Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Heterogeniczny model ksenoprzeszczepu raka trzustki uzyskany od pacjenta z wykorzystaniem larw danio pręgowanego jako gospodarzy do porównawczej oceny leków

8.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/59507

⸱

30 kwietnia 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biochemistry and Molecular Biology, Key Laboratory of Metabolism and Molecular Medicine, Ministry of Education, School of Basic Medical Sciences, Fudan University, 2National Human Genetic Resources Sharing Service Platform (2005DKA21300), 3Fudan University Shanghai Cancer Center, 4Department of Pancreatic Surgery, Fudan University Shanghai Cancer Center, 5Department of Oncology, Shanghai Medical College, Fudan University, 6Pancreatic Cancer Institute, Fudan University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół opisuje procedury optymalizacyjne w opartym na wirusie, dwufluorescencyjnie znakowanym modelem ksenoprzeszczepu guza, wykorzystującym larwy danio pręgowanego jako gospodarzy. Ten heterogeniczny model ksenoprzeszczepu naśladuje skład tkankowy mikrośrodowiska raka trzustki in vivo i służy jako bardziej precyzyjne narzędzie do oceny reakcji leków w spersonalizowanych modelach zPDX (ksenoprzeszczep pobrany od pacjentów z danio pręgowanego).

Streszczenie

Ksenoprzeszczep guza uzyskany od pacjenta (PDX) i ksenoprzeszczep guza pochodzenia komórkowego (CDX) są ważnymi technikami oceny przedklinicznej, wskazówek dotyczących leków i podstawowych badań nad rakiem. Generacje modeli PDX u myszy tradycyjnych gospodarzy są czasochłonne i działają tylko w przypadku niewielkiej części próbek. Ostatnio danio pręgowany PDX (zPDX) stał się unikalnym systemem gospodarzy, charakteryzującym się małą skalą i wysoką wydajnością. W tym miejscu opisujemy zoptymalizowaną metodologię generowania podwójnie znakowanego fluorescencyjnie modelu ksenoprzeszczepu guza do porównawczej oceny chemioterapii w modelach zPDX. Komórki nowotworowe i fibroblasty wzbogacono ze świeżo pobranej lub zamrożonej tkanki raka trzustki w różnych warunkach hodowli. Obie grupy komórek zostały oznaczone lentiwirusem wykazującym ekspresję zielonych lub czerwonych białek fluorescencyjnych, a także genem antyapoptozy BCL2L1. Transfekowane komórki zostały wstępnie wymieszane i wstrzyknięte do larw danio pręgowanego o wartości 2 dpf, które następnie wyhodowano w zmodyfikowanym podłożu E3 w temperaturze 32 °C. Modele ksenoprzeszczepów leczono lekami chemioterapeutycznymi i/lub inhibitorem BCL2L1, a żywotność zarówno komórek nowotworowych, jak i fibroblastów badano jednocześnie. Podsumowując, protokół ten pozwala naukowcom szybko wygenerować dużą liczbę modeli zPDX z heterogenicznym mikrośrodowiskiem guza i zapewnia dłuższe okno obserwacyjne oraz bardziej precyzyjną ocenę ilościową w ocenie skuteczności kandydatów na leki.

Wprowadzenie

Onkologia precyzyjna ma na celu znalezienie najkorzystniejszych strategii terapeutycznych dla poszczególnych pacjentów1. Obecnie w celu diagnozy i oceny potencjalnych wyborów terapeutycznych proponuje się liczne modele przedkliniczne, takie jak pierwotna hodowla in vitro, hodowla organoidów in vitro2 oraz ksenoprzeszczepy pochodzące od pacjenta (PDX) u myszy przed lub po hodowli organoidów3. Model PDX wygenerowany przez wstrzyknięcie ludzkich pierwotnych komórek nowotworowych myszom z obniżoną odpornością, jest jednym z najbardziej obiecujących narzędzi do spersonalizowanych badań przesiewowych leków w onkologii klinicznej3,4. W przeciwieństwie do hodowlanej linii komórkowej in vitro, modele PDX zwykle zachowują integralność i heterogeniczność środowiska guza in vivo, lepiej naśladując różnorodność i idiosynkratyczne cechy różnych pacjentów z nowotworem, a zatem mogą przewidywać potencjalny wynik medyczny pacjentów4. Jednak generowanie modeli PDX u myszy wymaga wysokiej jakości próbek od pacjentów i miesięcy czasu na zebranie wystarczającej liczby komórek i modeli do eksperymentów wielogrupowych, a skład komórkowy/genetyczny ksenoprzeszczepu może różnić się od tych z oryginalnej biopsji pacjenta. Wskaźnik sukcesu w tworzeniu modelu PDX myszy jest również niski, co utrudnia jego szerokie wdrożenie w praktyce klinicznej. W przypadku pacjentów z szybko postępującymi nowotworami, takimi jak rak trzustki, mogą nie być w stanie uzyskać cennych informacji z eksperymentów PDX na czas.

W ciągu ostatnich kilku lat stwierdzono, że danio pręgowany jest potencjalnym żywicielem nie tylko dla modeli CDX (ksenoprzeszczep nowotworu pochodzenia komórkowego), ale także dla modeli PDX5,6,7,8,9,10. Jako zwierzę modelowe kręgowców, danio pręgowany wykazuje wystarczające podobieństwa do ssaków zarówno pod względem genetyki, jak i fizjologii, z dwiema istotnymi zaletami: przezroczystością i małymi rozmiarami11. Danio pręgowany jest również bardzo płodny, a setki larw wsobnych można uzyskać w ciągu kilku dni z jednej pary dorosłych osobników12. W kilku badaniach wykorzystano danio pręgowanego do wygenerowania zarówno transgenicznych, jak i ksenoprzeszczepowych modeli chorób nowotworowych13,14. W porównaniu z ksenoprzeszczepami myszy, ksenoprzeszczepy danio pręgowanego umożliwiają śledzenie w rozdzielczości pojedynczej komórki. Pewna ilość ludzkich tkanek jest w stanie wygenerować setki modeli PDX danio pręgowanego (zPDX), podczas gdy może być wystarczająca tylko do wygenerowania kilku modeli PDX myszy15,16. Poza tym larwy danio pręgowanego przy 2-5 dpf rozwijają już kompletne układy krążenia i narządy metaboliczne, takie jak wątroba i nerki, ale nie układ odpornościowy17, podczas gdy pozostały woreczek żółtkowy jest naturalnym podłożem 3D, idealnym do badań przesiewowych leków, testów oporności na leki i obserwacji migracji guza6,18,19,20,21.

Z ostateczną próbą wykorzystania zPDX jako platformy przesiewowej/testowej do użytku klinicznego, tutaj opisujemy zoptymalizowaną propozycję modelu zPDX raka trzustki, który pozwala na ocenę kandydata na lek in vivo w krótkim czasie przy użyciu mniejszej liczby komórek przy niższych kosztach. W porównaniu z poprzednimi odniesieniami na temat zPDX6,9,10, wprowadziliśmy kilka optymalizacji, aby system był bardziej wykonalny i niezawodny w spersonalizowanej diagnostyce klinicznej: 1) wstępne sortowanie różnych grup komórek w pierwotnych tkankach nowotworowych i stabilizacja komórek pierwotnych na tydzień przed dalszymi eksperymentami; 2) znakowanie komórek ludzkich i zwiększanie żywotności komórek w ksenoprzeszczepie poprzez modyfikację genetyczną opartą na lentiwirusie; 3) optymalizacja stanu hodowli danio pręgowanego zarówno w suplementach diety (glukoza i glutamina), jak i w temperaturze; 4) ilościowe określenie odpowiedzi różnych typów komórek na leki w sposób porównawczy. Wprowadziliśmy również zmiany w roztworze do wstrzykiwań, dodając kilka materiałów uzupełniających. Podsumowując, ulepszenia te dają możliwość szybkiego wygenerowania bardziej przypominającego pacjenta ksenoprzeszczepu u gospodarzy danio pręgowanego, który może być wykorzystany jako wiarygodne narzędzie do oceny odpowiedzi potencjalnych leków.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury na zwierzętach zostały zatwierdzone i zgodne z wytycznymi Komitetu Etyki Zwierząt na Uniwersytecie Fudan, a wszystkie próbki raka trzustki zostały pobrane z Centrum Raka Uniwersytetu Fudan w Szanghaju. Uzyskano zgodę etyczną od Komisji Etycznej FUSCC i uzyskano pisemną świadomą zgodę od każdego pacjenta.

1. Przygotowanie sprzętu do mikroiniekcji

  1. Przygotowanie płytki iniekcyjnej.
    1. Przygotować 50 ml roztworu 1% agarozy rozpuszczonej w roztworze E3 (0,6 g/l soli akwariowej w wodzie podwójnie destylowanej + 0,01 mg/l błękitu metylenowego). Gotuj roztwór, aż agaroza się rozpuści.
    2. Wlej 50 ml roztworu agarozy na 10-centymetrową szalkę Petriego, a następnie umieść na powierzchni formę do utrwalania zarodków danio pręgowanego. Usuń pleśń, gdy roztwór agarozy zestala się.
    3. Dodać 20 ml roztworu E3 do płytki iniekcyjnej i utrzymywać w temperaturze 4 °C do długotrwałego przechowywania.
  2. Przygotowanie igieł do wstrzykiwań.
    1. Przeciągnij szklaną kapilę o średnicy 10 cm i wewnętrznym wymiarze 0,9 mm do dwóch igieł na ściągaczu igłowym.
    2. Użyj kleszczyków, aby przeciąć koniec igły, aby utworzyć otwór pod mikroskopem.

2. Przygotowanie zarodków do przeszczepu

  1. Umieść 1 do 2 par dorosłego danio pręgowanego w zbiorniku godowym w godzinach 19-21 i zbierz zapłodnione jaja około 8 rano następnego ranka.
  2. Przenieść zapłodnione jaja ze zbiornika do krycia na szalkę Petriego zawierającą 40 ml świeżego roztworu E3 i inkubować w temperaturze 28,5 °C.
  3. Po 8 godzinach inkubacji w roztworze E3 dodać 0,03% 1-fenylo-2-tiomocznika (PTU) do roztworu E3 w celu zahamowania pigmentacji. Inkubować zarodki w roztworze E3 z 0,03% PTU w temperaturze 28,5 °C do 48 hpf. Ten krok można pominąć, jeśli używasz wsobnego zmutowanego Caspera zepręgowanego.

3. Izolacja i hodowla pierwotnych komórek ludzkich ze świeżej próbki chirurgicznego raka trzustki lub zamrożonej tkanki

  1. Podczas operacji jamy brzusznej należy pobrać próbki ludzkiej tkanki raka trzustki o wielkości około 1cm3 i natychmiast przenieść tkankę do pożywki wzrostowej (DMEM z 10% płodową surowicą bydlęcą (FBS), 10 μM Y-27632, 100 μg/ml primocyny, 10 μg/ml dichlorowodorku putrescyny, 10 mM nikotynamidu i 1% penicyliny streptomycyny).
  2. Przenieś próbkę raka trzustki na szalkę Petriego i usuń otaczającą tkankę martwiczą, tkankę tłuszczową i tkankę łączną.
  3. Opłucz tkankę nowotworową 5-6 razy buforem fosforanowym (PBS) i pokrój tkankę na 1 mm3 kawałki za pomocą skalpeli.
  4. Przenieść rozdrobnione tkanki do 5 ml HBSS w probówce o pojemności 50 ml i dodać kolagenazę typu IV, hialuronidazę i DNazę I w końcowych stężeniach odpowiednio 200 jednostek/ml, 100 mg/l i 20 mg/l. Pipetować mieszaninę w górę i w dół, aby dobrze wymieszać.
  5. Mieszaninę inkubować w temperaturze 37 °C w inkubatorze z 5% dwutlenkiem węgla przez 15-20 minut. Pipetować mieszaninę w górę i w dół kilka razy co 5 minut.
  6. Dodać 7 ml DMEM do probówki i wirować przy 110 x g przez 5 minut w temperaturze 4 °C po zakończeniu trawienia.
  7. Zdekantować supernatant i ponownie zawiesić mieszaninę guzów w DMEM.
  8. Umieść mieszaninę na 6 cm szalce Petriego w 3 ml pełnej pożywki wzrostowej (DMEM z 10% FBS, 20 μg/ml insuliny, 100 ng/ml bFGF, 10 ng/mL EGF, 10 μM Y-27632, 100 μg/ml primocyny, 10 μg/ml dichlorowodorku putrescyny, 10 mM nikotynamidu, 1% penicyliny streptomycyny). Podziel komórki na dwie grupy.
  9. W grupie I dodać 100-krotny inhibitor fibroblastów raka trzustki do pożywki po 48 godzinach, aby usunąć przerośnięte fibroblasty, pozostawiając komórki rakowe jako główne typy komórek; W grupie II fibroblasty wyrastają z komórek rakowych w ciągu tygodnia.
  10. Hoduj obie grupy komórek przez 1-2 tygodnie w zależności od gęstości/czystości komórek i zmieniaj pożywkę co trzy dni. Oczekiwane typy komórek zarówno w grupie I, jak i II mogą zajmować ponad 98% proporcji w typowym udanym eksperymencie.

4. Znakowanie komórek oddzielnie za pomocą genu antyapoptozy BCL2L1 (BCL-XL) z ekspresją lentiwirusa i różnych białek fluorescencyjnych

  1. Produkcja lentiwirusa
    1. Płytka 3 x 106 komórek HEK 293T z kompletną pożywką DMEM (DMEM dostarczana z 10% FBS) w 10 cm szalkach i hodowla przez noc w temperaturze 37 °C w inkubatorze 5% dwutlenku węgla. Zastąp pożywkę 6 ml pożywki bez surowicy przed transfekcją.
    2. Przygotować roztwór A: 8 μg wektorów lentiwirusowych zawierających BCL2L1 (pCDH-EF1α-mKate2-E2A-BCL2L1-WPRE lub pCDH-EF1α-eGFP-E2A-BCL2L1-WPRE), 2,4 μg pVSVG, 4 μg pMDL(Gag/Pol), 1,6 μg pREV i DMEM bez surowicy w łącznej objętości 500 μL. Delikatnie odpipetować mieszaninę kilka razy i umieścić ją w temperaturze pokojowej na 5 minut.
    3. Przygotować roztwór B: 40 μl PEI (polietylenoiminy) w 460 μl surowicy DMEM. Umieść go w temperaturze pokojowej na 5 minut.
    4. Powoli dodawać roztwór B do roztworu A i pozostawić probówkę w temperaturze pokojowej na 30 minut.
    5. Dodać końcową mieszaninę do naczynia do hodowli komórkowej HEK 293T przygotowanego w kroku 4.1.1 i inkubować w temperaturze 37 °C w inkubatorze z 5% dwutlenkiem węgla. Po 12 godzinach dodać dodatkowe 5 ml kompletnej pożywki DMEM. Po 48 godzinach zebrać pożywkę zawierającą lentiwirusa.
    6. Przefiltrować supernatant za pomocą sterylnego filtra 0,45 μm, dodać supernatant do kolumny zatężającej, odwirować przy 6 000 x g przez 25-30 minut w temperaturze 4 °C. Podwielokrotności lentiwirusa po 100 μl na probówkę są wytwarzane i przechowywane w temperaturze -80 °C.
  2. Zakażenie komórek pierwotnych
    1. Wysiewaj komórki (grupa I i II), które mają być zakażone, na 12-dołkowej płytce o gęstości 30-40% i hoduj komórki przez noc w temperaturze 37 °C w inkubatorze z 5% dwutlenkiem węgla.
    2. Zastąp pożywkę 500 μl pożywki bez surowicy zawierającej 8 μg/ml polibrenu na 4 godziny. Następnie dodaj dodatkowe 100 μl lentiwirusa do pożywki (eGFP-E2A-BCL2L1 dla grupy I lub mKate2-E2A-BCL2L1 dla grupy II). Po 12 godzinach zastąpić pożywkę 1 ml kompletnego podłoża.
    3. Sprawdź markery fluorescencji po 48 godzinach.
    4. Zbierz zainfekowane komórki i wymieszaj je w stosunku 1:1 z końcowym stężeniem 106/ml.
    5. Odwirować komórki przy 110 x g przez 5 minut i ponownie zawiesić mieszaninę komórek w 50 μl roztworu do wstrzykiwań (pożywka 1640 z 10% FBS, 0,05% soli sodowej kwasu hialuronowego, 0,05% metylocelulozy).

5. Wstrzykiwanie zawiesiny mieszanych komórek do danio pręgowanego

  1. Dodać 10x roztwór trikainy do wody E3 w celu znieczulenia larw danio pręgowanego i przenieść larwy (z kroku 2.3) na płytkę iniekcyjną wypełnioną zmodyfikowanym E3 (E3 z 1 g/l glukozy i 5 mmol/l L-glutaminy).
  2. Wlać 25 μl zawiesiny z mieszanych komórek do igły do mikrokapilar i wprowadzić igłę do manipulatora do mikroiniekcji.
  3. Ustaw ciśnienie i czas wtrysku. Wstrzyknij 50-80 komórek (~ 8 nL) do woreczka żółtkowego 48 hpf danio pręgowanego.

6. Hodowla ksenoprzeszczepionego danio pręgowanego (model zPDX)

  1. Przenieść larwy danio pręgowanego po ksenoprzeszczepie do 40 ml roztworu mieszającego (roztwór E3 o stężeniu 1 g/l glukozy i 5 mmol/l L-glutaminy) w temperaturze 32 °C.

7. Podawanie leków na ksenoprzeszczepowanego danio pręgowanego i ocena żywotności komórek nowotworowych/fibroblastów

  1. Określenie optymalnego stężenia gemcytabiny/navitoclaxu.
    1. Umieść 10 zarodków danio pręgowanego typu dzikiego w temperaturze 48 hpf w każdym dołku 12-dołkowej płytki.
    2. Dodać różne stężenia gemcytabiny lub navitoklaksu do każdego dołka i inkubować w temperaturze 32 °C przez dwa dni.
    3. Po 2 dniach należy obliczyć maksymalną dawkę tolerancji (MTD) gemcytabiny i navitoklaksu, przy której larwy danio pręgowanego nie wykazują znacznych wad rozwojowych i nieprawidłowego zachowania, a stężenia robocze ustala się poniżej MTD.
  2. Leczenie modeli zPDX gemcytabiną/nawitolaksem.
    1. Umieść 10 ksenoprzeszczepionych larw w każdym dołku 12-dołkowej płytki.
    2. Podzielić larwy na cztery grupy, grupę kontrolną traktować E3 zawierającym 0,1% DMSO, a pozostałe grupy traktować 5 μg/ml gemcytabiny i/lub 50 μM nawitoklaksu i inkubować w temperaturze 32 °C przez dwa dni.
  3. Ocena żywotności komórek i składu komórkowego w modelach zPDX.
    1. Po leczeniu znieczulić ksenoprzeszczepione larwy i umieścić je w 3% metylocelulozie.
    2. Zobrazuj larwy z widoku bocznego za pomocą mikroskopu fluorescencyjnego lub mikroskopu konfokalnego.
    3. Określ ilościowo intensywność sygnałów czerwonej i zielonej fluorescencji za pomocą oprogramowania ImageJ i GraphPad.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Schematyczny opis procedury przedstawiono na Rysunku 1. W skrócie, komórki z pierwotnej tkanki nowotworowej zasiano w medium kompletnym po trawieniu, z dodatkiem lub bez dodatku inhibitorów fibroblastów raka trzustki. Komórki nowotworowe i fibroblasty wzbogacono jako dwie odrębne populacje; w przypadku braku inhibitorów dominowały fibroblasty, natomiast po dodaniu inhibitorów przeważał wzrost komórek nowotworowych (Rysunek 2). Sk...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Zarówno modele PDX, jak i CDX są kluczowymi platformami w dziedzinie biologii nowotworów22, a kluczowym krokiem udanego przeszczepu międzygatunkowego jest poprawa przeżywalności ksenoprzeszczepu. Ostatnio niektóre badania wykazały, że przejściowa ekspresja BCL2L1 (BCL-XL) lub BCL2 może znacznie poprawić żywotność ludzkich embrionalnych komórek macierzystych u gospodarzy myszy, nie wpływając na tożsamość i losy komórek 23,24,25.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Nie ujawniono żadnych potencjalnych konfliktów interesów.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez National Natural Science Foundation of China 81402582, Natural Science Foundation of Shanghai 12DZ2295100, 14YF1400600 i 18ZR1404500

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
DMEMGIBCOC11995500BT
FBSHyclonesv30087.03
Y-27632CliniscienceY0503Inhibitor kinazy Rho
Primocininvivogenant-pm-1antybiotyk do pierwotnych hodowli komórkowych
Dichlorowodorek putrescynySigmaP5780
NikotynamidSigmaN3376
Penicylina streptomycynaGIBCO15140122.00
Bufor fosforanowy (PBS)GIBCOC10010500CP
HBSSGIBCO14170112.00
Kolagenaza typu IVGIBCO17104019.00
HialuronidazaSigmaH3884
Dnaza ISigmaD5025
InsulinaSigmaI9278
b-FGFGIBCOPHG0264
EGFGIBCOPHG0314
Inhibitor fibroblastów raka trzustkiCHI ScientificFibrOUT
0,45 μ m sterylny filtrMilliporeSLHV033RB
Kolumna stężeniowaMilliporeMillipore UFC910008Koncentrat wirusa
PolybreneSigmaH9268
Kwas hialuronowy Sól sodowaSigmaH7630
L-glutaminaGIBCO21051024.00
Gemcytabina Gemzan
MetylocelulozaSigmaM0262
Navitoclax(ABT-263)Inhibitor SelleckS1001Bcl-xL
Sprzęt
MikrowtryskiwaczNARISHIGE
Mikroskop stereoskopowyOLYMPUSMVX10
LEICASP80,00

Bibliografia

  1. Collins, D. C., Sundar, R., Lim, J. S. J., Yap, T. A. Towards Precision Medicine in the Clinic: From Biomarker Discovery to Novel Therapeutics. Trends in Pharmacological Sciences. 38 (1), 25-40 (2017).
  2. Huang, L., et al. Ductal pancreatic cancer modeling and drug screening using human pluripotent stem cell- and patient-derived tumor organoids. Nature Medicine. 21 (11), 1364-1371 (2015).
  3. Pauli, C., et al. Personalized In Vitro and In Vivo Cancer Models to Guide Precision Medicine. Cancer Discovery. 7 (5), 462-477 (2017).
  4. Hidalgo, M., et al. Patient-derived xenograft models: an emerging platform for translational cancer research. Cancer Discovery. 4 (9), 998-1013 (2014).
  5. Jung, J., Seol, H. S., Chang, S. The Generation and Application of Patient-Derived Xenograft Model for Cancer Research. Cancer Research and Treatment. 50 (1), 1-10 (2018).
  6. Fior, R., et al. Single-cell functional and chemosensitive profiling of combinatorial colorectal therapy in zebrafish xenografts. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (39), E8234-E8243 (2017).
  7. Chen, L., et al. A zebrafish xenograft model for studying human cancer stem cells in distant metastasis and therapy response. Methods in Cell Biology. 138, 471-496 (2017).
  8. Gaudenzi, G., et al. Patient-derived xenograft in zebrafish embryos: a new platform for translational research in neuroendocrine tumors. Endocrine. 57 (2), 214-219 (2017).
  9. Lee, J. Y., Mazumder, A., Diederich, M. Preclinical Assessment of the Bioactivity of the Anticancer Coumarin OT48 by Spheroids, Colony Formation Assays, and Zebrafish Xenografts. Journal of Visualized Experiment. (136), (2018).
  10. Zhang, M., et al. Adipocyte-Derived Lipids Mediate Melanoma Progression via FATP Proteins. Cancer Discovery. 8 (8), 1006-1025 (2018).
  11. Howe, K., et al. The zebrafish reference genome sequence and its relationship to the human genome. Nature. 496 (7446), 498-503 (2013).
  12. Lieschke, G. J., Currie, P. D. Animal models of human disease: zebrafish swim into view. Nature Reviews: Genetics. 8 (5), 353-367 (2007).
  13. Guo, M., et al. U0126 inhibits pancreatic cancer progression via the KRAS signaling pathway in a zebrafish xenotransplantation model. Oncology Reports. 34 (2), 699-706 (2015).
  14. Yao, Y., et al. Canonical Wnt Signaling Remodels Lipid Metabolism in Zebrafish Hepatocytes following Ras Oncogenic Insult. Cancer Research. 78 (19), 5548-5560 (2018).
  15. Veinotte, C. J., Dellaire, G., Berman, J. N. Hooking the big one: the potential of zebrafish xenotransplantation to reform cancer drug screening in the genomic era. Disease Models & Mechanisms. 7 (7), 745-754 (2014).
  16. Zon, L. I., Peterson, R. The new age of chemical screening in zebrafish. Zebrafish. 7 (1), 1(2010).
  17. Lam, S. H., Chua, H. L., Gong, Z., Lam, T. J., Sin, Y. M. Development and maturation of the immune system in zebrafish, Danio rerio: a gene expression profiling, in situ hybridization and immunological study. Developmental & Comparative Immunology. 28 (1), 9-28 (2004).
  18. Mercatali, L., et al. Development of a Patient-Derived Xenograft (PDX) of Breast Cancer Bone Metastasis in a Zebrafish Model. International Journal of Molecular Sciences. 17 (8), (2016).
  19. Wu, J. Q., et al. Patient-derived xenograft in zebrafish embryos: a new platform for translational research in gastric cancer. Journal of Experimental and Clinical Cancer Research. 36 (1), 160(2017).
  20. Tulotta, C., et al. Imaging Cancer Angiogenesis and Metastasis in a Zebrafish Embryo Model. Advances in Experimental Medicine and Biology. 916, 239-263 (2016).
  21. Yao, Y., et al. Screening in larval zebrafish reveals tissue-specific distributions of fifteen fluorescent compounds. Disease Model& Mechanisms. , 028811(2017).
  22. Tentler, J. J., et al. Patient-derived tumour xenografts as models for oncology drug development. Nature Reviews: Clinical Oncology. 9 (6), 338-350 (2012).
  23. Charo, J., et al. Bcl-2 overexpression enhances tumor-specific T-cell survival. Cancer Research. 65 (5), 2001-2008 (2005).
  24. Wang, X., et al. Human embryonic stem cells contribute to embryonic and extraembryonic lineages in mouse embryos upon inhibition of apoptosis. Cell Research. 28 (1), 126-129 (2018).
  25. Boise, L. H., et al. bcl-x, a bcl-2-related gene that functions as a dominant regulator of apoptotic cell death. Cell. 74 (4), 597-608 (1993).
  26. Moore, J. C., et al. Single-cell imaging of normal and malignant cell engraftment into optically clear prkdc-null SCID zebrafish. Journal of Experimental Medicine. 213 (12), 2575-2589 (2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Model ksenoprzeszczepu u danio pręgowanegomodel PDX raka trzustkifluorescencyjne znakowanie komórektransfekcja lentiwiruseminiekcja larw danio pręgowanegoocena leków chemioterapeutycznychanaliza mikrośrodowiska nowotworowegokwantyfikacja fluorescencjipomiar żywotności komórekpersonalizowana medycyna onkologiczna
Heterogeniczny model ksenoprzeszczepu raka trzustki uzyskany od pacjenta z wykorzystaniem larw danio pręgowanego jako gospodarzy do porównawczej oceny leków
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.