Artykuł metodologiczny

Mikroelektrody z włókna węglowego modyfikowane nanocząstkami złota dla lepszej detekcji neurochemicznej

DOI:

10.3791/59552

⸱

13 maja 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Chemistry, American University, 2Center for Behavioral Neuroscience, American University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym badaniu modyfikujemy mikroelektrody z włókna węglowego za pomocą nanocząsteczek złota, aby zwiększyć czułość wykrywania neuroprzekaźników.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przez ponad 30 lat, mikroelektrody z włókna węglowego (CFME) były standardem wykrywania neuroprzekaźników. Ogólnie rzecz biorąc, włókna węglowe są zasysane do szklanych kapilarn, ciągnięte do drobnego stożka, a następnie uszczelniane za pomocą żywicy epoksydowej w celu wytworzenia materiałów elektrodowych, które są używane do szybkich testów cyklicznej woltamperometrii skanowania. Stosowanie gołych CFME ma jednak kilka ograniczeń. Przede wszystkim włókno węglowe zawiera głównie węgiel płaski, który ma stosunkowo niską powierzchnię i daje niższą czułość niż inne nanomateriały. Ponadto węgiel grafitowy jest ograniczony przez swoją rozdzielczość czasową i stosunkowo niską przewodność. Wreszcie, wiadomo, że neurochemikalia i makrocząsteczki zanieczyszczają powierzchnię elektrod węglowych, gdzie tworzą nieprzewodzące polimery, które blokują dalszą adsorpcję neuroprzekaźników. W tym badaniu modyfikujemy CFME za pomocą nanocząstek złota, aby usprawnić testy neurochemiczne za pomocą szybkiej woltamperometrii cyklicznej. Au3+ został zdeponowany elektrolitycznie lub pokryty zanurzeniem z roztworu koloidalnego na powierzchni CFME. Ponieważ złoto jest stabilnym i stosunkowo obojętnym metalem, jest idealnym materiałem elektrodowym do pomiarów analitycznych neurochemikaliów. Modyfikowane nanocząstkami złota (AuNP-CFMEs) charakteryzowały się stabilnością odpowiedzi na dopaminę przez ponad 4 godziny. Ponadto AuNP-CFME wykazują zwiększoną czułość (wyższy szczytowy prąd utleniania cyklicznych woltammogramów) i szybszą kinetykę transferu elektronów (niższy ΔEP lub separacja pików) niż gołe niezmodyfikowane CFME. Opracowanie AuNP-CFME pozwoli na stworzenie nowatorskich czujników elektrochemicznych do wykrywania szybkich zmian stężenia dopaminy i innych substancji neurochemicznych przy niższych granicach wykrywalności. Praca ta ma szerokie zastosowanie w ulepszaniu pomiarów neurochemicznych. Wytwarzanie CFME modyfikowanych nanocząstkami złota będzie miało kluczowe znaczenie dla rozwoju nowych czujników elektrodowych do wykrywania neuroprzekaźników in vivo u gryzoni i innych modeli do badania neurochemicznych skutków nadużywania narkotyków, depresji, udaru, niedokrwienia i innych stanów behawioralnych i chorobowych.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mikroelektrody z włókna węglowego (CFMEs)1 najlepiej sprawdzają się jako biosensory do wykrywania utleniania kilku kluczowych neuroprzekaźników2, w tym dopaminy3, noradrenalina4, serotonina5, adenozyna6, histamina7, i inne8. Biokompatybilność i rozmiar włókien węglowych sprawiają, że są one optymalne do implantacji, ponieważ w porównaniu z większymi standardowymi elektrodami dochodzi do złagodzenia uszkodzeń tkanek. 9 CFME są znane z użytecznych właściwości elektrochemicznych i są zdolne do wykonywania szybkich pomiarów, gdy są używane z szybkimi technikami elektrochemicznymi, najczęściej fast-scan cyclic voltampermeter (FSCV)10,11. FSCV to technika, która szybko skanuje zastosowany potencjał i zapewnia specyficzny cykliczny woltammogram dla określonych analitów12,13. Duży prąd ładowania wytwarzany przez szybkie skanowanie jest stabilny na włóknach węglowych i może być odejmowany w tle w celu uzyskania określonych cyklicznych woltammogramów.

Ze względu na swoją optymalną elektrochemię i znaczenie neurobiologiczne, dopamina była szeroko badana. Dopamina katecholamina jest niezbędnym przekaźnikiem chemicznym, który odgrywa kluczową rolę w kontroli ruchu, pamięci, funkcji poznawczych i emocji w układzie nerwowym. Nadmiar lub niedobór dopaminy może powodować liczne zakłócenia neurologiczne i psychologiczne; wśród nich są choroba Parkinsona, schizofrenia i zachowania uzależniające. Obecnie choroba Parkinsona jest nadal powszechnym zaburzeniem spowodowanym zwyrodnieniem neuronów śródmózgowia zaangażowanych w syntezę dopaminy14. Objawy choroby Parkinsona obejmują drżenie, spowolnienie ruchów, sztywność i problemy z utrzymaniem równowagi. Z drugiej strony, stymulanty takie jak kokaina15 i amfetamina16,17 sprzyjają nadmiarowi dopaminy. Nadużywanie narkotyków ostatecznie zastępuje regularny przepływ dopaminy i sprawia, że mózg potrzebuje nadwyżki dopaminy, co ostatecznie prowadzi do zachowań uzależniających.

W ostatnich latach położono nacisk na poprawę funkcjonalności elektrod w wykrywaniu neuroprzekaźników18. Najbardziej rozpowszechnioną metodą zwiększania czułości elektrody jest powlekanie powierzchni włókna. Co zaskakujące, przeprowadzono ograniczone badania nad elektroosadzaniem nanocząstek metali na włóknach węglowych19. Nanocząstki metali szlachetnych, takie jak złoto, mogą być osadzane elektrolitycznie na powierzchni włókna wraz z innymi materiałami funkcjonalnymi20. Na przykład zwiększenie powierzchni elektroaktywnej, aby zaszła adsorpcja neuroprzekaźników. Nanocząstki metalu osadzane elektrolitycznie tworzą się szybko, mogą być oczyszczane i przylegają do włókna węglowego. Elektrochemia nadal ma znaczenie zarówno dla osadzania nanocząstek metali szlachetnych, jak i wzmacniania powierzchni włókien węglowych, ponieważ pozwala na kontrolę zarodkowania i wzrostu tych nanocząstek. Wreszcie, zwiększona charakterystyka katalityczna i przewodząca oraz ulepszony transport masy to między innymi zalety wykorzystania nanocząstek metali do elektroanalizy.

Zaawansowany kurs sekwencyjny laboratoryjny Uniwersytetu Amerykańskiego (Eksperymentalna Chemia Biologiczna I i II CHEM 471/671-472/672) jest połączeniem laboratoriów analitycznych, fizycznych i biochemicznych. Pierwszy semestr to przegląd technik laboratoryjnych. Drugi semestr to projekt badawczy prowadzony przez studentów21. W ramach tych projektów studenci wcześniej badali mechanizm syntezy nanocząsteczek złota za pomocą biomolekuł, białek, peptydów i aminokwasów22,23. Nowsze prace koncentrowały się na tworzeniu produkcji nanocząstek złota (AuNP) na powierzchniach elektrod oraz na ocenie wpływu AuNPs na zdolność CFME do wykrywania neuroprzekaźników. W niniejszej pracy laboratorium zastosowało tę technikę, aby wykazać, że czułość CFME w wykrywaniu utleniania dopaminy jest zwiększona poprzez elektroosadzanie AuNP na powierzchni włókna. Każdy bare-CFME charakteryzuje się różną szybkością skanowania, stabilnością i stężeniem dopaminy podczas wykrywania prądów oksydacyjnych dopaminy w celu pomiaru utleniania dopaminy na powierzchni CFME. Au3+ został następnie zredukowany elektrolitycznie do Au0 i jednocześnie zdeponowany elektrolitycznie na powierzchni włókna w postaci nanocząstek, po czym przeprowadzono serię eksperymentów charakteryzujących. Po bezpośrednim porównaniu stwierdzono, że AuNP-CFME mają wyższą czułość wykrywania dopaminy. Równomierne pokrycie AuNP na powierzchni włókna za pomocą elektroosadzania zapewnia większą powierzchnię elektroaktywną; zwiększając w ten sposób adsorpcję dopaminy na zmodyfikowanej powierzchni elektrody. Prowadziło to do wyższych prądów oksydacyjnych dopaminy. Potencjalna separacja pików utleniania i redukcji dopaminy (∆Ep) AuNP-CFME była również mniejsza, co sugeruje szybszą kinetykę transferu elektronów. Przyszłe prace w ramach tego badania obejmują testowanie in vivo zarówno gołych, jak i AuNP-CFME w celu wykrycia dopaminy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Budowa mikroelektrod z włókna węglowego

  1. Przygotowanie włókien węglowych
    1. Aby stworzyć mikroelektrody z włókna węglowego, najpierw oddziel włókna węglowe (włókno węglowe o średnicy 7 μm) jeden po drugim za pomocą rąk, rękawiczek i szpatułki.
    2. Pociągnij lub szarpnij jedno włókno ze skręconej przędzy.
    3. Zassać izolowane włókno węglowe do szklanej kapilary (jednolufowe borokrzemianowe szkło kapilarne bez mikrofilamentu, średnica zewnętrzna 1,2 mm, średnica wewnętrzna 0,68 mm).
    4. Utwórz uchwyt elektrod na elektrody, wycinając kawałek tektury o długości około 10 cm i szerokości 25 cm.
  2. Pociągnij elektrody za pomocą pionowego ściągacza kapilary.
  3. Otwórz drzwi przesuwne pionowego ściągacza kapilarnego.
  4. Poluzuj i wyjmij metalowy pręt uchwytu, obracając uchwyt wiertarski w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara, zapewniając wystarczająco dużo miejsca, aby włożyć szklaną kapilarę.
  5. Włóż szklaną kapilarnę do uchwytu elektrody. Podnieś szklaną kapilarnę do górnej części pionowej kapilary ręcznie.
  6. Dokręć szklaną kapilarnę za pomocą uchwytów wiertarskich zgodnie z ruchem wskazówek zegara, nie łamiąc ani nie rozbijając szklanych kapilarn.
  7. Dostosuj ustawienia grzałki 1, grzałki 2 i magnesu do poziomów sugerowanych przez producenta, aby przyciągnąć szklane kapilary do drobnego stożka dla materiałów elektrodowych.
  8. Naciśnij czerwony przycisk start, aby podgrzać zwiniętą cewkę i wyciągnąć elektrody za pomocą ciśnienia, grawitacji i ogrzewania.
  9. Pozwól zwiniętej wężownicy ostygnąć ze stanu rozgrzanego do czerwoności. Przetnij włókno węglowe nożyczkami łączącymi dwie ciągnięte elektrody od góry do dołu. Użyj metody wiertarsko-wiertarskiej, aby usunąć szklaną kapilę z pionowego ściągacza kapilary, przekręcając ją w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara.

2. Przygotowanie mikroelektrod z włókna węglowego

  1. Pod stereoskopem lub mikroskopem przyciąć włókno węglowe wystające z powierzchni szklanej kapilary za pomocą nożyczek chirurgicznych lub ostrej żyletki do długości około 100 –150 μm.
  2. Przygotuj roztwór żywicy epoksydowej, mieszając 10 g żywicy epoksydowej z 0,2 ml utwardzacza w fiolce o pojemności 25 ml za pomocą bawełnianego wacika.
  3. Zanurz tylko końcówkę każdej elektrody w roztworze żywicy epoksydowej i utwardzacza na około 15 sekund.
  4. Zanurz wspomnianą wcześniej górną część mikroelektrody z włókna węglowego w acetonie na około 3 sekundy, aby zmyć nadmiar żywicy epoksydowej z cylindra mikroelektrody z włókna węglowego.

3. Elektrodepozycja

  1. Umieścić elektrodę roboczą (mikroelektrodę z włókna węglowego) w roztworze 0,5 mM HAuCl4 oprócz elektrody odniesienia, chlorku srebra (Ag/AgCl) za pomocą mikromanipulatora.
  2. Podłącz elektrodę roboczą i elektrodę odniesienia do potencjostatu i głowicy.
  3. Otwórz oprogramowanie UNC HDCV. Zmień ustawienia w oprogramowaniu, aby zastosować przebieg. Wprowadź następujący przebieg do ustawień komputera: skanuj od 0,2 V do -1,0 V w 0,1 M roztworze KCl zawierającym 0,5 mM HAuCl4 z szybkością skanowania 50 mV/s przez 10 cykli. Naciśnij zieloną strzałkę, aby zastosować przebieg. Następnie naciśnij przycisk start, aby rozpocząć rejestrowanie pomiarów.

4. Skaningowa mikroskopia elektronowa

UWAGA: Obraz gołych i modyfikowanych nanocząstkami złota mikroelektrod z włókna węglowego za pomocą instrumentu skaningowej mikroskopii elektronowej (SEM). Załaduj próbkę na czarną taśmę przewodzącą i postępuj zgodnie z instrukcjami opisanymi przez producenta.

  1. Włączanie instrumentu
    1. Przekręć kluczyk na START i zwolnij.
    2. Otwórz oprogramowanie InTouchScope, klikając je dwukrotnie.
    3. Zwolnij. Powinien sam wylądować na symbolu I.
    4. Poczekaj, aż przycisk EVAC przestanie migać.
    5. Gdy przycisk EVAC przestanie migać, naciśnij przycisk VENT.
    6. Poczekaj, aż przycisk VENT przestanie migać.
    7. Upewnij się, że odległość robocza (WD) wynosi 20 mm – 30 mm.
    8. Czekając, przygotuj próbkę (próbki).
  2. Skanowanie
    1. Gdy przycisk VENT przestanie migać, załaduj próbkę (próbki) do urządzenia.
    2. Upewnij się, że zakrzywiona część uchwytu próbki jest skierowana w stronę przyrządu podczas ładowania próbki.
    3. Naciśnij przycisk EVAC po załadowaniu próbki (próbek).
    4. Dostosuj odległość roboczą do 10 mm.
    5. Gdy przycisk EVAC przestanie migać, włącz komputer.
    6. Kliknij oprogramowanie In Touch Scope, znajdujące się na pulpicie. Istnieją dwa programy In Touch Scope, kliknij na to bez zielonego i żółtego kółka.
    7. Po otwarciu oprogramowania kliknij OBSERWUJ (w prawym górnym rogu ekranu), aby włączyć wiązkę. Upewnij się, że przycisk EVAC przestał migać przed kliknięciem OBSERWUJ.
    8. Rozpocznij analizowanie próbek.
    9. Upewnij się, że ustawienia napięcia, odległości roboczej (WD) i prądu sondy (PC) są akceptowalne.
    10. Pomniejsz (~50X), aby uzyskać wyższe ustawienie i powiększ, aby uzyskać niższe ustawienie.
    11. Ustaw odległość roboczą na 10 mm.
    12. Przed zrobieniem zdjęcia próbki (próbek) upewnij się, że zdjęcie zostanie zapisane w żądanym folderze docelowym.
    13. Aby wybrać żądany folder, kliknij ustawienia (w lewym górnym rogu ekranu).
    14. Wyeksportuj zdjęcia z komputera za pomocą dysku flash.
  3. Wyłączenie
    1. Kliknij OBSERWUJ, aby wyłączyć wiązkę.
    2. Naciśnij przycisk VENT i poczekaj, aż przestanie migać.
    3. Czekając, aż przycisk VENT przestanie migać, ustaw odległość roboczą z powrotem na 20 mm – 30 mm.
    4. Gdy przycisk VENT przestanie migać, wyjmij próbkę (próbki) z urządzenia.
    5. Naciśnij przycisk EVAC i poczekaj, aż przestanie migać.
    6. Gdy przycisk EVAC przestanie migać, wyjdź z oprogramowania i wyłącz komputer.
    7. Przekręć kluczyk na symbol O, aby całkowicie wyłączyć instrument.

5. Szybkie skanowanie cyklicznego testowania woltamperometrii

  1. Podłącz mikroelektrodę z włókna węglowego do potencjostatu i głowicy wraz z elektrodą referencyjną Ag/AgCl.
  2. Za pomocą mikromanipulatora opuść mikroelektrodę z włókna węglowego do studzienki przepływowej, ręcznie regulując pokrętła pomiarowe X, Y i Z.
  3. Przygotować roztwór buforowy w wodzie DI (131,5 mM NaCl, 3,25 mM KCl, 1,2 mM CaCl2, 1,25 mM NaH2PO4, 1,2 mM MgCl2 i 2,0 mM Na2SO4 o pH dostosowanym do 7,4).
  4. Napełnić komorę przepływową buforem soli fizjologicznej buforowanym fosforanami (PBS) (pH = 7,4).
  5. Używając napełnionej strzykawki z buforem o pojemności 60 ml, wstrzyknąć bufor PBS do komory przepływowej w ilości około 1 ml/min.
  6. Umieść elektrodę w komorze przepływowej i zastosuj przebieg, naciskając zielony przycisk. Obserwuj oscyloskop i albo odetnij elektrodę, albo wyreguluj wzmocnienie, aby zapobiec przeciążeniu. Odczekaj około 10 minut równowagi między każdym biegiem elektrody.
  7. Ustaw domyślny przebieg na przebieg dopaminy. Skanowanie od – 0,4 V do 1,3 V przy 10 Hz i 400 V/s.
  8. Przygotuj roztwór podstawowy 10 mM dopaminy, serotoniny, noradrenaliny i innych w kwasie nadchlorowym. Rozcieńczyć neurochemikalia do końcowego stężenia 1 μM w buforze, pipetując 1 μM podstawowego roztworu dopaminy w 10 ml buforu PBS za pomocą pipety.
  9. Aby rozpocząć pomiary, naciśnij przycisk nagrywania. Po 10 s wstrzyknij 0,2 ml 1 μM dopaminy do komórki przepływowej lub dowolnego innego stężenia neuroprzekaźnika. Dostosuj odpowiednio stężenie, szybkość skanowania, przebieg (potencjał podtrzymania lub potencjał przełączania). Ustaw całkowity czas pracy na 30 s.
  10. Przeanalizuj przebieg za pomocą oprogramowania do analizy HDCV. W razie potrzeby zmień parametry.
  11. Po zakończeniu eksperymentu oczyść komorę przepływową, wstrzykując 3 ml wody, a następnie powietrze do bufora i portów iniekcyjnych komory przepływowej trzy razy każdy.
  12. Wyłącz przebieg i instrument.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dla Rysunek 1, pokazujemy schemat, na którym testy FSCV są wykorzystywane do pomiaru stężenia neuroprzekaźników in vitro. Rysunek 1 przedstawia zastosowany przebieg dopaminy. Przebieg trójkątny skanuje od -0,4 V do 1,3 V przy 400 V/s. W drugiej części rysunku po lewej stronie pokazano utlenianie dopaminy do dopamino-ortochinonu (DOQ), proces przenoszenia dwóch elektronów zachodzi z powierzchni analitu na powierzchnię elektrody. N...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym badaniu demonstrujemy nowatorską metodę konstruowania mikroelektrod z włókna węglowego modyfikowanych nanocząstkami złota do wykrywania neuroprzekaźników, takich jak dopamina, przy użyciu szybkiej woltamperometrii cyklicznej. Metoda ta jest skutecznym, ekologicznym i stosunkowo niedrogim podejściem do zwiększania czułości wykrywania biomolekuł. Grubość złota osadzonego na powierzchni włókna węglowego może być kontrolowana przez czas elektroosadzania i stężenie złota obecnego w roztworze do elektroosadzania. Wykazan...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chcielibyśmy podziękować Amerykańskiemu Uniwersytetowi, Grantowi Wsparcia Badań Wydziału, Grantowi Kosmicznemu DC NASA oraz NSF-MRI#1625977.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Chlorowodorek dopaminySigma AldrichH8502-5G
Sól fizjologiczna buforowana fosforanemSigma AldrichP5493-1L
Pine WaveNeuro PotencjostatInstrumenty sosnoweNEC-WN-BASICTo zamówienie jest dostarczane hurtowo ze wszystkimi innymi akcesoriami, takimi jak headstage, adaptery, przewody i inna elektronika
Sosnowa komórka przepływowa i mikromanipulatorInstrumenty sosnoweNEC-FLOW-1Jest to również kolejne zamówienie masowe obejmujące mikromanipulator, komorę przepływową, pokrętła, rurki, złącza itp.
Systemy szklano-kapilarneAM602500
T-650 Włókno węgloweGoodfellowC 005711
Epon 828 Żywica epoksydowaMiller-StephensonEPON 828 TDS
DietelinotriaminaSigma AldrichD93856-5ML
Chlorek złota (III)Sigma Aldrich254169HAuCl4 lub AuCl3
FisherS90528
Koszyk FarradayaAMETEK TMC81-334-03
Pompa strzykawkowaNEW ERA PUMPNE-1000
Pipety i końcówkiEppendorf 2231000222 EppendorfJest to również zamówienie zbiorcze zawierające wiele pipet i końcówek
Zlewki 10 -1,000 mlVWR10536-390
Włókno węgloweGoodfellowC 005711
SEMJEOLJSM-IT100
Występuje jako pH-metr

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Zestos, A. G., Nguyen, M. D., Poe, B. L., Jacobs, C. B., Venton, B. J. Epoxy insulated carbon fiber and carbon nanotube fiber microelectrodes. Sensors and Actuators B: Chemical. 182, 652-658 (2013).
  2. Bucher, E. S., Wightman, R. M. Electrochemical analysis of neurotransmitters. Annual review of analytical chemistry. 8, 239-261 (2015).
  3. Zestos, A. G., Venton, B. J. Communication—Carbon Nanotube Fiber Microelectrodes for High Temporal Measurements of Dopamine. Journal of The Electrochemical Society. 165, G3071-G3073 (2018).
  4. Park, J., Takmakov, P., Wightman, R. M. In vivo comparison of norepinephrine and dopamine release in rat brain by simultaneous measurements with fast-scan cyclic voltammetry. Journal of neurochemistry. 119, 932-944 (2011).
  5. Abdalla, A., et al. In Vivo Ambient Serotonin Measurements at Carbon-Fiber Microelectrodes. Analytical chemistry. 89, 9703-9711 (2017).
  6. Ganesana, M., Venton, B. J. Early changes in transient adenosine during cerebral ischemia and reperfusion injury. PloS one. 13, e0196932(2018).
  7. Denno, M. E., Privman, E., Borman, R. P., Wolin, D. C., Venton, B. J. Quantification of histamine and carcinine in Drosophila melanogaster tissues. ACS chemical neuroscience. 7, 407-414 (2016).
  8. Sanford, A. L., et al. Voltammetric detection of hydrogen peroxide at carbon fiber microelectrodes. Analytical chemistry. 82, 5205-5210 (2010).
  9. Heien, M. L., Johnson, M. A., Wightman, R. M. Resolving neurotransmitters detected by fast-scan cyclic voltammetry. Analytical chemistry. 76, 5697-5704 (2004).
  10. Raju, D., et al. Polymer modified carbon fiber-microelectrodes and waveform modifications enhance neurotransmitter metabolite detection. Analytical Methods. 11, 1620-1630 (2019).
  11. Jacobs, C. B., Ivanov, I. N., Nguyen, M. D., Zestos, A. G., Venton, B. J. High temporal resolution measurements of dopamine with carbon nanotube yarn microelectrodes. Analytical chemistry. 86, 5721-5727 (2014).
  12. Zestos, A. G., Yang, C., Jacobs, C. B., Hensley, D., Venton, B. J. Carbon nanospikes grown on metal wires as microelectrode sensors for dopamine. Analyst. 140, 7283-7292 (2015).
  13. Zestos, A. G. Carbon Nanoelectrodes for the Electrochemical Detection of Neurotransmitters. International Journal of Electrochemistry. , (2018).
  14. Kim, J. H., et al. Dopamine neurons derived from embryonic stem cells function in an animal model of Parkinson's disease. Nature. 418, 50(2002).
  15. Zestos, A. G., et al. Ruboxistaurin Reduces Cocaine-Stimulated Increases in Extracellular Dopamine by Modifying Dopamine-Autoreceptor Activity. ACS Chemical Neuroscience. 10, 1960-1969 (2019).
  16. Zestos, A. G., Kennedy, R. T. Microdialysis Coupled with LC-MS/MS for In Vivo Neurochemical Monitoring. The AAPS Journal. 19, 1284-1293 (2017).
  17. Carpenter, C., et al. Direct and systemic administration of a CNS-permeant tamoxifen analog reduces amphetamine-induced dopamine release and reinforcing effects. Neuropsychopharmacology. 42, 1940(2017).
  18. Zestos, A. G., Venton, B. J. Carbon Nanotube-Based Microelectrodes for Enhanced Neurochemical Detection. ECS Transactions. 80, 1497-1509 (2017).
  19. Zachek, M. K., Hermans, A., Wightman, R. M., McCarty, G. S. Electrochemical Dopamine Detection: Comparing Gold and Carbon Fiber Microelectrodes using Background Subtracted Fast Scan Cyclic Voltammetry. J Electroanal Chem (Lausanne Switz). 614, 113-120 (2008).
  20. Li, J., Xie, H., Chen, L. A sensitive hydrazine electrochemical sensor based on electrodeposition of gold nanoparticles on choline film modified glassy carbon electrode. Sensors and Actuators B: Chemical. 153, 239-245 (2011).
  21. Hartings, M. R., Fox, D. M., Miller, A. E., Muratore, K. E. A hybrid integrated laboratory and inquiry-based research experience: replacing traditional laboratory instruction with a sustainable student-led research project. Journal of Chemical Education. 92, 1016-1023 (2015).
  22. Hart, C., et al. Protein-templated gold nanoparticle synthesis: protein organization, controlled gold sequestration, and unexpected reaction products. Dalton Transactions. 46, 16465-16473 (2017).
  23. Hartings, M. R., et al. Concurrent zero-dimensional and one-dimensional biomineralization of gold from a solution of Au3+ and bovine serum albumin. Science and technology of advanced materials. 14, 065004(2013).
  24. Xiao, N., Venton, B. J. Rapid, sensitive detection of neurotransmitters at microelectrodes modified with self-assembled SWCNT forests. Analytical chemistry. 84, 7816-7822 (2012).
  25. Zestos, A. G., Jacobs, C. B., Trikantzopoulos, E., Ross, A. E., Venton, B. J. Polyethylenimine Carbon Nanotube Fiber Electrodes for Enhanced Detection of Neurotransmitters. Analytical chemistry. 86, 8568-8575 (2014).
  26. Yang, C., et al. Carbon nanotubes grown on metal microelectrodes for the detection of dopamine. Analytical chemistry. 88, 645-652 (2015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Szybka cykliczna woltamperometria skanuj caelektrodepozycja nanocz steczek z otaprzygotowanie mikroelektrody z w kna w glowegozwi kszenie czu o ci na dopaminpoprawa kinetyki przenoszenia elektron wobrazowanie za pomoc skaningowej mikroskopii elektronowejdetekcja neurotransmiter w in vivoopracowanie czujnik w elektrochemicznych

Powiązane artykuły