Artykuł metodologiczny

Obrazowanie hiperspektralne jako narzędzie do badania anizotropii optycznej w monokryształach molekularnych na bazie lantanowców

DOI:

10.3791/60826

⸱

14 kwietnia 2020

 ,  ,  ,  , 
1Department of Chemistry and Biomolecular Sciences, University of Ottawa, 2Photon etc

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj prezentujemy protokół do uzyskiwania luminescencyjnych danych obrazowania hiperspektralnego oraz do analizy cech anizotropii optycznej monokryształów na bazie lantanowców za pomocą Systemu Obrazowania Hiperspektralnego.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tej pracy opisujemy protokół nowatorskiego zastosowania obrazowania hiperspektralnego (HSI) w analizie luminescencyjnych monokryształów molekularnych na bazie lantanowców (Ln3+). Jako reprezentatywny przykład wybraliśmy monokryształ heterodwujądrowego kompleksu na bazie Ln [TbEu(bpm)(tfaa)6] (bpm = 2,2'-bipirymidyna, tfaa- =1,1,1-trifluoroacetyloacetonian) wykazujący jasną emisję widzialną pod wpływem wzbudzenia UV. HSI to nowa technika, która łączy 2-wymiarowe obrazowanie przestrzenne struktury luminescencyjnej z informacjami spektralnymi z każdego piksela uzyskanego obrazu. W szczególności HSI na monokryształach kompleksu [Tb-EU] dostarczyło lokalnych informacji spektralnych, odsłaniając zmiany intensywności luminescencji w różnych punktach wzdłuż badanych kryształów. Zmiany te przypisano anizotropii optycznej występującej w krysztale, która wynika z różnego upakowania molekularnego jonów Ln3+ w każdym z kierunków struktury krystalicznej. Opisany tu HSI jest przykładem przydatności takiej techniki do badań spektroprzestrzennych materiałów molekularnych. Jednak, co ważne, protokół ten można łatwo rozszerzyć na inne rodzaje materiałów luminescencyjnych (takich jak między innymi kryształy molekularne o rozmiarach mikronów, mikrocząstki nieorganiczne, nanocząstki w tkankach biologicznych lub znakowane komórki), otwierając wiele możliwości głębszego badania zależności między strukturą a właściwościami. Ostatecznie takie badania dostarczą wiedzy, która zostanie wykorzystana w inżynierii zaawansowanych materiałów do szerokiego zakresu zastosowań, od bioobrazowania po zastosowania technologiczne, takie jak falowody czy urządzenia optoelektroniczne.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obrazowanie hiperspektralne (HSI) to technika, która generuje mapę przestrzenną, gdzie każda współrzędna x-y zawiera informacje spektralne, które mogą być oparte na dowolnym rodzaju spektroskopii, a mianowicie spektroskopach fotoluminescencji, absorpcji i rozpraszania1,2,3. W efekcie uzyskuje się trójwymiarowy zestaw danych (zwany również "sześcianem hiperspektralnym"), gdzie współrzędne x-y są osiami przestrzennymi, a współrzędna z to informacje spektralne z analizowanej próbki. W związku z tym sześcian hiperspektralny zawiera zarówno informacje przestrzenne, jak i spektralne, zapewniając bardziej szczegółowe badanie spektroskopowe próbki niż tradycyjna spektroskopia. Chociaż HSI jest znana od lat w dziedzinie teledetekcji (np. geologia, przemysł spożywczy4), ostatnio pojawiła się jako innowacyjna technika charakteryzacji nanomateriałów2,5 lub sondy do zastosowań biomedycznych3,6,7,8. Ogólnie rzecz biorąc, nie ogranicza się do domeny UV/widzialnej/bliskiej podczerwieni (NIR), ale może być również rozszerzony za pomocą innych źródeł promieniowania, takich jak promieniowanie rentgenowskie – na przykład w celu scharakteryzowania rozkładu pierwiastków w różnych materiałach 9 – lub promieniowanie terahercowe, gdzie HSI zostało wykorzystane do przeprowadzenia detekcji termicznej w tkankach biologicznych8. Co więcej, mapowanie fotoluminescencji zostało połączone z mapowaniem Ramana w celu zbadania właściwości optycznych monowarstwy MoS210. Jednak wśród zgłoszonych zastosowań optycznego HSI jest jeszcze tylko kilka przykładów materiałów na bazie lantanowców dotyczących HSI11,12,13,14,15,16,17. Dla przykładu możemy przytoczyć: wykrywanie nowotworów w tkankach6, analiza głębokości przenikania światła w tkankach biologicznych7, multipleksowane obrazowanie biologiczne3, analiza wieloskładnikowego transferu energii w układach hybrydowych11, oraz badanie wywołanych agregacją zmian właściwości spektroskopowych nanocząstek konwertujących w górę12. Nie ulega wątpliwości, że atrakcyjność HSI wynika z jego przydatności do generowania wiedzy na temat luminescencji specyficznej dla środowiska, dostarczając jednocześnie informacji przestrzennych i spektralnych o sondzie.

Korzystając z tej potężnej techniki, opisujemy tutaj protokół do badania anizotropii optycznej monokryształu heterodinuclear Tb3+-Eu3+ [TbEu(bpm)(tfaa)6] (Rysunek 1a)13. Zaobserwowana anizotropia optyczna wynikała z różnego upakowania molekularnego jonów Ln3+ w różnych kierunkach krystalograficznych ( Rysunek 1b), co spowodowało, że niektóre twarze kryształów były jaśniejsze, a inne wykazywały ciemniejszą fotoluminescencję. Zasugerowano, że zwiększona intensywność luminescencji na określonych ścianach kryształu była skorelowana z bardziej efektywnym transferem energii wzdłuż tych kierunków krystalograficznych, gdzie odległości jonów Ln3+···Ln3+ były najkrótsze13.

Zmotywowani tymi wynikami, proponujemy ustanowienie szczegółowej metodologii analizy anizotropii optycznej za pomocą HSI, otwierając drogę do lepszego zrozumienia procesów transferu energii jonów i przestrajalnych właściwości luminescencyjnych wynikających ze specyficznego układu molekularnego18,19. Te zależności między strukturą a właściwościami zostały uznane za ważne aspekty projektowania innowacyjnych materiałów optycznych, w tym między innymi systemów falowodowych i optomagnetycznych urządzeń magazynujących w skali nano i mikro – odpowiadając na zapotrzebowanie na bardziej wydajne i zminiaturyzowane systemy optyczne20.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

UWAGA: Zaleca się używanie okularów ochronnych przeznaczonych do długości fali wzbudzenia przez cały czas podczas obsługi imagera.

1. Konfiguracja mikroskopu hiperspektralnego

UWAGA: Przegląd systemu obrazowania hiperspektralnego znajduje się w Rysunek 2a, z opisanymi głównymi elementami imagera. System obrazowania może być używany do wykrywania emisji w zakresie widzialnym lub bliskiej podczerwieni (NIR) z próbki. W zależności od tego, która detekcja jest pożądana (widzialna lub NIR), światło przechodzi przez dwie różne ścieżki światła (Rysunek 2e). Kombinacja różnych sześcianów obracających wiązkę i sześcianów filtrów dichroicznych (kostek optycznych) musi być umieszczona w określonych miejscach w instrumencie, aby wybrać odpowiednią ścieżkę.

  1. Włącz komputer podłączony do systemu obrazowania. Włącz monitor komputera.
  2. Ustaw odpowiednią konfigurację kostki optycznej (Rysunek 2b,c).
    UWAGA: W tym miejscu opisana jest konfiguracja imagera (konfiguracja kostki optycznej) do mapowania HSI z wykorzystaniem wzbudzenia UV i detekcji emisji widzialnej. Możliwa jest jednak również jego zmiana dla wzbudzenia NIR i detekcji emisji widzialnej lub NIR, w zależności od analizowanej próbki. Zapoznaj się z sekcją Reprezentatywne wyniki, aby zapoznać się z przykładem.
    1. Zaczynając od stopnia mikroskopu (1 w Rysunek 2a) i podążając ścieżką wiązki emisyjnej w kierunku detektorów (3 w Rysunek 2a), pozostaw pierwszą pozycję dla kostki optycznej (4 w Rysunek 2b) i umieść kostkę optyczną mikroskopu konfokalnego (DFM1-P01) w pozycji wskazanej jako 5 w Rysunek 2b, tak aby emisja z próbki była kierowana przez ścieżkę światła widzialnego.
    2. Patrząc wzdłuż ścieżki optycznej w kierunku detektora, umieść widzialny sześcian optyczny (CM1-P01), który zawiera zwierciadło dichroiczne i filtry kierujące widzialną emisję na ścieżki detekcji, w pozycji wskazanej jako 6 w Rysunek 2b.
    3. Kontynuując drogę w kierunku detektora, umieść konfokalny sześcian optyczny otworkowy (DFM1-P01) w pozycji wskazanej jako 7 w Rysunek 2b, aby skierować światło przez ścieżkę wykrywania światła widzialnego. Następnie, podążając za ścieżką, umieść spektrometr konfokalny kostki optycznej (DFM1-P01) w pozycji 8 w Rysunek 2c, tak aby emitowane światło docierało do detektora.
    4. W przypadku mapowania HSI ręcznie kontroluj otwór szczelinowy detektora (9 cali Rysunek 2c), aby dopasować go do rozmiaru używanych otworów (około 50 mm jest optymalne).
      5. W oprogramowaniu PHySpec wybierz otwór otworkowy (5 cali klasa="xfig">Rysunek 3).
    5. UWAGA: Im mniejsza apertura otworkowa, tym lepsza rozdzielczość HSI, kosztem intensywności sygnału.
  3. Włącz lampę szerokopasmową (Rysunek 2d, wstawka), ustawiając przełącznik (10 w Rysunek 2d) w pozycji ON. Aby kontrolować intensywność światła wzbudzenia, przekręć pokrętło oznaczone symbolem 11 (Rysunek 2d) na wyższe (32 – najniższe natężenie) lub niższe (1 – najwyższe natężenie). Utrzymuj migawkę lampy szerokopasmowej (12 cali Rysunek 2d) zamkniętą podczas konfiguracji.
    UWAGA: Wyższe wartości odpowiadają większemu tłumieniu gęstości mocy emitowanej przez lampę, natomiast niższe wartości odpowiadają niższemu tłumieniu.
  4. Włącz następujący sprzęt w kolejności podanej poniżej, ustawiając ich przełączniki w pozycji ON:
    1. Włącz kontroler ruchu ThorLabs.
    2. Włącz źródło zasilania firmy Nikon.
    3. Włącz kontroler ASI.
    4. Włącz kontroler Galvo.
    5. Włącz detektor ProEm.
    6. Włącz detektor Bayspec.
  5. Na komputerze otwórz oprogramowanie PHySpec, klikając dwukrotnie jego ikonę.
    1. Naciśnij F8 na klawiaturze, aby zainicjować system konwersji w górę IMA, a następnie kliknij przycisk OK w oknie Połącz z systemem.
      UWAGA: Krok 1.5.1. można również wykonać, klikając kartę System, a następnie klikając Połącz, aby przejść do okna Połącz z systemem. Następnie można kliknąć przycisk OK, aby połączyć system obrazowania z oprogramowaniem.
    2. Upewnij się, że wszystkie menu są widoczne w interfejsie (Kamera kolorowa, ProEm i Bayspec), a także na tablicy wskaźników po lewej stronie ekranu, jak pokazano na Rysunek 3.

2. Obrazowanie hiperspektralne monokryształu [TbEu(bpm)(tfaa)6]

  1. W celu przygotowania próbki należy umieścić kryształ na szkiełku mikroskopowym. W przypadku, gdy konieczne jest użycie większego powiększenia, przykryj kryształ cienkim szkłem nakrywkowym i zabezpiecz go taśmą, tak aby próbkę można było umieścić cienką szklaną pokrywą skierowaną w stronę soczewki obiektywu.
  2. Umieść szklane szkiełko, na którym przygotowano próbkę, na stoliku mikroskopu i zabezpiecz je za pomocą metalowych ramion (Rysunek 4a,b).
  3. Przesuń próbkę za pomocą joysticka (Rysunek 4c) kontrolera ASI, aby ustawić próbkę nad używanymi obiektywami.
  4. Ręcznie umieść prawą kostkę filtrującą w kole pod obiektywami (3 w Rysunek 5), aby wybrać wzbudzenie UV lampy i przepuścić emisję widzialną w kierunku detektora.
    UWAGA: Dostępne są dodatkowe kostki filtracyjne do wzbudzenia światłem zielonym lub niebieskim, dlatego posiadanie odpowiedniej kostki filtrującej na miejscu jest ważne dla odpowiedniej długości fali wzbudzenia.
  5. Ręcznie ustaw obiektyw 20X (oznaczony przez 5 cali Rysunek 5) pod próbką i naciśnij biały przycisk (6 w Rysunek 5) po lewej stronie mikroskopu, aby włączyć białe światło.
    1. Dostosuj jasność, obracając pokrętło pod przyciskiem zasilania białego światła (7 cali Rysunek 5).
  6. W oprogramowaniu PHySpec naciśnij przycisk Odtwórz (wideo) w oknie kolorowej kamery, co spowoduje pobranie skanu na żywo.
    1. Jeśli w oknie kamery kolorowej wyświetlany jest obraz, zwiększ czas ekspozycji (2 w Rysunek 3) i/lub wartość wzmocnienia (3 w Rysunek 3) znajdujące się na tablicy wskaźników, w zakładce Kamera kolorowa. Jeśli oglądany obraz jest zbyt jasny, zmniejsz czas ekspozycji i/lub wartość wzmocnienia.
    2. Upewnij się, że przednie pokrętło po prawej stronie mikroskopu (2 w Rysunek 5) jest ustawione w pozycji R, aby wysłać 20% sygnału do aparatu/lornetki i 80% sygnału do detektora.
  7. Skoncentruj się na próbce, dostosowując odległość między obiektywem a stolikiem (Rysunek 4b). Odbywa się to poprzez przekręcenie pokręteł pokazanych w Rysunek 4d po prawej stronie mikroskopu.
    UWAGA: Większe pokrętło służy do regulacji zgrubnej, podczas gdy mniejsze pokrętło służy do delikatniejszych i mniejszych zmian ostrości.
  8. Upewnij się, że ręcznie wybrany cel jest również wybrany w oprogramowaniu. Najpierw kliknij przycisk Widok na górnym pasku menu, a następnie kliknij jeden Pokaż / ukryj pasek skali, aby wyświetlić pasek skali na obrazie (1 w Rysunek 3). Następnie przejdź do zakładki Galwanometr w panelu instrukcji sterowania i wybierz używany obiektyw (4 w Rysunek 3). Upewnij się, że wyświetlana podziałka liniowa jest prawidłowa, wybierając odpowiedni obiektyw w oprogramowaniu.
  9. W oprogramowaniu należy wybrać odpowiedni detektor przechodząc do zakładki Diverter (ProEM – 6 w Rysunek 3) oraz kraty przechodząc w zakładkę Filtr (1200 gr/mm w przypadku ProEM – 7 w Rysunek 3) pod zakładką SpectraPro SP-2300.
  10. Otwórz przesłonę lampy szerokopasmowej (12 cali Rysunek 2), aby umożliwić wzbudzenie próbki w świetle UV. Przekręć pokrętło intensywności (11 w Rysunek 2d) do żądanej pozycji (np. 8 – intensywność pośrednia), aby kontrolować intensywność wzbudzenia lampy szerokopasmowej (UV).
    1. Aby wybrać między oświetleniem o szerokim polu widzenia (otwarta przysłona) a mniejszym oświetleniem punktowym (bardziej zamknięta przysłona), kontroluj rozmiar apertury pola lampy UV za pomocą drążka i pokręteł pokazanych na 4 w Rysunek 5.
  11. W zakładce SpectraPro SP-2300 wybierz długość fali, aby obserwować emisję próbki.
  12. Jeśli długości fal emisyjnych próbki są nieznane, należy uzyskać widmo emisyjne.
    1. W sekwencerze kliknij znak +, aby dodać nową sekwencję ("węzeł") do uzyskania widma emisyjnego.
      1. Kliknij Spektrometr, a następnie Akwizycja widma (ze skanowaniem spektralnym).
      2. Wprowadź minimalną długość fali (tj. 400 nm) i maksymalną długość fali (tj. 700 nm) i kliknij OK, aby ustawić zakres widma, w którym widmo będzie rejestrowane.
      3. Wybierz odpowiedni czas ekspozycji w menu po lewej stronie oprogramowania. Wybierz krótsze czasy (np. 0,1 s) dla bardzo jasnych próbek i dłuższe czasy (np. 2 s) dla emiterów przyciemnionych.
      4. Dostosuj moc wzbudzenia w przypadku wzbudzenia lampy szerokopasmowej (UV) (patrz krok 1.3 powyżej).
        UWAGA: W przypadku wzbudzenia diody NIR można je dostosować z menu rozwijanego Neutral Density po lewej stronie oprogramowania PHySpec.
    2. Na sekwencerze kliknij przycisk podwójnego odtwarzania, aby uruchomić całą sekwencję. Po przedstawieniu widma należy zwrócić uwagę na obszary zainteresowania dla detekcji emisji próbki (np. 580–640 nm w przypadku próbek opartych na Tb3+ i Eu3+).
    3. W razie potrzeby zoptymalizuj wykrywanie sygnału, zmieniając ostrość próbki lub dostosowując czas ekspozycji w oprogramowaniu PHySpec. Osiągnij dalszą optymalizację detekcji sygnału poprzez zwiększenie intensywności emisji próbki poprzez zmianę mocy źródła wzbudzenia (lampy szerokopasmowej), jak opisano powyżej.
  13. Dostosuj odpowiednio czas ekspozycji (np. 0,5 s – 2 cale Rysunek 3) i wzmocnienie (3 w Rysunek 3) kamery kolorowej, aby uzyskać obraz dobrej jakości. W razie potrzeby dodaj pasek skali do obrazu, klikając przycisk Pokaż/ukryj pasek skali w drugim wierszu menu w górnej części okna oprogramowania PHySpec.
  14. Zalecenie: Przed uzyskaniem kostki hiperspektralnej zapisz obraz kryształu z mikroskopii optycznej w jasnym polu w świetle białym (Rysunek 6a) i/lub pełnym UV (Rysunek 6b) lub ograniczonym ( Rysunek 6c) oświetlenie (oświetlenie UV kontrolowane przez otwór migawki, pokazane jako 4 w Rysunek 5). Aby to zrobić, gdy próbka jest ostra, kliknij przycisk odtwarzania na kolorowej kamerze.
  15. Kliknij Plik, a następnie Eksportuj widok okna, wybierz żądany format, aby wyeksportować uzyskany obraz i zapisz plik z żądanym rozszerzeniem (.h5, . w formacie JPEG).
  16. Przed uzyskaniem obrazu hiperspektralnego należy wyłączyć oświetlenie światłem białym oraz światło w pomieszczeniu.
  17. Aby uzyskać sześcian hiperspektralny, napisz nową sekwencję. Dlatego w sekwencerze kliknij znak +, aby dodać nowy węzeł.
    1. Kliknij Confocal Imager.
      1. Kliknij Akwizycja wielu spektrum. W tym przypadku pożądane pole widzenia jest definiowane przez liczbę punktów do uzyskania w kierunkach x i y oraz rozmiar stopnia. Na przykład użyj 100 punktów w x i 100 punktów w y z krokiem 5 μm, aby uzyskać obraz o wymiarach 500 na 500 μm.
        Uwaga: Całkowita liczba punktów akwizycji i czas integracji w każdym punkcie będą miały bezpośredni wpływ na całkowity czas akwizycji kostki hiperspektralnej.
        1. Wprowadź żądaną liczbę pozycji X (np. 100) i pozycji Y (np. 100), a także żądany rozmiar kroku (np. 5 μm). Wybierz opcję sprzętową dla synchronizacji kamery, aby uzyskać widoczne mapowanie emisji (i opcję oprogramowania w przypadku wykrycia NIR). Kliknij przycisk OK.
  18. W sekwencerze kliknij na nowo dodaną linię Multi-Spectrum Acquisition, aby podświetlić węzeł.
  19. Kliknij przycisk Odtwórz, aby uruchomić wybrany node.
    UWAGA: Pozostały czas, który zajmie akwizycja, pojawi się obok węzła (w minutach, np. 28 minut).
  20. Po zakończeniu akwizycji zapisz kostkę hiperspektralną w odpowiednim formacie pliku (.h5).

3. Analiza danych hiperspektralnych

  1. Zaraz po przejęciu, jeśli zapisana kostka hiperspektralna nie otworzy się automatycznie w oprogramowaniu, odzyskaj kostkę hiperspektralną, która została zapisana jako plik .h5, klikając Plik na górnym pasku menu, a następnie najeżdżając kursorem i klikając Otwórz plik.... Gdy pojawi się okno zatytułowane Wybierz dane do otwarcia, wybierz folder, w którym zapisany jest plik .h5 i kliknij dwukrotnie plik, aby go otworzyć.
  2. Po zaimportowaniu pliku sześcianu hiperspektralnego zmodyfikuj wyświetlany obraz sześcianu hiperspektralnego, aby pokazać intensywność określonej długości fali spektralnej, przesuwając pasek na górze obrazu sześcianu w lewo (dolna długość fali, np. 580 nm) lub w prawo (wyższa długość fali, np. 638 nm).
    UWAGA: Wybrana długość fali jest wyświetlana po lewej stronie tego górnego paska (1 w Rysunek 7).
  3. Po wybraniu interesującej nas długości fali do analizy (np. maksymalnego natężenia, które w przypadku [TbEu(bpm)(tfaa)6] wynosi 613,26 nm), należy wykonać jeden (lub wszystkie) z trzech możliwych typów analizy spektralnej: (A) rozkład widmowy w postaci obrazu (2 w Rysunek 7); (B) profil intensywności emisji w obszarze zainteresowania (3 w Rysunek 7); (C) ekstrakcja widma w określonym punkcie lub obszarze zainteresowania (4 w Rysunek 7).
    1. W przypadku rozkładu widmowego z obrazu, użyj funkcji Crop and Bin , aby zwiększyć stosunek sygnału do szumu na obrazie. Aby to zrobić, kliknij w górnym menu Przetwarzanie, a następnie wybierz Dane, a następnie opcję Przytnij i Kosz.
    2. W przypadku profilu intensywności emisji, na obrazie sześcianu, kliknij prawym przyciskiem myszy i wybierz Utwórz cel lub Utwórz profil X lub Utwórz profil Y, w zależności od tego, czy należy przeanalizować tylko jeden punkt (Cel - 5 i 6 w Rysunek 7), czy linię (Profil - 7 i 8 w Rysunek 7). Wybierz obszar analizy, przeciągając kursorem cel, profil linii poziomej lub pionowej i przesuń go w poprzek sześcianu.
      1. Po prawidłowym wybraniu profilu kliknij prawym przyciskiem myszy region i wybierz Dodaj cel do wykresu. Wybrano opcję utworzenia nowego wykresu w celu wyświetlenia intensywności emisji (oś y) w funkcji fizycznego położenia celu (oś x). Widmo pojawi się na nowym wykresie, który został wstawiony (6 i 7 w Rysunek 7).
        UWAGA: Można utworzyć wiele celów, które będą wyświetlane jako profile emisji w różnych kolorach (5 i 6 w Rysunek 7).
    3. Alternatywnie, uzyskaj widmo emisyjne określonego obszaru próbki (9 w Rysunek 7). Na początek najedź kursorem na obraz kostki i kliknij prawym przyciskiem myszy. Kliknij opcje Zaznaczenie prostokąta lub Zaznaczenie elipsy na karcie, która się pojawi.
      1. Narysuj kształt zaznaczenia (np. prostokąt) nad żądanym obszarem, klikając i przeciągając kursor po sześcianie. Po prawidłowym wybraniu obszaru kliknij go prawym przyciskiem myszy i wybierz Dodaj zaznaczenie do wykresu.
      2. W wyświetlonym oknie Dodaj do wykresu wybierz Utwórz nowy wykres, aby wyświetlić widma emisji celu, a następnie kliknij OK.
        UWAGA: Na wykresie, na którym pokazana jest docelowa emisja, pojawi się nowa kolorowa linia (8 w Rysunek 7) z intensywnością emisji jako osią y i długością fali na osi x. Widmo to odpowiada uśrednionemu natężeniu wybranego obszaru dla każdej długości fali.
  4. Po uzyskaniu widma zapisz je przed wybraniem nowego regionu, ponieważ w danym momencie można wybrać tylko jeden region. W tym celu należy wybrać okno, w którym znajduje się wykres. W menu Plik wybierz Zapisz jako i wybierz opcję zapisania wykresu w wybranym folderze, używając wybranej nazwy, w formacie .h5, który można otworzyć w oprogramowaniu PHySpec, lub w formacie .csv, który można zaimportować do programu Excel.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aby zilustrować konfigurację mikroskopu hiperspektralnego do zbierania danych na monokrystalicznym monokrystalicznym monokrystalicznym opartym na Ln (tj. [TbEu(bpm)(tfaa)6], Rysunek 1a), Rysunek 2 pokazuje przegląd systemu, jak również prawidłowe rozmieszczenie kostek optycznych w konfiguracji. Rysunek 3 pokazuje zrzut ekranu oprogramowania PHySpec zawierającego menu używane podczas akwizycji HSI. Rys...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisany tutaj protokół obrazowania hiperspektralnego zapewnia proste podejście, które pozwala na uzyskanie informacji spektroskopowych w precyzyjnych lokalizacjach próbki. Korzystając z opisanej konfiguracji, rozdzielczość przestrzenna (mapowanie x i y ) może sięgać 0,5 μm, podczas gdy rozdzielczość spektralna może wynosić 0,2 nm dla mapowania w zakresie widzialnym i 0,6 nm dla zakresu NIR.

Aby przeprowadzić mapowanie hiperspektralne pojedynczego kryształu, przygotowanie prób...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia. Autorzy nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy dziękują Panu Dylanowi Errulatowi i Prof. Muralee Murugesu z Wydziału Chemii i Nauk Biomolekularnych Uniwersytetu w Ottawie za dostarczenie [TbEu(bpm)(tfaa)6] monokryształów. E.M.R., N.R. i E.H. wyrażają wdzięczność za wsparcie finansowe udzielone przez Uniwersytet w Ottawie, Kanadyjską Fundację na rzecz Innowacji (CFI) oraz Kanadyjską Radę ds. Badań Nauk Przyrodniczych i Inżynierii (NSERC).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Szkiełka mikroskopoweFisherBrand12-550-15Szkiełka podstawowe służące do przygotowania próbek
Hiperspektralny konfokalny obrazownik do obrazowania w świetle widzialnym i bliskiej podczerwieniPhotonETCMikroskop używany do analizy, zbudowany zgodnie z potrzebami użytkownika, dlatego nie jest to numer katalogowy

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. ElMasry, G., Sun, D. W. Principles of Hyperspectral Imaging Technology. Hyperspectral Imaging for Food Quality Analysis and Control. , 3-43 (2010).
  2. Dong, X., Jakobi, M., Wang, S., Köhler, M. H., Zhang, X., Koch, A. W. A review of hyperspectral imaging for nanoscale materials research. Applied Spectroscopy Reviews. 54 (4), 285-305 (2019).
  3. Yakovliev, A., et al. Hyperspectral Multiplexed Biological Imaging of Nanoprobes Emitting in the Short-Wave Infrared Region. Nanoscale Research Letters. 14 (243), 1-11 (2019).
  4. Cheng, W., Sun, D. W., Pu, H., Wei, Q. Heterospectral two-dimensional correlation analysis with near-infrared hyperspectral imaging for monitoring oxidative damage of pork myofibrils during frozen storage. Food Chemistry. 248, 119-127 (2018).
  5. Liu, Y., Liu, L., He, Y., Zhu, L., Ma, H. Decoding of quantum dots encoded microbeads using a hyperspectral fluorescence imaging method. Analytical Chemistry. 87 (10), 5286-5293 (2015).
  6. Leavesley, S. J., et al. Colorectal cancer detection by hyperspectral imaging using fluorescence excitation scanning. Optical Biopsy XVI: Toward Real-Time Spectroscopic Imaging and Diagnosis. 10489, (2018).
  7. Zhang, H., Salo, D., Kim, D. M., Komarov, S., Tai, Y. -C., Berezin, M. Y. Penetration depth of photons in biological tissues from hyperspectral imaging in shortwave infrared in transmission and reflection geometries. Journal of Biomedical Optics. 21 (12), 126006(2016).
  8. Naccache, R., et al. Terahertz Thermometry: Combining Hyperspectral Imaging and Temperature Mapping at Terahertz Frequencies. Laser and Photonics Reviews. 11 (5), 1-9 (2017).
  9. Jacques, S. D. M., Egan, C. K., Wilson, M. D., Veale, M. C., Seller, P., Cernik, R. J. A laboratory system for element specific hyperspectral X-ray imaging. Analyst. 138 (3), 755-759 (2013).
  10. Birmingham, B., et al. Probing the Effect of Chemical Dopant Phase on Photoluminescence of Monolayer MoS2 Using in Situ Raman Microspectroscopy. Journal of Physical Chemistry C. 123 (25), 15738-15743 (2019).
  11. Marin, R., et al. Harnessing the Synergy between Upconverting Nanoparticles and Lanthanide Complexes in a Multiwavelength-Responsive Hybrid System. ACS Photonics. 6 (2), 436-445 (2019).
  12. Gonell, F., et al. Aggregation-induced heterogeneities in the emission of upconverting nanoparticles at the submicron scale unfolded by hyperspectral microscopy. Nanoscale Advances. 1, 2537-2545 (2019).
  13. Errulat, D., Gabidullin, B., Murugesu, M., Hemmer, E. Probing Optical Anisotropy and Polymorph-Dependent Photoluminescence in [Ln2] Complexes by Hyperspectral Imaging on Single Crystals. Chemistry - A European Journal. 24 (40), 10146-10155 (2018).
  14. Panov, N., Marin, R., Hemmer, E. Microwave-Assisted Solvothermal Synthesis of Upconverting and Downshifting Rare-Earth-Doped LiYF4 Microparticles. Inorganic Chemistry. 57 (23), 14920-14929 (2018).
  15. Debasu, M. L., Brites, C. D. S., Balabhadra, S., Oliveira, H., Rocha, J., Carlos, L. D. Nanoplatforms for Plasmon-Induced Heating and Thermometry. ChemNanoMat. 2 (6), 520-527 (2016).
  16. Nadort, A., et al. Quantitative Imaging of Single Upconversion Nanoparticles in Biological Tissue. PLoS ONE. 8 (5), 1-13 (2013).
  17. Sava Gallis, D. F., et al. Tunable Metal-Organic Framework Materials Platform for Bioimaging Applications. ACS Applied Materials and Interfaces. 9 (27), 22268-22277 (2017).
  18. Varghese, S., Das, S. Role of molecular packing in determining solid-state optical properties of π-conjugated materials. Journal of Physical Chemistry Letters. 2 (8), 863-873 (2011).
  19. Yan, D., Evans, D. G. Molecular crystalline materials with tunable luminescent properties: From polymorphs to multi-component solids. Materials Horizons. 1 (1), 46-57 (2014).
  20. Mu, S., Oniwa, K., Jin, T., Asao, N., Yamashita, M., Takaishi, S. A highly emissive distyrylthieno[3,2-b]thiophene based red luminescent organic single crystal: Aggregation induced emission, optical waveguide edge emission, and balanced ambipolar carrier transport. Organic Electronics: Physics, Materials, Applications. 34, 23-27 (2016).
  21. Binnemans, K. Interpretation of europium(III) spectra. Coordination Chemistry Reviews. 295, 1-45 (2015).
  22. Koyama, H., Fauchet, P. M. Anisotropic polarization memory in thermally oxidized porous silicon. Applied Physics Letters. 77 (15), 2316-2318 (2000).
  23. Kushida, T., Takushi, E., Oka, Y. Memories of photon energy, polarization and phase in luminescence of rare earth ions under resonant light excitation. Journal of Luminescence. 12-13, 723-727 (1976).
  24. Onuma, T., et al. Spectroscopic ellipsometry studies on β-Ga2O3 films and single crystal. Japanese Journal of Applied Physics. 55 (12), (2016).
  25. Favreau, P. F., et al. Excitation-scanning hyperspectral imaging microscope. Journal of Biomedical Optics. 19 (4), 046010(2014).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Kryszta y lantanowc wmateria y luminescencyjneobrazowanie spektralnemapowanie przestrzenneanaliza kryszta wspektroskopia emisyjnakonfiguracja mikroskopuprzetwarzanie danych

Powiązane artykuły