Method Article

Mysi model wycięcia wyrostka robaczkowego przewlekłego raka jelita grubego związanego z zapaleniem jelita grubego poprzez precyzyjną lokalizację łaty kątniczej

DOI:

10.3791/59921

⸱

August 24th, 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of General Surgery, The First Affiliated Hospital, Xi'an Jiaotong University, 2Institute of Medical Research, Northwestern Polytechnical University, 3School of Life Sciences, Northwestern Polytechnical University, 4Department of Medicine, Xi'an Jiaotong University, 5Princess Margaret Cancer Center, University of Health Network, 6Department of Pathology, Nanjing Medical University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Prezentowany protokół opisuje łatwe chirurgiczne usunięcie wyrostka robaczkowego (łaty kątniczej) u myszy, a następnie indukcję raka jelita grubego związanego z chorobą jelit grubego. Ten mysi model wyrostka robaczkowego umożliwia badanie biologicznej roli wyrostka robaczkowego w patogenezie chorób przewodu pokarmowego u ludzi.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ostatnio zaintrygowano ludzki wyrostek robaczkowy jako ważny biologiczny czynnik odgrywający ważną biologiczną rolę w patogenezie różnych złożonych chorób, takich jak rak jelita grubego, nieswoiste zapalenie jelit i choroba Parkinsona. Aby zbadać funkcję wyrostka robaczkowego, ustalono model wycięcia wyrostka robaczkowego związanego z chorobą jelit, a jego protokół krok po kroku opisano tutaj. Niniejszy raport przedstawia łatwy protokół usuwania łaty ślepej u myszy, a następnie chemicznej indukcji przewlekłego raka jelita grubego związanego z zapaleniem jelita grubego przy użyciu kombinacji siarczanu dekstranu sodu (DSS) i azoksymetanu (AOM). Komórki specyficzne dla IgA i stężenie IgA uległy znacznemu zmniejszeniu po usunięciu łaty kątniczej u samców myszy C57BL / 6 w porównaniu z tymi w grupie pozorowanej. Jednoczesne podanie 2% DSS i AOM spowodowało przeżycie prawie 80% myszy zarówno w grupie pozorowanej, jak i wyrostka robaczkowego bez znaczącej utraty masy ciała. Wyniki histologiczne potwierdziły stan zapalny jelita grubego i gruczolakorak różnego stopnia. Model ten może być wykorzystany do badania funkcjonalnej roli wyrostka robaczkowego w utrzymaniu homeostazy i patogenezy mikrobioty jelitowej oraz patogenezy zapalenia jelita grubego i nowotworów złośliwych, a także do potencjalnego rozwoju terapii ukierunkowanych na leki.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kliniczne wycięcie wyrostka robaczkowego to standardowa procedura chirurgiczna polegająca na usunięciu wyrostka robaczkowego, głównie z powodu stanu zapalnego (np. zapalenia wyrostka robaczkowego)1,2,3. Jednak biologiczna funkcja ludzkiego wyrostka robaczkowego pozostaje kontrowersyjna4,5,6. Wyrostek robaczkowy został uznany za szczątkową pozostałość wystającą z jelita ślepego w jelicie grubym. Do niedawna badania ewolucyjne, immunologiczne, morfologiczne i mikrobiologiczne sugerowały, że wyrostek robaczkowy może pełnić różne funkcje. Role te obejmują produkcję immunoglobin (np. IgA i IgG), różnych limfocytów B i limfocytów T krytycznych dla adaptacyjnych odpowiedzi immunologicznych w tkankach limfoidalnych związanych z jelitami (GALT) oraz uzupełnianie jelita grubego mikrobiotami komensalnymi6,7,8,9,10,11,12.

Kliniczne badania epidemiologiczne pacjentów z wcześniejszą operacją wyrostka robaczkowego lub ostrym zapaleniem wyrostka robaczkowego również ujawniły jego potencjalne role w patogenezie chorób ludzkich, takich jak nieswoiste zapalenie jelit (IBD), rak jelita grubego i zaburzenia pozażołądkowo-jelitowe (np. choroba Parkinsona i choroby układu krążenia)13,14,15,16,17,18. Na przykład duże badanie kohortowe populacji azjatyckiej z udziałem 75 979 pacjentów po wycięciu wyrostka robaczkowego wykazało istotny związek między wycięciem wyrostka robaczkowego a późniejszym rozwojem raka jelita grubego, jednego z najczęstszych nowotworów złośliwych o wysokiej częstości występowania i śmiertelności14,19. W związku z tym ustalenie odpowiedniego modelu wyrostka robaczkowego u zwierząt, który przypomina człowieka, będzie pomocne w badaniu funkcji biologicznych i mechanizmów molekularnych wyrostka robaczkowego w patogenezie choroby.

Wiele ssaków posiada wyrostek robaczkowy lub organ podobny do wyrostka robaczkowego, w tym naczelne, zajęczaki (np. króliki), niektóre gryzonie i torbacze20. Dla małych i powszechnie używanych zwierząt laboratoryjnych królik posiada robakowaty wyrostek robaczkowy morfologicznie przypominający human21,22, ale GALT u królika jest niezwykle duży w porównaniu do tego u ludzi, ponieważ większość tkanek limfatycznych znajduje się również w łatach Peyera znajdujących się zarówno w jelicie cienkim, jak i grubym21. Dodatkowo królik wykazuje inną strukturę pęcherzyków limfatycznych, rozmieszczenie limfocytów T i gęstość immunoglobulin niż człowiek, co sprawia, że badanie ich wyrostków robaczkowych jest niewłaściwe21.

Myszy są najczęściej używanym modelem zwierzęcym do badania patofizjologii człowieka i testowania różnych istniejących i nowatorskich terapii23,24,25. Uważa się, że pojedyncze białe, duże skupisko limfoidalne na wierzchołku kątnicy u myszy, znane jako łata kątnicy, pełni funkcje podobne do ludzkiego wyrostka robaczkowego26,27,28. Jednak oddzielenie łaty kątnicy od kątnicy u myszy jest praktycznie trudne. Do tej pory powszechne procedury chirurgiczne wywoływania zapalenia wyrostka robaczkowego w modelu mysim obejmują stosunkowo duże nacięcie (np. 1–2 cm) przez ścianę brzucha w celu uzyskania dostępu do całej kątnicy (Tabela uzupełniająca 1)29,30,31,32,33,34,35,36.

Tutaj, aby wygenerować model wycięcia wyrostka robaczkowego związany z chorobą przewodu pokarmowego, ten raport przedstawia łatwy protokół chirurgiczny do usuwania łaty kątniczej u myszy. Następnie podaje się w skojarzeniu czynnik genotoksyczny AOM i środek prozapalny DSS w celu indukcji raka jelita grubego związanego z zapaleniem jelita grubego, podobnego do obserwowanego u ludzi. Wykazano, że IBD jest czynnikiem ryzyka raka jelita grubego37,38. Kombinacja przewlekłego raka jelita grubego związanego z zapaleniem jelita grubego wywołanego przez AOM/DSS jest dobrze znana, a czytelnicy mogą zapoznać się z Neufert et al. oraz Thaker et al. w celu uzyskania szczegółowych procedur39,40. Ten powtarzalny i szybki model mysiego wycięcia wyrostka robaczkowego może być wykorzystany do badania zapalenia jelit i mikrobioty jelita grubego modulowanego przez wyrostek robaczkowy, zwłaszcza w rozwoju i progresji IBD i raka jelita grubego.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury dla zwierząt zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Xi'an Jiaotong (No. XJTULAC2019-1023).

1. Wycięcie wyrostka robaczkowego u myszy

  1. Trzymaj 8-10-tygodniowe samce myszy C57BL/6 w certyfikowanym środowisku wolnym od specyficznych patogenów (SPF) przez 1 tydzień przed operacją.
  2. Przygotuj następujące sterylne narzędzia chirurgiczne: jedną parę mikronożyczek, jedną parę mikrokleszczyków, dwa rozmiary (4-0 i 8-0) wysterylizowanych niewchłanialnych szwów, elektryczny długopis do krzepnięcia z uchwytem na igłę, 75% alkohol medyczny, peeling na bazie jodu (np. entoidyna) oraz opakowanie sterylnych wacików bawełnianych.
  3. Napełnij strzykawkę o pojemności 10 ml wstępnie podgrzaną solą fizjologiczną o stężeniu 0,9%, aby przepłukać jamę brzuszną i nawodnić ją podczas operacji.
  4. Znieczulić mysz na czczo dootrzewnowo (i.p.) 1% pentobarbitalem sodu w dawce 100 mg/kg. Sprawdź głębokość znieczulenia przez brak reakcji na odruchy pedałowania.
    UWAGA: Pojedyncza dawka środka znieczulającego jest podawana w celu zapewnienia pełnego działania uspokajającego u myszy. W przypadku krótkich zabiegów wystarczające może być 50 mg/kg pentobarbitalu sodu.
  5. Delikatnie ogol włosy na brzuchu golarką elektryczną.
  6. Połóż mysz na poduszce grzewczej, aby zapobiec hipotermii.
  7. Zamocuj mysz na platformie w pozycji leżącej, umieszczając cztery paski medycznej taśmy klejącej w poprzek kończyn, aby zapobiec ruchom posturalnym podczas operacji.
  8. Delikatnie dotknij całego brzucha, aby poczuć guz.
    UWAGA: W większości przypadków uczucie guza zawsze wskazuje na dokładne położenie kątnicy. Aby uniknąć możliwego uszkodzenia reszty jelita, ważne jest wstępne zlokalizowanie kątnicy przed nacięciem brzucha.
  9. Przykryj sterylną serwetą i zdezynfekuj ogolony obszar brzucha, nakładając naprzemiennie peelingi chirurgiczne z roztworu jodu i 75% alkoholu. Powtórz proces 2x.
  10. Wykonaj podłużne nacięcie w zakresie od 0,5 do 1,0 cm na linii środkowej brzucha.
  11. Zgodnie z wcześniej ustaloną lokalizacją kątnicy, dotrzyj do kątnicy i delikatnie zewnętrznij (~1 cm), aby zidentyfikować plamę kątnicy. Użyj sterylnego, wstępnie podgrzanego roztworu soli fizjologicznej o fizjologicznym pH, aby nawodnić jelito.
    UWAGA: Łata kątnicy myszy jest częścią kątnicy i charakteryzuje się obecnością białych jajowatych mieszków włosowych na powierzchni.
  12. Aby zapobiec potencjalnym powikłaniom krwawienia pooperacyjnego i infekcji, należy podwiązać krezkowe naczynia krwionośne kątnicy za pomocą 8-0 szew. Uwodnić kątnicę sterylnym roztworem soli fizjologicznej.
  13. Zaznacz obszar resekcji za pomocą szwu 4-0 z otwartą pętlą w pobliżu wierzchołka kątnicy na bliższej części okrężnicy.
    UWAGA: Oznaczenie kątnicy otwartą pętlą zapobiega również wyciekaniu treści kątnicy z nacięcia.
  14. Odetnij plaster kątnicy poniżej zaznaczonej resekcji za pomocą mikronożyczek i zetrzyj pozostałą zawartość kątnicy wacikami medycznymi. Następnie zdezynfekuj kikut kątnicy peelingiem na bazie jodu.
  15. Zamknij kikut za pomocą szwu biegnącego za pomocą 8-0 szew.
  16. Ostrożnie usuń pętlę z gwintem 4-0, która wcześniej służyła do oznaczania resekcji na kikutu kątnicy.
  17. Wysterylizuj zszytą pozycję peelingiem na bazie jodu. Ponownie nawodnić miejsce operowane solą fizjologiczną.
  18. Zamknij warstwę mięśni szwem biegowym za pomocą 8-0 nić do szwów.
  19. Zamknij warstwy skóry za pomocą przerywanych szwów z nicią 4-0.
  20. Zdezynfekuj ranę chirurgiczną 2x peelingiem na bazie jodu, a następnie usuń jod za pomocą 75% alkoholu medycznego.
  21. Delikatnie odwróć mysz do tyłu, podskórnie (s.c.) wstrzyknij 0,1 mg/kg masy ciała buprenorfiny i 0,4 ml soli fizjologicznej i pozwól myszy spocząć na poduszce grzewczej do czasu powrotu do przytomności.
  22. Umieść mysz z powrotem w sterylnej klatce i uważnie monitoruj oznaki bólu przez 3 dni po operacji, aby zapewnić powrót do zdrowia.
    UWAGA: Pooperacyjne zastosowanie 0,05 mg/kg buprenorfiny może być konieczne w celu złagodzenia bólu u pojedynczej myszy. Pozwól myszom dojść do siebie przez 7 dni po operacji w celu dalszej indukcji raka jelita grubego związanego z zapaleniem jelita grubego.

2. Indukcja przewlekłego raka jelita grubego związanego z zapaleniem jelita grubego za pomocą AOM i DSS

UWAGA: Wykonaj tę procedurę 7 dni po wycięciu wyrostka robaczkowego.

  1. Przygotować roztwór podstawowy AOM, rozpuszczając 25 mg AOM w 2,5 ml 0,9% sterylnego roztworu soli fizjologicznej o stężeniu 10 mg/ml.
    UWAGA: AOM jest wrażliwy na światło.
    1. Porcję 2,5 ml przygotowanego roztworu podstawowego AOM rozlać do 5 ml szklanych probówek owiniętych folią aluminiową i przechowywać w temperaturze -20 °C za każdym razem po użyciu.
    2. Rozmrozić jedną porcję AOM i rozcieńczyć ją do stężenia 1 mg/ml 0,9% sterylnym roztworem soli fizjologicznej (w stosunku 1:10).
      UWAGA: OZUŚ jest wyjątkowo rakotwórczy; W związku z tym całą procedurę przygotowania należy wykonać w dygestorium.
  2. Rozpuścić 4 g proszku DSS w 200 ml autoklawowanej wody, aby przygotować 2% (m/v) roztwór DSS.
    UWAGA: Stężenie DSS może się różnić w zależności od szczepu myszy, płci i cyklu indukcji; 3% DSS może być stosowany w przypadku innych szczepów myszy.
  3. Jednocześnie należy podać myszom świeżo przygotowany AOM/DSS. Aby to zrobić, wykonaj poniższe czynności.
    1. Wstrzyknąć dootrzewnowo 0,01 ml/g świeżo przygotowanego roztworu roboczego AOM dla każdej myszy i zastąpić autoklawowaną wodę 2% roztworem DSS na 5 dni ad libitum.
      UWAGA: W każdej klatce znajduje się pięć myszy; regularnie sprawdzaj butelkę do picia DSS, aby upewnić się, że w okresie leczenia nie dochodzi do wytrącania się.
    2. Waż i uważnie monitoruj każdą mysz każdego dnia.
      UWAGA: Podczas podawania należy poddać eutanazji myszy z utratą masy ciała do 20% w porównaniu z ich początkową wagą lub objawami skulenia, zeza, hipotermii i słabej aktywności.
  4. Zapewnij świeżą butelkę autoklawowanej wody w 6 dniu po podaniu AOM/DSS do 21 dnia (Rysunek 1B).
    UWAGA: Jest to jeden pełny cykl składający się z 21 dni.
  5. Powtórz kroki 2.3–2.4 przez dodatkowe dwa cykle i poświęć myszy w 70 dniu.

3. Ocena stanu zapalnego i guza jelita grubego (70 dni po podaniu AOM)

  1. Złożyć ofiary myszy przez wdychanie CO2 z szybkością napełnienia 10% w komorze eutanazji, a następnie zwichnięcie szyjki macicy.
  2. Zbierz całą okrężnicę od góry połączenia krętniczo-kolkowego z odbytem.
  3. Odsłoń stronę światła, otwierając okrężnicę wzdłużnie. Pokrój całą okrężnicę na kawałki o długości 10 cm i utrwal tkankę okrężnicy w 10% formalinie przez 72 godziny w celu barwienia hematoksyliną i eozyną (H&E).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ustanowienie modelu mysiego wycięcia wyrostka robaczkowego

Ten mysi model wycięcia wyrostka robaczkowego przewlekłego raka jelita grubego związanego z zapaleniem jelita grubego może być wygenerowany poprzez wykonanie sekwencyjnych kroków chirurgicznych i indukcyjnych, jak pokazano w Rysunek 1. Najczęstsze pozycje kątnicy znajdują się w lewym i prawym dole biodrowym, a następnie w środkowej linii brzucha (Ryc. 2). Odsetek udanych prelokal...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mysi model wycięcia wyrostka robaczkowego raka jelita grubego związanego z zapaleniem jelita grubego uzyskano przy użyciu kroków chirurgicznych o wysokim wskaźniku przeżycia u myszy. W większości przypadków, ponieważ kątnica znajdowała się pod ścianą brzucha (tabela uzupełniająca 1, tabela uzupełniająca 2 i ryc. 2), trudno było przewidzieć jego lokalizację bez laparotomii. W tym protokole chirurgicznym wprowadzono łatwy krok dotykania guzka, a także przedstawiono ilościową o...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca jest częściowo wspierana przez Fundusze Badań Podstawowych dla Uniwersytetu Centralnego (G2018KY0302), Fundusz Rozwoju Badań Podstawowych Uniwersytetu Uniwersyteckiego (KT00062), Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (81870380) oraz Nagrodę za Badania Kliniczne Pierwszego Szpitala Stowarzyszonego Uniwersytetu Xi'an Jiaotong w Chinach (NO. XJTU1AF-CRF-2015-029). Autorzy dziękują dr Chengxin Shi za jego sugestie techniczne podczas wczesnej fazy eksploracji mysiego modelu wycięcia wyrostka robaczkowego, a także patologowi dr Xi Liu za ocenę wyników barwienia H&E zapalenia jelita grubego i guzów jelita grubego. Y.L. przeprowadził demonstrację operacji, przeprowadził analizę danych i napisał szkic rękopisu; J.L., G.L., Z.P. i Y.M. brali udział w przygotowaniu chirurgicznym, pobieraniu tkanek i produkcji wideo; M.Z. wykonał cytometrię przepływową i test ELISA; Q.W. i H.X. zapewnili wsparcie techniczne w zakresie wygenerowania klinicznie istotnego modelu mysiego; R.X.Z. zaprojektował badanie, nadzorował badania oraz napisał i sprawdził manuskrypt; J.S. zrecenzował rękopis.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Azoksymetan(AOM)Sigma-Aldrich, Inc.A5486
Sól sodowa siarczanu dekstranu (DSS)MP Biomedicals, Inc.160110
EntoiodineShanghai likon high technology dezynfekcja co. LTD310102
suwmiarka cyfrowaNingbo yuanneng trading co., LTD4859263
4-0 Jedwabne szwyYuanlikang co., LTD20172650032
8-0 Szwy prolenoweYuanlikang co. LTD20172650032
Elektryczny długopis do koagulacjiChuang mei medical equipment co., LTD28221777292
jednorazowa strzykawka 1 mlShengguang medical products co., LTD3262-2014
jednorazowa strzykawka 10 mlShengguang medical products co., LTD3262-2014
75% alkoholu medycznegoShandong anjie high-tech technologia dezynfekcji co., LTD371402AAJ008
Sólsodowa pentobarbitaluSigma-Aldrich, Inc.57-33-0
Sól fizjologicznaShandong qidu pharmaceutical co. LTDH37020766
Chłonny wacik bawełnianyHenan ruike medical co., LTDRK051
Instrumenty chirurgiczne - okulistyczneJinzhong Shanghai co. Sp. z o.o. WA3050

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Leung, T. T., et al. Bowel obstruction following appendectomy: what is the true incidence. of Surgery. 250 (1), 51-53 (2009).
  2. Salminen, P., et al. Antibiotic Therapy vs. Appendectomy for Treatment of Uncomplicated Acute Appendicitis: The APPAC Randomized Clinical Trial. The Journal of the American Medical Association. 313 (23), 2340-2348 (2015).
  3. Mayo Clinic. Appendicitis. , at https://www.mayoclinic.org/diseases-conditions/appendicitis/diagnosis-treatment/drc-20369549 (2019).
  4. On the Appendix Vermiformis and the Evolution Hypothesis. Nature. 8, 509(1873).
  5. Zahid, A. The vermiform appendix: not a useless organ. Journal of College of Physicians and Surgeons Pakistan. 14 (4), 256-258 (2004).
  6. Kooij, I. A., Sahami, S., Meijer, S. L., Buskens, C. J., Te Velde,, A, A. The immunology of the vermiform appendix: a review of the literature. Clinical and Experimental Immunology. 186 (1), 1-9 (2016).
  7. Sarkar, A., Saha, A., Roy, S., Pathak, S., Mandal, S. A glimpse towards the vestigiality and fate of human vermiform appendix-a histomorphometric study. Journal of Clinical and Diagnostic Research. 9 (2), 11(2015).
  8. Fujihashi, K., et al. Human Appendix B-Cells Naturally Express Receptors for and Respond to. Interleukin-6 with Selective Iga1 and Iga2 Synthesis. Journal of Clinical Investigations. 88 (1), 248-252 (1991).
  9. Im, G. Y., et al. The appendix may protect against Clostridium difficile recurrence. Clinical Gastroenterology and Hepatology. 9 (12), 1072-1077 (2011).
  10. Gebbers, J. O., Laissue, J. A. Bacterial translocation in the normal human appendix parallels the development of the local immune system. Annal of the New York Academy of Sciences. , 337-343 (2004).
  11. Randal Bollinger,, Barbas, R., S, A., Bush, E. L., Lin, S. S., Parker, W. Biofilms in the large bowel suggest an apparent function of the human vermiform appendix. Journal of Theoretical Biology. 249 (4), 826-831 (2007).
  12. Smith, H., Parker, W., Kotzé, H., Laurin, S., M, Morphological evolution of the mammalian cecum and cecal appendix: Évolution morphologique de l'appendice du caecum des mammifères. Comptes Rendus Palevol. 16, (2017).
  13. Girard-Madoux, M. J. H., et al. The immunological functions of the Appendix: An example of redundancy. in Immunology. 36, 31-44 (2018).
  14. Wu, S. C., et al. Association between appendectomy and subsequent colorectal cancer development: an Asian population study. PLoS ONE. 10 (2), e0118411(2015).
  15. Florin, T. H., Pandeya, N., Radford-Smith, G. L. Epidemiology of appendicectomy in primary sclerosing cholangitis and ulcerative colitis: its influence on the clinical behaviour of these diseases. Gut. 53 (7), 973-979 (2004).
  16. Arnbjornsson, E. Acute appendicitis as a sign of a colorectal carcinoma. Journal of Surgical Oncology. 20 (1), 17-20 (1982).
  17. Killinger, B. A., et al. The vermiform appendix impacts the risk of developing Parkinson's disease. Science Translatioanl Medicine. 10 (465), (2018).
  18. Chen, C. H., et al. Appendectomy increased the risk of ischemic heart disease. Journal of Surgical Research. 199 (2), 435-440 (2015).
  19. Bray, F., et al. Global cancer statistics 2018: GLOBOCAN estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries. CA: A Cancer Journal for Clinicians. 68 (6), 394-424 (2018).
  20. Smith, H. F., Parker, W., Kotze, S. H., Laurin, M. Multiple independent appearances of the cecal appendix in mammalian evolution and an investigation of related ecological and anatomical factors. Comptes Rendus Palevol. 12 (6), 339-354 (2013).
  21. Dasso, J. F., Obiakor, H., Bach, H., Anderson, A. O., Mage, R. G. A morphological and immunohistological study of the human and rabbit appendix for comparison with the avian bursa. Developmental and Comparative Immunology. 24 (8), 797-814 (2000).
  22. Smith, H. F., et al. Comparative anatomy and phylogenetic distribution of the mammalian cecal appendix. Journal of Evolutionary Biology. 22 (10), 1984-1999 (2009).
  23. Vandamme, T. F. Rodent models for human diseases. European Journal of Pharmacology. 759, 84-89 (2015).
  24. Prabhakar, S. Translational research challenges: finding the right animal models. Journal of Investigative Medicine. 60 (8), 1141-1146 (2012).
  25. Hosur, V., Low, B. E., Avery, C., Shultz, L. D., Wiles, M. V. Development of Humanized Mice in the Age of Genome Editing. Journal of Cellular Biochemistry. 118 (10), 3043-3048 (2017).
  26. Mizoguchi, A., Mizoguchi, E., Chiba, C., Bhan, A. K. Role of appendix in the development of inflammatory bowel disease in TCR-alpha mutant mice. Journal of Experimental Medicine. 184 (2), 707-715 (1996).
  27. Farkas, S. A., et al. Preferential migration of CD62L cells into the appendix in mice with experimental chronic colitis. European Surgical Research. 37 (2), 115-122 (2005).
  28. Morrison, P. J., et al. Differential Requirements for IL-17A and IL-22 in Cecal versus Colonic Inflammation Induced by Helicobacter hepaticus. American Journal of Pathology. 185 (12), 3290-3303 (2015).
  29. Tomiyasu, N., et al. Appendectomy suppresses intestinal inflammation in a murine model of DSS-induced colitis through modulation of mucosal immune systems. Gastroenterology. 118 (4), A863-A863 (2000).
  30. Krieglstein, C. F., et al. Role of appendix and spleen in experimental colitis. Journal of Surgical Research. 101 (2), 166-175 (2001).
  31. Cheluvappa, R., Luo, A. S., Palmer, C., Grimm, M. C. Protective pathways against colitis mediated by appendicitis and appendectomy. Clinical and Experimental Immunology. 165 (3), 393-400 (2011).
  32. Cheluvappa, R., Luo, A. S., Grimm, M. C. T helper type 17 pathway suppression by appendicitis and appendectomy protects against colitis. Clinical and Experimental Immunology. 175 (2), 316-322 (2014).
  33. Masahata, K., et al. Generation of colonic IgA-secreting cells in the caecal patch. Nature Communications. 5, (2014).
  34. Cheluvappa, R. A novel model of appendicitis and appendectomy to investigate inflammatory bowel disease pathogenesis and remediation. Biological Procedures Online. 16, (2014).
  35. Cheluvappa, R., Eri, R., Luo, A. S., Grimm, M. C. Modulation of interferon activity-associated soluble molecules by appendicitis and appendectomy limits colitis-identification of novel anti-colitic targets. Journal of Interferon and Cytokine Research. 35 (2), 108-115 (2015).
  36. Harnoy, Y., et al. Effect of appendicectomy on colonic inflammation and neoplasia in experimental ulcerative colitis. British Journal of Surgery. 103 (11), 1530-1538 (2016).
  37. Aaron, E., Walfish, R. A. C. C. Ulcerative Colitis. , at https://www.merckmanuals.com/professional/gastrointestinal-disorders/inflammatory-bowel-disease-ibd/ulcerative-colitis (2017).
  38. Laukoetter, M. G., et al. Intestinal cancer risk in Crohn's disease: a meta-analysis. Journal of Gastrointestestinal Surgery. 15 (4), 576-583 (2011).
  39. Neufert, C., Becker, C., Neurath, M. F. An inducible mouse model of colon carcinogenesis for the analysis of sporadic and inflammation-driven tumor progression. Nature Protocols. 2 (8), 1998-2004 (2007).
  40. Thaker, A. I., Shaker, A., Rao, M. S., Ciorba, M. A. Modeling colitis-associated cancer with azoxymethane (AOM) and dextran sulfate sodium (DSS). Journal of Visualized Experiments. 10 (67), (2012).
  41. Perides, G., van Acker, G. J. D., Laukkarinen, J. M., Steer, M. L. Experimental acute biliary pancreatitis induced by retrograde infusion of bile acids into the mouse pancreatic duct. Nature Protocols. 5 (2), 335-341 (2010).
  42. Schofield, W. B., Palm, N. W. Gut Microbiota: IgA Protects the Pioneers. Current Biology. 28 (18), R1117-R1119 (2018).
  43. Karthikeyan, V. S., et al. Carcinoma Cecum Presenting as Right Gluteal Abscess Through Inferior Lumbar Triangle Pathway-Report of a Rare Case. International Surgery. 99 (4), 371-373 (2014).
  44. Ruscelli, P., et al. Clinical signs of retroperitoneal abscess from colonic perforation Two case reports and literature review. Medicine (Baltimore). 97 (45), (2018).
  45. Friedman, G. D., Fireman, B. H. Appendectomy, appendicitis, and large bowel cancer). Cancer Research. 50 (23), 7549-7551 (1990).
  46. Stellingwerf, M. E., et al. The risk of colectomy and colorectal cancer after appendectomy in patients with ulcerative colitis: a systematic review and meta-analysis. Journal of Crohn's and Colitis. 13 (3), 309-318 (2018).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Murine Appendectomy ModelCaecal Patch RemovalColitis Associated Colorectal CancerDextran Sulfate SodiumAzoxymethane InductionIgA Specific CellsGut Microbiota HomeostasisSurgical Procedure ProtocolHistological Analysis ResultsFlow ELISA Detection

Related Articles