergic nerve contributes to increased muscle blood flow at the onset of voluntary static exercise in conscious cats. American Journal of Physiology - Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 295 (4), R1251-R1262 (2008).
  10. Krista, L. M., Beckett, S. D., Branch, C. E., McDaniel, G. R., Patterson, R. M. Cardiovascular Responses in Turkeys as Affected by Diurnal Variation and Stressor. Poultry Science. (60), 462-468 (1981).
  11. Bass, L. M., Yu, D. Y., Cullen, L. K. Comparison of femoral and auricular arterial blood pressure monitoring in pigs. Veterinay Anaesthesia Analgesia. 36 (5), 457-463 (2009).
  12. Karnabatidis, D., Katsanos, K., Diamantopoulous, A., Kagadis, G. C., Siablis, D. Transauricular arterial or venous access for cardiovascular experimental protocols in animals. Journal of Vascular and Interventional Radiology. 17 (11 Pt 1), 1803-1811 (2006).
  13. Namba, K., Kawamura, Y., Higaki, A., Nemoto, S. Percutaneous medial saphenous artery approach for Swine central artery access. Journal of Investigative Surgery. 26 (6), 360-363 (2013).
  14. Hong, Y., et al. Feasibility of Selective Catheter-Directed Coronary Computed Tomography Angiography Using Ultralow-Dose Intracoronary Contrast Injection in a Swine Model. Investigative Radiology. (50), 449-455 (2015).
  15. Kumar, A., et al. Aortic root catheter-directed coronary CT angiography in swine: coronary enhancement with minimum volume of iodinated contrast material. American Journal of Roentgenology. (188), W415-W422 (2007).
  16. Park, J. H., et al. Safety and Efficacy of an Aortic Arch Stent Graft with Window-Shaped Fenestration for Supra-Aortic Arch Vessels: an Experimental Study in Swine. Korean Circulation Journal. 47 (2), 215-221 (2017).
  17. Carniato, S., Mehra, M., King, R. M., Wakhloo, A. K., Gounis, M. J. Porcine brachial artery tortuosity for in vivo evaluation of neuroendovascular devices. American Journal of Neuroradiology. 34 (4), E36-E38 (2013).
  18. Hannon, J. P., Bossone, C. A., Wade, C. E. Normal Physiological Values for Consious pigs used in Biomedical Research. Laboratory Animal Science. 40, 293-298 (1990).
  19. Nijland, M. J., Shankar, U., Iyer, V., Ross, M. G. Assessment of fetal scalp oxygen saturation determination in the sheep by transmission pulse oximetry. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 183 (6), 1549-1553 (2000).
  20. Yawno, T., et al. Human Amnion Epithelial Cells Protect Against White Matter Brain Injury After Repeated Endotoxin Exposure in the Preterm Ovine Fetus. Cell Transplantation. 26 (4), 541-553 (2017).
  21. Amaya, K. E., et al. Accelerated acidosis in response to variable fetal heart rate decelerations in chronically hypoxic ovine fetuses. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 214 (2), e270-e271 (2016).
  22. Malavasi, L. M. Swine. Anesthesia and Analgesia for Domestic Species. , 5, John Wiley & Sons Inc. New Jersey. (2015).
  23. Moon, P. F., Smith, L. J. General Anesthetic Techniques in Swine. Veterinary Clinics of North America: Food Animal Practice. 12 (3), 663-691 (1996).
  24. Caramoni, P. R. A., et al. Postangioplasty restenosis: a practical model in the porcine carotid artery. Brazilian Journal of Medical and Biological Research. (30), 1087-1091 (1997).
  25. Sisson, S. The Anatomy of the Domestic Animals. , 2, W. B. Saunders Company. Philadelphia. 636-638 (1930).
  26. Lundeed, A. B., Manohar, M., Parks, C. Systemic distribution of blood flow in swine while awake and during 1.0 and 1.5 MAC isoflurane anesthesia with or without 50% nitrous oxide. Anesthesia and Analgesia. 31, 499-512 (1983).
  27. Sisson, S. The Anatomy of the Domestic Animals. , 2, W. B. Saunders Company. Philadelphia. 302-304 (1930).
  28. Adin, C. A., Gregory, C. R., Adin, D. B., Cowgill, L. D., Kyles, A. E. Evaluation of three peripheral arteriovenous fistulas for hemodialysis access in dogs. Veterinary Surgery. 31 (5), 405-411 (2002).
  29. Gladczak, A. K., Shires, P. K., Stevens, K. A., Clymer, J. W. Comparison of indirect and direct blood pressure monitoring in normotensive swine. Research in Veterinary Science. 95 (2), 699-702 (2013).
  30. Wenzel, K., et al. Survey of Effects of Anesthesia Protocols on Hemodynamic Variables in Porcine Cardiopulmonary Resuscitation Laboratory Models Before Induction of Cardiac Arrest. Comparative Medicine. 50 (6), 644-648 (2000).
  31. Duval, J. D., Pang, J. M., Boysen, S. R., Caulkett, N. A. Cardiopulmonary Effects of a Partial Intravenous Anesthesia Technique for Laboratory Swine. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 57 (4), 376-381 (2018).
  32. Friendship, R. M., Lumsden, J. H., McMillan, I., Wilson, M. R. Hematology and Biochemistry Reference Values for Ontario Swine. Canadian Journal of Comparative Medicine. (48), 390-393 (1984).
  33. Kiorpes, A. L., MacWilliams, P. S., Schenkman, D. I., Bickstrom, L. R. Blood Gas and Hematological Changes in Experimental Peracute Porcine Pleuropneumonia. Canadian Journal of Veterinary Research. (54), 164-169 (1990).
  34. Klem, T. B., Bleken, E., Morberg, H., Thoresen, S. I., Framstad, T. Hematologic and biochemical reference intervals for Norwegian crossbreed grower pigs. Veterinary Clinical Pathology. 39 (2), 221-226 (2010).
  35. Sisson, S. The Anatomy of the Domestic Animals. , 2, W. B. Saunders Company. Philadelphia. 804-810 (1930).
  36. Lopes-Berkas, V. C., Jorgenso, M. A. Measurement of Peripheral Arterial Vasculature in Domestic Yorkshire Swine by Using Quantitative Vascular Angiograph. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 50 (5), 628-634 (2011).
  37. Geary, R. L., et al. Wound healing: A paradigm for lumen narrowing after arterial reconstruction. Journal of Vascular Surgery. (27), 96-108 (1998).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Kaniulacja t tnicy u wici nienie krwi t tniczejgazy krwi t tniczejt tnica ramienna dystalnapreparatyka tkanekwprowadzanie kaniuliprocedura chirurgicznamonitorowanie hemodynamicznechirurgia bez wybudzenia

Powiązane artykuły