Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Analiza kinematyczna 3D do oceny funkcjonalnej w szczurzym modelu uszkodzenia nerwu kulszowego

8.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/60267

⸱

12 lutego 2020

 ,  ,  ,  , 
1Department of Development and Rehabilitation of Motor Function, Human Health Sciences, Graduate School of Medicine, Kyoto University, 2Department of Motor Function Analysis, Human Health Sciences, Graduate School of Medicine, Kyoto University, 3Department of Otolaryngology, The Ohio State University Wexner Medical Center

W tym artykule

Podsumowanie

Wprowadzamy metodę analizy kinematycznej, która wykorzystuje trójwymiarowy aparat do przechwytywania ruchu zawierający cztery kamery i oprogramowanie do przetwarzania danych do przeprowadzania ocen funkcjonalnych podczas podstawowych badań z udziałem modeli gryzoni.

Streszczenie

W porównaniu do Wskaźnika Funkcjonalnego Rwy Kulszowej (SFI), analiza kinematyczna jest bardziej wiarygodną i czułą metodą przeprowadzania oceny funkcjonalnej modeli gryzoni z uszkodzeniem nerwu kulszowego. W tym protokole opisujemy nowatorską metodę analizy kinematycznej, która wykorzystuje trójwymiarowy (3D) aparat do przechwytywania ruchu do oceny funkcjonalnej przy użyciu modelu uszkodzenia nerwu kulszowego szczura. Po pierwsze, szczur zapoznaje się z chodzeniem na bieżni. Znaczniki są następnie dołączane do wyznaczonych punktów orientacyjnych na kościach, a szczur jest zmuszany do chodzenia po bieżni z żądaną prędkością. Tymczasem ruchy tylnych kończyn szczura są rejestrowane za pomocą czterech kamer. W zależności od zastosowanego oprogramowania, obrysy znaczników są tworzone zarówno w trybie automatycznym, jak i ręcznym, a pożądane dane są generowane po subtelnych korektach. Ta metoda analizy kinematycznej, która wykorzystuje aparat do przechwytywania ruchu 3D, oferuje wiele zalet, w tym doskonałą precyzję i dokładność. Podczas kompleksowych ocen funkcjonalnych można zbadać znacznie więcej parametrów. Ta metoda ma kilka wad, które wymagają rozważenia: system jest drogi, może być skomplikowany w obsłudze i może powodować odchylenia danych z powodu przesunięcia skóry. Niemniej jednak analiza kinematyczna przy użyciu aparatu do przechwytywania ruchu 3D jest przydatna do wykonywania oceny funkcjonalnej kończyn przednich i tylnych. W przyszłości metoda ta może stać się coraz bardziej przydatna do generowania dokładnych ocen różnych urazów i chorób.

Wprowadzenie

Wskaźnik funkcjonalny rwy kulszowej (SFI) jest wzorcową metodą przeprowadzania oceny funkcjonalnego nerwu kulszowego1. SFI został szeroko przyjęty i jest często stosowany w różnych badaniach oceny funkcjonalnej uszkodzeń nerwu kulszowego u szczurów2,3,4,5,6. Pomimo jego popularności, istnieje kilka problemów z SFI, w tym automutilation7, ryzyko przykurczu stawów i rozmazywanie śladów stóp8. Problemy te poważnie wpływają na jego wartość prognostyczną9. W związku z tym wymagana jest alternatywna, mniej podatna na błędy metoda jako substytut SFI.

Jedną z takich alternatywnych metod jest analiza kinematyczna. Obejmuje to kompleksową analizę chodu przy użyciu znaczników śledzenia przymocowanych do kostnych punktów orientacyjnych lub stawów. Analiza kinematyczna jest coraz częściej stosowana do ocen funkcjonalnych9. Metoda ta jest stopniowo uznawana za niezawodne i czułe narzędzie do oceny funkcjonalnej10 bez niedociągnięć przypisywanych SFI11,12.

W tym protokole opisujemy serię analiz kinematycznych, które wykorzystują aparat do przechwytywania ruchu 3D składający się z bieżni, czterech kamer 120 Hz z naładowanym urządzeniem sprzężonym (CCD) i oprogramowania do przetwarzania danych (zobacz Tabelę materiałów). Ta metoda analizy kinematycznej różni się od ogólnego chodzenia wideo lub analizy chodu13,14. Dwie kamery są ustawione w różnych kierunkach, aby rejestrować ruchy kończyn tylnych z jednej strony. Następnie tworzony jest cyfrowy model 3D kończyny tylnej przy użyciu grafiki komputerowej9. Możemy obliczyć wyznaczone kąty stawów, takie jak staw biodrowy, kolanowy, skokowy i palcowy, dokładnie rekapitulując rzeczywiste wymiary kończyny. Dodatkowo możemy określić różne parametry, takie jak długość kroku/kroku oraz stosunek fazy podparcia do fazy wymachu. Rekonstrukcje te opierają się na całkowicie zrekonstruowanym cyfrowym modelu 3D kończyn tylnych, wygenerowanym na podstawie danych przesyłanych przez dwa zestawy kamer. Nawet wyimaginowana trajektoria środka ciężkości (CoG) może być obliczana automatycznie.

Użyliśmy tego urządzenia do przechwytywania ruchu 3D do wprowadzenia i oceny wielu parametrów kinematycznych, które ujawniają funkcjonalne zmiany w czasie w kontekście modelu uszkodzenia nerwu kulszowego u szczura.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Protokół został zatwierdzony przez komitet ds. eksperymentów na zwierzętach Uniwersytetu w Kioto, a wszystkie kroki protokołu zostały wykonane zgodnie z wytycznymi Komitetu ds. Eksperymentów na zwierzętach, Uniwersytet w Kioto (numer zatwierdzenia: MedKyo17029).

1. Zapoznanie szczurów z chodzeniem na bieżni

  1. Ustaw dwa przezroczyste plastikowe arkusze po obu stronach bieżni, aby 12-tygodniowy samiec szczura Lewis mógł chodzić w prostym kierunku, do przodu, a następnie włącz siatkę do porażenia prądem.
  2. Niech każdy szczur chodzi po bieżni. Stopniowo przyspieszaj bieżnię do żądanej prędkości (20 cm/s lub 12 m/min) i pozwól szczurowi chodzić normalnie z tą prędkością przez 5 minut. Po każdej sesji marszu zapewnij 1-2 minutową przerwę na odpoczynek. Powtarzaj ten proces 3 razy dziennie, 5 dni w tygodniu, przez 1 tydzień.
    UWAGA: Rozpocznij chodzenie na bieżni 1 tydzień przed krokiem 2.
  3. Trzymaj szczury w grupach po trzy w klatce z 12-godzinnym cyklem światła i ciemności i karm je komercyjną karmą dla szczurów i wodą z kranu ad libitum.

2. Wykonanie uszkodzenia nerwu kulszowego

  1. Umieść szczura w komorze indukcyjnej znieczulenia i wprowadź 5% roztwór inhalacyjny izofluranu.
  2. Należy zapewnić szczurowi dootrzewnowe wstrzyknięcie złożonego środka znieczulającego przygotowanego z 0,15 mg/kg chlorowodorku medetomidyny, 2 mg/kg midazolamu i 2,5 mg/kg winianu butorfanolu. Sprawdź, czy nie ma refleksu pedałowania. Następnie ogol obszar od lewego krętarza większego do połowy uda za pomocą golarki elektrycznej.
  3. Rozłóż kawałek aseptycznej szmatki, połóż na nim szczura i połóż go w lewej pozycji bocznej. Umieść również sterylne narzędzia chirurgiczne na tkaninie.
  4. Wykonaj proste nacięcie od krętarza większego do połowy uda za pomocą ostrza chirurgicznego nr 10. Następnie wykonaj rozwarstwienie mięśnia czworogłowego uda i bicepsa, używając chirurgicznego hemostatu w celu odsłonięcia nerwu kulszowego.
  5. Odłącz nerw kulszowy od otaczającej tkanki za pomocą dwóch par mikrokleszczy i zmiażdż nerw kulszowy przez 10 s, używając standardowego hemostatu chirurgicznego, aby stworzyć uraz zmiażdżenia o długości 2 mm w miejscu bezpośrednio pod guzowatością pośladkową.
  6. Wykonaj nylonowy szew epineuralny 9-0 na bliższym końcu urazu za pomocą pary mikrokleszczy, a następnie zamknij mięsień i skórę nylonowymi szwami 4-0.
  7. Należy wstrzyknąć dootrzewnowo antagonistę środka znieczulającego przygotowanego z 0,3 mg/kg chlorowodorku atipamezolu szczurowi, aby obudzić go w ciągu 10 minut. Po tym, jak szczur dojdzie do siebie po znieczuleniu, obserwuj ruchy lewego palca u nogi, podczas gdy szczur jest zawieszony u podstawy ogona. Jeśli palec u nogi w ogóle się nie rozprzestrzenia, operacja zakończyła się sukcesem.
  8. Po operacji należy trzymać szczury indywidualnie w 12-godzinnym cyklu światło-ciemność i karmić je komercyjną karmą dla szczurów i wodą z kranu ad libitum.

3. Dołączanie znaczników

  1. Umieść wyszkolonego szczura w komorze indukcyjnej znieczulenia i wprowadź 5% roztwór inhalacyjny izofluranu. Sprawdź, czy nie ma odruchu pedałowania, ściskając palec u nogi.
  2. Pozwól, aby szczur był stale znieczulany za pomocą maski znieczulającej (2% roztwór inhalacyjny izofluranu). Podczas gdy szczur otrzymuje stabilne znieczulenie, ogol obszar od dolnej części pleców do obustronnych kostek za pomocą golarki elektrycznej.
    UWAGA: Aby zapobiec narażeniu badaczy na wyciekający izofluran, upewnij się, że maska szczelnie zakrywa głowę i twarz szczura.
    UWAGA: Aby zapobiec obrażeniom szczura, zgol włosy tak delikatnie, jak to możliwe.
  3. Ułóż szczura w pozycji leżącej. Użyj czarnego markera, aby zaznaczyć następujące punkty orientacyjne kości na ogolonej skórze: Linia przechodząca przez wyrostki kolczyste od kręgów lędźwiowych do krzyżowych, przednie górne kolce biodrowe, krętarze większe, stawy kolanowe, kostki boczne, piąte stawy śródstopno-paliczkowe i czubek czwartego palca.
    UWAGA: Linia przechodząca przez wyrostki kolczyste służy do określenia, czy markery dwustronne są symetryczne osiowo.
  4. Użyj płynnego kleju, aby przymocować markery półkulowe do tych punktów orientacyjnych kości, z wyjątkiem linii przechodzącej przez wyrostki kolczyste od kręgów lędźwiowych do krzyżowych oraz czubka czwartego palca. Używaj odrębnych kolorów dla każdego innego punktu orientacyjnego, aby uniknąć nieporozumień. Czubek czwartego palca u nogi jest oznaczony różowym tuszem.
    UWAGA: Uważaj, aby nie kapać kleju na odsłoniętą skórę operatora.
  5. Po umieszczeniu wszystkich znaczników włóż szczura z powrotem do klatki. Nie kładź szczura na bieżni, dopóki w pełni nie wyzdrowieje ze znieczulenia.
    UWAGA: Zmniejszona świadomość może poważnie wpłynąć na normalne chodzenie, jeśli szczur nie wyzdrowieje w pełni po znieczuleniu.

4. Kalibracja i konfiguracja oprogramowania

  1. Ustaw dwa przezroczyste plastikowe arkusze po obu stronach bieżni i umieść pudełko kalibracyjne na środku bieżni. Otwórz oprogramowanie do nagrywania, a następnie kliknij ikonę obrazu kalibracyjnego na wyświetlaczu (Plik uzupełniający 1).
  2. Kliknij ikonę nagrywania, aby nagrać 1–2 s wideo z czterech kierunków za pomocą kamer CCD 120 Hz. Kliknij ponownie ikonę nagrywania, aby zatrzymać nagrywanie.
    UWAGA: Film zostanie zapisany automatycznie po zatrzymaniu nagrywania.
  3. Otwórz plik wideo w oprogramowaniu obliczeniowym. Kliknij i przeciągnij charakterystyczne punkty modeli 3D pola kalibracji w prawym dolnym rogu ekranu do odpowiednich znaczników na czterech zdjęciach, które są automatycznie przekształcane z wideo we wzorze kalibracji (plik uzupełniający 2). Następnie kliknij ikonę Zapisz.
    UWAGA: Nie zmieniaj pozycji kamer po zakończeniu kalibracji.

5. Nagrywanie chodzenia

  1. Wyjmij pudełko kalibracyjne z bieżni, włącz siatkę porażenia prądem i umieść w pełni przytomnego szczura na bieżni. Otwórz oprogramowanie rejestrujące i wprowadź podstawowe informacje o szczurze, w tym jego numer seryjny, prędkość chodzenia i nazwisko głównego operatora.
  2. Włącz bieżnię i ustaw prędkość na 20 cm/s. Po tym, jak szczur dostosuje się do prędkości i będzie w stanie normalnie chodzić, kliknij ikonę Nagrywanie na wyświetlaczu, aby nagrać chodzącego szczura za pomocą czterech kamer. Po zarejestrowaniu wystarczającej liczby kroków (>10) kliknij ponownie ikonę, aby zatrzymać nagrywanie i wyłącz bieżnię.
    UWAGA: Film zostanie zapisany automatycznie po zatrzymaniu nagrywania.
  3. Włóż szczura z powrotem do komory indukcyjnej znieczulenia w celu znieczulenia. Podczas gdy szczur jest pod ciągłym znieczuleniem (podawanym przez maskę znieczulającą), usuń markery półkuli.
    UWAGA: Usuń markery tak delikatnie, jak to możliwe, aby uniknąć powodowania bólu u szczura.
  4. W wyznaczonym czasie (np. 1 tydzień, 3 tygodnie lub 6 tygodni po zabiegu) wykonaj pomiar kinematyczny na szczurze, powtarzając kroki 3.1–5.3. Pomiar kinematyczny należy wykonać tylko raz, na początku eksperymentu, dla szczurów, które nie przeszły operacji (tj. grupy kontrolnej).

6. Śledzenie znaczników

  1. Otwórz oprogramowanie obliczeniowe i otwórz plik wideo w interfejsie.
  2. Kliknij i przeciągnij obustronny pasek kontrolny na pasku postępu filmu, aby upewnić się, że wyświetlany jest tylko 10-krokowy zapis chodu na bieżni (plik uzupełniający 3). Kliknij i przeciągnij każdy charakterystyczny punkt z modelu 3D w prawym dolnym rogu ekranu do odpowiedniego znacznika na każdym z czterech początkowych zdjęć filmów, które zostały nagrane przez kamery (Plik uzupełniający 4).
  3. Kliknij ikonę Automatyczne śledzenie, aby rozpocząć proces automatycznego śledzenia znaczników (Plik uzupełniający 5, Plik uzupełniający 6). Jeśli system nie śledzi dokładnie znacznika, kliknij ikonę Digitalizuj ręcznie, aby przełączyć się w tryb śledzenia ręcznego (Plik uzupełniający 7), kliknij punkt charakterystyczny śledzenia w modelu 3D, a następnie odpowiadający znacznik na obrazie.
  4. Po kliknięciu znacznika upewnij się, że obraz przełączy się do następnej klatki wideo. Teraz w sposób ciągły klikaj znacznik, aż proces śledzenia znacznika zostanie zakończony. Po zakończeniu kliknij ikonę Zapisz.

7. Analiza kinematyczna

  1. Otwórz oprogramowanie analityczne, a następnie otwórz przetworzony plik wideo w interfejsie.
  2. Kliknij ikonę Ustawienia, a następnie wybierz i dodaj wyznaczone parametry, takie jak kąt kostki, kąt palców i przesunięcie miednicy (osie X i Z) do listy wyświetlania w wyskakującym okienku po prawej stronie (Plik uzupełniający 8). Kliknij OK, aby w interfejsie pojawiły się krzywe reprezentujące zmiany wartości parametrów.
  3. Kliknij ikonę Pomiar i wybierz Płynne przetwarzanie z menu rozwijanego. Wprowadź 20 Hz w wyskakującym okienku, aby usunąć częstotliwości większe niż 20 Hz w krzywych (Plik uzupełniający 9).
  4. Upewnij się, że w interfejsie znajduje się pięć paneli: film z chodzeniem szczura, dynamiczny model 3D, krzywe reprezentujące zmiany wartości parametrów z cyklu 10-etapowego, krzywe reprezentujące zmiany wartości średniej wartości parametrów oraz histogramy i schematy ideowe, które reprezentują stosunek fazy postawy i wymachu (plik uzupełniający 10).
  5. Kliknij prawym przyciskiem myszy panel krzywych reprezentujących zmiany wartości średnich parametrów i wybierz opcję Dane wyjściowe z menu rozwijanego (Plik uzupełniający 11). W ten sposób uzyskane zostaną średnie wartości kątów stawu kończyny tylnej, w tym kątów kostki i palców, przesunięcia miednicy i wszelkich innych pożądanych parametrów w 10-krokowych okresach cyklu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Wybrano cztery parametry do zbadania zmian funkcjonalnych w czasie w modelu zmiażdżenia nerwu kulszowego u szczura. Były to: stosunek fazy podporowej do fazy przenoszenia, trajektoria środka ciężkości (CoG), kąty w stawie skokowym oraz kąty palców w fazie „odbicia palców”9. Dwadzieścia cztery szczury randomly przydzielono do jednej z czterech grup: grupy kontrolnej (C) oraz grup szczurów w pierwszym (1w), trzecim (3w) i szóstym (6w) tygodniu po zmiażdżeniu lewego nerwu kulszowego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W tym protokole stabilny i ciągle chodzący szczur jest najważniejszym elementem analizy kinematycznej. Prędkość bieżni została ustawiona na 20 cm/s. Ta prędkość chodzenia w żadnym wypadku nie jest uważana za "wysoką", jeśli szczury poruszają się bez ograniczeń przestrzennych16. Niemniej jednak ta prędkość jest zbyt duża, aby niewyszkolone szczury mogły stabilnie chodzić po bieżni i prawdopodobnie skutkowałyby nieprawidłowym chodem i niejednolitymi ruchami. Zdarzenia te mogą poważnie wpłynąć na wia...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

To badanie było wspierane przez JSPS KAKENHI Grant Number JP19K19793, JP18H03129, and JP18K19739.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Nylonowy szew 9-0Bear Medic Corporation.T06A09N20-25
Aparatura anestezjologiczna dla małych zwierzątSHINANO MFG CO., LTD.SN-487-0T
Roztwór do inhalacji ISOFLURANUfirmy Pfizer Japan Inc.(01)14987114133400
Analizator kineKISSEI COMTEC CO., LTD.NieOprogramowanie analityczne
Klej w płynieKANBO PRAS CORPORATIONPT-B180
MikrokleszczykiBRC CO.
Rejestrator ruchuKISSEI COMTEC CO., LTD.NieOprogramowanie do nagrywania
Standardowy hemostat chirurgicznyFine Science Tools, Inc.12501-13
Ostrze chirurgiczne nr 10FEATHER Safety Razor CO., LTD100D
Hemostat chirurgicznyWorld Precision Instruments503740
Trójwymiarowy aparat do przechwytywania ruchu (KinemaTracer dla zwierząt)KISSEI COMTEC CO., LTD.NieSystem analizy ruchu 3D, który składa się z kamer
Kalkulator trójwymiarowy (3D)KISSEI COMTEC CO., LTD.NieOprogramowanie do śledzenia znaczników
BieżniaMUROMACHI KIKAI CO., LTDMK-685bieżnia z afiliowanym elektrycznym schockerem, przezroczystymi osłonami i aparatem do kontroli prędkości
dotyczy16171080 dotyczy dotyczy dotyczy

Bibliografia

  1. Kanaya, F., Firrell, J. C., Breidenbach, W. C. Sciatic function index, nerve conduction tests, muscle contraction, and axon morphometry as indicators of regeneration. Plastic and Reconstructive Surgery. 98 (7), 1264-1274 (1996).
  2. Takhtfooladi, M. A., Jahanbakhsh, F., Takhtfooladi, H. A., Yousefi, K., Allahverdi, A. Effect of low-level laser therapy (685 nm, 3 J/cm(2)) on functional recovery of the sciatic nerve in rats following crushing lesion. Lasers in Medical Science. 30 (3), 1047-1052 (2015).
  3. Xing, H., Zhou, M., Assinck, P., Liu, N. Electrical stimulation influences satellite cell differentiation after sciatic nerve crush injury in rats. Muscle & Nerve. 51 (3), 400-411 (2015).
  4. Yang, C. C., Wang, J., Chen, S. C., Jan, Y. M., Hsieh, Y. L. Enhanced functional recovery from sciatic nerve crush injury through a combined treatment of cold-water swimming and mesenchymal stem cell transplantation. Neurological Research. 37 (90), 816-826 (2015).
  5. Jiang, W., et al. Low-intensity pulsed ultrasound treatment improved the rate of autograft peripheral nerve regeneration in rat. Scientific Reports. 6, 22773(2016).
  6. Ni, X. J., et al. The Effect of Low-Intensity Ultrasound on Brain-Derived Neurotropic Factor Expression in a Rat Sciatic Nerve Crushed Injury Model. Ultrasound in Medicine & Biology. 43 (2), 461-468 (2017).
  7. Weber, R. A., Proctor, W. H., Warner, M. R., Verheyden, C. N. Autotomy and the sciatic functional index. Microsurgery. 14 (5), 323-327 (1993).
  8. Dellon, A. L., Mackinnon, S. E. Sciatic nerve regeneration in the rat. Validity of walking track assessment in the presence of chronic contractures. Microsurgery. 10 (3), 220-225 (1989).
  9. Wang, T., et al. Functional evaluation outcomes correlate with histomorphometric changes in the rat sciatic nerve crush injury model : A comparison between sciatic functional index and kinematic analysis. PLoS One. 13 (12), e0208985(2018).
  10. de Ruiter, G. C., et al. Two-dimensional digital video ankle motion analysis for assessment of function in the rat sciatic nerve model. Journal of the Peripheral Nervous System. 12 (3), 216-222 (2007).
  11. Walker, J. L., Evans, J. M., Meade, P., Resig, P., Sisken, B. F. Gait-stance duration as a measure of injury and recovery in the rat sciatic nerve model. Journal of Neuroscience Methods. 52 (1), 47-52 (1994).
  12. Dijkstra, J. R., Meek, M. F., Robinson, P. H., Gramsbergen, A. Methods to evaluate functional nerve recovery in adult rats: walking track analysis, video analysis and the withdrawal reflex. Journal of Neuroscience Methods. 96 (2), 89-96 (2000).
  13. Lee, J. Y., et al. Functional evaluation in the rat sciatic nerve defect model: a comparison of the sciatic functional index, ankle angles, and isometric tetanic force. Plastic and Reconstructive Surgery. 132 (5), 1173-1180 (2013).
  14. Rui, J., et al. Gait cycle analysis: parameters sensitive for functional evaluation of peripheral nerve recovery in rat hind limbs. Annals of Plastic Surgery. 73 (4), 405-411 (2014).
  15. Yu, P., Matloub, H. S., Sanger, J. R., Narini, P. Gait analysis in rats with peripheral nerve injury. Muscle & Nerve. 24 (2), 231-239 (2001).
  16. Amado, S., et al. The sensitivity of two-dimensional hindlimb joint kinematics analysis in assessing functional recovery in rats after sciatic nerve crush. Behavioural Brain Research. 225 (2), 562-573 (2011).
  17. Monte-Raso, V. V., Barbieri, C. H., Mazzer, N., Yamasita, A. C., Barbieri, G. Is the Sciatic Functional Index always reliable and reproducible? Journal of Neuroscience Methods. 170 (2), 255-261 (2008).
  18. Varejao, A. S. P., et al. Motion of the foot and ankle during the stance phase in rats. Muscle & Nerve. 26 (5), 630-635 (2002).
  19. Lin, F. M., Pan, Y. C., Hom, C., Sabbahi, M., Shenaq, S. Ankle stance angle: a functional index for the evaluation of sciatic nerve recovery after complete transection. Journal of Reconstructive Microsurgery. 12 (3), 173-177 (1996).
  20. Patel, M., et al. Video-gait analysis of functional recovery of nerve repaired with chitosan nerve guides. Tissue Engineering. 12 (11), 3189-3199 (2006).
  21. Filipe, V. M., et al. Effect of skin movement on the analysis of hindlimb kinematics during treadmill locomotion in rats. Journal of Neuroscience Methods. 153 (1), 55-61 (2006).
  22. Tajino, J., et al. Three-dimensional motion analysis for comprehensive understanding of gait characteristics after sciatic nerve lesion in rodents. Scientific Reports. 8 (1), 13585(2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Aparatura do przechwytywania ruchuchód na bieżnimocowanie markerówpunkty orientacyjne kościtylna część kończynyśrodek ciężkości
Analiza kinematyczna 3D do oceny funkcjonalnej w szczurzym modelu uszkodzenia nerwu kulszowego
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.