Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Model immunologiczny do heterotopowego przeszczepu komórek serca i mięśnia sercowego u szczurów

7.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/60956

⸱

8 maja 2020

 ,  ,  ,  ,  , 
1Regenerative Medicine and Experimental Surgery, Department of General, Visceral and Transplant Surgery, Hannover Medical School

W tym artykule

Podsumowanie

Opisujemy model heterotopowego przeszczepu serca w jamie brzusznej u szczurów, sugerując modyfikacje obecnych strategii, które prowadzą do uproszczonego podejścia chirurgicznego. Dodatkowo opisujemy nowatorski model odrzucania przeszczepu poprzez wstrzyknięcie do ucha ważnych komórek mięśnia sercowego, co pozwala na dalsze analizy immunologiczne przeszczepu u szczurów.

Streszczenie

Heterotopowy przeszczep serca u szczurów jest powszechnie stosowanym modelem w różnych badaniach immunologicznych od ponad 50 lat. Od czasu pierwszego opisu w 1964 r. odnotowano kilka modyfikacji. Po 30 latach wykonywania heterotopowych przeszczepów serca u szczurów opracowaliśmy uproszczone podejście chirurgiczne, które można łatwo nauczyć i wykonać bez dalszego szkolenia chirurgicznego lub zaplecza.

Po rozcięciu aorty wstępującej i tętnicy płucnej oraz podwiązaniu górnych i dolnych żył głównych i płucnych, serce dawcy jest pobierane, a następnie perfundowane lodowatym roztworem soli fizjologicznej uzupełnionym heparyną. Po zaciśnięciu i nacięciu naczyń brzusznych biorcy, aorta wstępująca dawcy i tętnica płucna są zespolene odpowiednio z aortą brzuszną biorcy i żyłą główną dolną za pomocą szwów ciągłych.

W zależności od różnych kombinacji dawcy-biorcy, ten model pozwala na analizę zarówno ostrego, jak i przewlekłego odrzucenia przeszczepów allogenowych. Immunologiczne znaczenie tego modelu jest dodatkowo wzmocnione przez nowatorskie podejście polegające na wstrzykiwaniu do ucha ważnych komórek mięśnia sercowego, a następnie analizie drenującej tkankę limfatyczną szyjki macicy.

Wprowadzenie

Heterotopowy przeszczep serca jest często używanym modelem eksperymentalnym do różnych badań dotyczących tolerancji przeszczepu, ostrego i przewlekłego odrzucenia przeszczepu allogenicznego, uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego, perfuzji maszynowej lub przebudowy serca. Wśród innych zalet funkcji przeszczepu można nieinwazyjnie monitorować za pomocą badania palpacyjnego, a niepowodzenie przeszczepu nie prowadzi do istotnego upośledzenia biorcy, w przeciwieństwie do innych narządów, takich jak nerki czy wątroba.

W 1964 roku Abbott i in. początkowo opisali heterotopowy przeszczep serca w jamie brzusznej u szczurów1. Później, w 1966 roku, technika zespoleń typu end-to-side została opisana przez Tomita et al.2. Podstawy dla obecnie używanego modelu zostały zgłoszone przez Ono i Lindseya w 19693. W ciągu ostatnich dziesięcioleci opublikowano kilka modyfikacji mających na celu stworzenie różnych typów nieobciążonych, częściowo załadowanych lub załadowanych przeszczepów lewej komory serca, w tym połączonego heterotopowego przeszczepu płuc i serca4,5,6. W przypadku analiz immunologicznych najczęściej wykonuje się przeszczep serca bez obciążenia objętościowego. W takim przypadku przepływ krwi wstecz dostaje się do aorty wstępującej dawcy, a następnie do tętnic wieńcowych. Drenaż żylny odbywa się wzdłuż zatoki wieńcowej do prawego przedsionka i komory (ryc. 1A-B). W związku z tym lewa komora jest wyłączona z przepływu krwi, z wyjątkiem marginalnych ilości krwi z żył tebeskich. To sprawia, że jest to również użyteczny model do badania mechanizmów patofizjologicznych podczas terapii urządzeniem wspomagającym lewą komorę7.

Heterotopowy przeszczep serca został przeprowadzony u różnych gatunków, w tym u myszy, królików, świń, a nawet był używany jako jedno- lub dwukomorowe urządzenie wspomagające u ludzi8,9,10,11. Szczur nadal stanowi popularne zwierzę doświadczalne w modelach do przeszczepów, zwłaszcza, że czasy przeżycia przeszczepów dla różnych kombinacji szczepów szczurów zostały dobrze zdefiniowane w przeszłości i dostępna jest duża liczba odczynników immunologicznych12,13. W przeciwieństwie do myszy, szczury są większe, co sprawia, że operacja i dostęp do tkanki limfatycznej do analiz immunologicznych są bardziej wykonalne12. Co więcej, wprowadzenie komercyjnych technologii klonowania u szczurów w ostatnich latach najprawdopodobniej doprowadzi do ponownego zainteresowania eksperymentalnymi modelami szczurów14.

Ogólnie rzecz biorąc, heterotopowe przeszczepy serca mogą być dołączane do naczyń biorczych poprzez wykonanie zespolenia szyjki macicy lub brzucha. Jednak kilka badań sugeruje, że zespolenie udowe ułatwia lepsze monitorowanie ze względu na lepszy dostęp do ręcznego badania palpacyjnego lub echokardiografii przezudowej, a tym samym umożliwia bardziej precyzyjne wykrywanie niepowodzenia przeszczepu15,16.

Wykazano, że nie ma różnicy pod względem czasu operacji, częstości powikłań, wyniku i czasu przeżycia przeszczepu między obiema technikami zespolenia17. Oczywiste jest, że dostępność wystarczającej liczby drenujących węzłów chłonnych musi być wymieniona jako korzyść z zespolenia szyjnego; Wymagane są jednak dłuższe okresy treningu. Natomiast zespolenie brzuszne jest mniej skomplikowane i równie cenne dla badań immunologicznych, zwłaszcza w połączeniu z wynikami nowatorskiej metody iniekcji dousznej allogenicznych komórek mięśnia sercowego, a następnie limfadenektomii szyjki macicy. Połączenie obu modeli daje szerokie spektrum pointerwencyjnych analiz immunologicznych.

Poniższy protokół odnosi się do operowania w parach chirurgów w celu skrócenia czasu niedokrwienia. Jednak wszystkie eksperymenty mogą być wykonywane przez jedną osobę. Rozmieszczenie narzędzi i materiałów do eksplantacji i implantacji serca przedstawiono na rysunku 2A-B.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie doświadczenia ze zwierzętami zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi lokalnej Komisji ds. Oceny Etyki Zwierząt regionalnych władz ds. ochrony konsumentów i bezpieczeństwa żywności Dolnej Saksonii (LAVES, Oldenburg, Niemcy) z identyfikatorami zatwierdzenia 12/0768 i 17/2472.

1. Eksplantacja i perfuzja serca

UWAGA: Jako dawców przeszczepów wykorzystano samice lub samce szczurów w wieku 7-22 tygodni.

  1. Znieczulić szczura dawcę przez inhalację izofluranu (indukcja w dawce 5% i leczenie podtrzymujące w dawce 3% przy przepływieO2 1 l/min). Wstrzyknąć podskórnie 5 mg karprofenu na kg masy ciała w celu znieczulenia okołooperacyjnego i sprawdzić, czy nie ma odruchu wycofania szczypania palca u nogi.
  2. Nałóż smar do oczu i usuń sierść na brzuchu i klatce piersiowej za pomocą mechanicznej maszynki do strzyżenia.
  3. Ułóż dawcę w pozycji leżącej, przymocuj kończyny u podstawy stołu operacyjnego za pomocą elastycznych opasek i wysterylizuj skórę 70% etanolem lub inną wystarczającą alternatywą.
  4. Naciąć skórę w kierunku wzdłużnym i po zastosowaniu środka znieczulającego miejscowo (np. lidokainy 0,2%) wykonać laparotomię pośrodkową za pomocą nożyczek.
  5. Włóż retraktory, zmobilizuj jelito po lewej stronie dawcy i odsłoń żyłę główną dolną za pomocą wysterylizowanych wacików.
  6. W celu przeciwdziałania zakrzepom wstrzyknąć dożylnie 500 j.m. heparyny rozpuszczonej w 1 ml lodowatego izotonicznego roztworu soli fizjologicznej, nakłuwając żyłę główną dolną. Zatamować krwawienie w miejscu nakłucia poprzez lekkie uciśnięcie wacikiem po wycofaniu igły (Rysunek 3A).
  7. Naciąć przeponę i wykonać torakotomię boczną po obu stronach dawcy.
  8. Przypnij zmobilizowaną brzuszną ścianę klatki piersiowej do stołu operacyjnego.
  9. Usunąć osierdzie i nerw błędny preparatem za pomocą dwóch uchwytów mikroigłowych.
  10. Wykonaj przecięcie naczyń brzusznych w celu wykrwawienia dawcy i rozładowania serca.
  11. Włóż gałąź nożyczek spiczastych sondą do poprzecznej zatoki osierdziowej i oddziel aortę wstępującą i tętnicę płucną tak dystalnie, jak to możliwe przy lekkim doogonowym naciągnięciu serca za pomocą zwilżonego kompresu (Rysunek 3B).
  12. Umieść pojedynczą ligaturę 5-0 wokół żyły głównej górnej i dolnej oraz żył płucnych i zaciśnij ją jak najbardziej grzbietowo (Rysunek 3C).
  13. Odetnij tkankę grzbietową do ligatury i wyekstrahuj serce (Ryc. 3D).
  14. Wykonać perfuzję serca za pomocą kaniuli 18 G z cewnika dożylnego przez aortę wstępującą i tętnicę płucną za pomocą 30 ml lodowatego, izotonowego roztworu soli fizjologicznej uzupełnionego 1000 j.m. heparyny i umieścić serce w 15 ml probówce wypełnionej roztworem soli fizjologicznej na lodzie (Ryc. 3 E-F).

2. Implantacja serca

UWAGA: Jako biorców użyto 10-14 tygodniowych samic lub samców szczurów. Dawcy i biorcy byli w przybliżeniu dopasowani wagowo.

  1. Przeprowadzić znieczulenie szczura biorcy, stosując również inhalację izofluranu (indukcja w 5% i utrzymanie w 1,5-2% przy przepływieO2 1 l/min). Wstrzyknąć podskórnie 5 mg karprofenu na kg masy ciała w celu znieczulenia okołooperacyjnego i sprawdzić, czy nie ma odruchu wycofania szczypania palca u nogi.
  2. Nałóż lubrykant do oczu, usuń sierść na brzuchu, utrwal kończyny i wysterylizuj skórę analogicznie do preparatu dawcy. Aby uzyskać optymalny wynik pooperacyjny, należy wykonać operację na macie grzewczej, aby zapobiec śródoperacyjnej hipotermii.
  3. Po podłużnym nacięciu skóry nałóż środek znieczulający miejscowo, taki jak lidokaina (0,2%), na powięź brzuszną. Otwórz jamę brzuszną przez laparotomię pośrodkową i włóż retraktory.
  4. Zmobilizuj jelito do lewego górnego rogu biorcy i umieść je w ciepłym, zwilżonym kompresie.
  5. Po mobilizacji odpowiednio dwunastnicy i bliższego jelita czczego, za pomocą mikroskopu operacyjnego (lub okularów powiększających) o powiększeniu 5-7x, należy odsłonić aortę brzuszną i żyłę główną dolną preparatem za pomocą wacików. Nie rozdzielaj naczyń brzusznych.
  6. Podnieś naczynia brzuszne za pomocą dwóch uchwytów na mikroigły bez uszkadzania żył lędźwiowych i umieść zacisk naczyniowy Cooley (Rysunek 4A).
  7. Nakłuj naczynia brzuszne łukowatą kaniulą 27 G pod kątem 30-45° (Rysunek 4B).
  8. Powiększ miejsce nakłucia za pomocą nożyczek Pottsa, aby utworzyć podłużne nacięcie, które odpowiada rozmiarowi światła naczyń dawczych (Ryc. 4 C-D) i wykonaj perfuzję naczyń biorczych roztworem soli fizjologicznej w celu usunięcia skrzepów i zapobieżenia pooperacyjnej zakrzepicy.
  9. Umieść przeszczep w miejscu i przymocuj aortę wstępującą dawcy do aorty brzusznej biorcy za pomocą dwóch prostych przerywanych szwów (szew niewchłanialny z monofilamentu 8-0) w czaszkowym i ogonowym rogu podłużnego nacięcia (Ryc. 4E).
  10. Zespolenie aorty wstępującej dawcy z aortą brzuszną biorcy za pomocą biegnącego 8-0 szew monofilamentowy w dwóch etapach: najpierw umieść przeszczep po prawej stronie naczyń biorczych i wykonaj pierwszą połowę zespolenia (Rysunek 4E). Następnie umieść przeszczep po lewej stronie naczyń biorczych i wykonaj drugą połowę zespolenia (Ryc. 4F).
  11. Tętnicę płucną dawcy przymocować do żyły głównej dolnej analogicznie do zespolenia aortalnego (szew monofilamentowy 8-0 niewchłanialny). Zszyj pierwszą połowę zespolenia żylnego od śródświetlnej strony naczynia (Rysunek 4G-H).
  12. Przepłukać zespolenia solą fizjologiczną bezpośrednio przed zaciśnięciem węzłów, aby zapobiec zatorowości obwodowej.
  13. Umieść gazę hemostatyczną wokół obu zespoleń i ostrożnie zwolnij zacisk naczyniowy Cooley, aby można było rozpocząć reperfuzję przeszczepu. Krwawienie wzdłuż zespoleń należy opanować poprzez lekkie uciskanie wysterylizowanymi wacikami.
    UWAGA: Przeszczep powinien zacząć bić po około 60 sekundach.
  14. Wymień jelito w sposób podobny do meandra. Upewnij się, że nie ma malrotacji podstawy krezki, aby zapobiec martwicy jelit lub niedrożności mechanicznej.
  15. Zamknij mięśnie/powięź brzucha i skórę oddzielnie za pomocą ciągłych szwów polifilamentowych 3-0.

3. Opieka pooperacyjna

  1. W przypadku analgezji pooperacyjnej należy podać biorcom dodatkowe podskórne wstrzyknięcie 5 mg karprofenu na kg masy ciała w pierwszej dobie pooperacyjnej (POD). Dodatkowo dodać 1 g Metamizolu do 500 ml wody pitnej do trzeciego POD.
  2. Monitorowanie czynności przeszczepu serca należy rozpocząć od codziennego badania palpacyjnego jamy brzusznej po trzecim badaniu POD.
    UWAGA: W przypadku niepowodzenia przeszczepu przed trzecim POD należy rozważyć niepowodzenie chirurgiczne, a nie immunologiczne. Zależy to jednak oczywiście od wybranej kombinacji szczepów i odpowiedniego modelu immunologicznego (np. nadostre odrzucenie po wcześniejszym szczepieniu).
  3. Po odrzuceniu przeszczepu należy pobrać tkanki, takie jak drenujące węzły chłonne zaotrzewnowe, czaszkowe zespolenia, śledziona, krew, grasica i przeszczep w celu dalszych analiz immunologicznych za pomocą cytometrii przepływowej lub immunohistochemii.

4. Trawienie enzymatyczne serca i podskórne wstrzykiwanie komórek serca do ucha

  1. Wykonaj eksplantację i perfuzję serca analogicznie do heterotopowego przeszczepu serca (patrz krok 1).
  2. Rozdrobnić serce na bloki o wymiarach 3 mm x 3 mm za pomocą sterylnego skalpela lub sterylnych nożyczek i inkubować przez 30 minut w temperaturze 37 °C w pożywce hodowlanej zawierającej 0,5 mg/ml kolagenazy.
    UWAGA: Ważne jest, aby używać pożywki hodowlanej zawierającej penicylinę, streptomycynę i glutaminę bez płodowej surowicy cielęcej (FCS), zwłaszcza że FCS hamuje trawienie kolagenazy.
  3. Dodaj strawioną tkankę do sita o dużych porach, usuwając pożywkę hodowlaną i dokładnie zmielić, aby uzyskać zawiesinę ważnych komórek mięśnia sercowego, głównie martwych pojedynczych komórek serca i pozostałych komórek krwi. Zawiesinę komórkową przemyć dwukrotnie sterylnym izotonicznym roztworem soli fizjologicznej.
    UWAGA: Ustawienia wirowania: 10 min, 200 x g, 20 °C
  4. Przefiltruj zawiesinę za pomocą sitka komórkowego o wielkości 40 μm i zbierz niezbędne kongregacje komórek, przepłukując sitko komórkowe 5-10 ml izotonicznego roztworu soli fizjologicznej.
  5. Po odwirowaniu ponownie zawiesić komórki mięśnia sercowego w roztworze soli rozpuszczonej w stężeniu 5x105 komórek/ml i pobrać roztwór komórek do strzykawki o pojemności 1 ml.
  6. Znieczulenie należy wykonać analogicznie do protokołu opisanego dla narkozy biorcy (patrz krok 2) w przypadku heterotopowego przeszczepu serca.
  7. Umieść odbiorcę w pozycji bocznej i przymocuj ucho palcem za pomocą taśmy dwustronnej (Rysunek 5A).
  8. Wstrzyknąć 20 μl roztworu komórek mięśnia sercowego (zawierającego 1 x 104 komórek) za pomocą kaniuli 27 G s.c. w pobliżu naczyń włosowatych wzrokowych do ucha biorcy (Ryc. 5B).
  9. Po określonym okresie obserwacji (w zależności od wybranej kombinacji szczepów i siły odrzucenia), należy pobrać drenujące węzły chłonne szyjki macicy i przeprowadzić dalsze analizy, takie jak cytometria przepływowa lub kohodowle (Rysunek 5C).
    UWAGA: Ponadto można przeprowadzić analizę histologiczną małżowiny usznej w celu określenia infiltracji komórek.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W przeszłości na podstawie tego modelu analizowano różne problemy immunologiczne; model ten został zwalidowany w grupie badawczej poprzez przeprowadzenie ponad 500 przeszczepów z przeżywalnością przekraczającą 95%13,18,19,20,21,22,23,

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Opisana wcześniej metoda heterotopowego przeszczepu serca u szczurów opiera się głównie na opisie Ono i Lindseya z 1969 roku3. Od tego czasu wprowadzono kilka modyfikacji u różnych gatunków, co doprowadziło do dużej różnorodności tego modelu. Łącząc kilka z tych modyfikacji i wprowadzając własne doświadczenie wynikające z ponad 30 lat wykonywania heterotopowych przeszczepów serca w laboratorium, stworzyliśmy wykonalne podejście chirurgiczne, które nie wymaga długich okresów szkolenia ani zaplecza ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Chcemy podziękować Brittie Trautewig, Corinny Löbbert i Ingrid Meder za ich zaangażowanie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Urządzenie anestezjologiczne (w tym parownik izofluranu)Summit Anesthesia SolutionsBrak dostępnego
katalogowego Kaniula (27 G)BD Microlance302200
CarprofenPfizerRimadyl 50 mg/ml
Rurki Cellstar (15 ml)GreinerBioOne188271
Sitko do komórek (40 &mikro; m)BD Falcon2271680
Kolagenaza Typ CLSIIBiochromC2-22
Kompresy 5x5 cmFuhrmann31501
Kompresy 7,5x7,5 cmFuhrmann31505
Waciki bawełnianeHeinz Herenz Medizinalbedarf1032128
Dexpathenol (5%)Bayer"Bepanthen"
DPBS BioWhittakerLonza17-512F
KleszczeB. Kleszcze BraunAesculap BD557R
B. Kleszcze BraunAesculap BD313R
B. BraunAesculap BD35
Mata grzewczaGaymar Industries"T/Pump"
Gaza hemostatycznaEthiconTabotamp
Heparyna-sod 25 000 TJ.RatiopharmBrak dostępnego numeru
Isofluran CPCP-PharmaBrak dostępnego numeru
Sito o dużych porach (stal nierdzewna)Forschungswerkstä tten Szkoła Medyczna w HanowerzeBrak dostępnego
LidokainaAstra Zeneca2 % Xylocain
Metamizol-NatriumRatiopharmaNovaminsulfon 500 mg / ml
Mikro kleszczeB. BraunAesculap BD3361
Mikro uchwyt na igłyCodman, Johnson & Johnson MedicalCodmann 80-2003
Mikro uchwyt na igłyB. BraunAesculap BD336R
Mikrouchwyt na igłyB. BraunAesculap FD241R
Mikro nożyczkiB. BraunAesculap FD101R
MikronożyczkiB. BraunAesculap FM471R
Uchwyt na igłęB. BraunAesculap BM221R
Penicylina/Streptomycyna/Glutamina (100x)PAAP11-010
Cewnik do żył obwodowych (18 G)B. Braun4268334B
Cewnik do żył obwodowych (22 G)B. Braun4268091B
Nożyczki spiczaste z sondąB. BraunAesculap BC030R
ZwijaczeForschungswerkstä tten Szkoła Medyczna w HanowerzeBrak dostępnego
Pożywka hodowlana RPMILonzaBE12-702F
Roztwór soli fizjologicznej (NaCl 0,9 %)BaxterBrak dostępnego
NożyczkiB. BraunAesculap BC414
Mikroskop chirurgicznyCarl-ZeissOPMI-MDM
Szwy (zespolenia)CatgutMariderm 8-0 Szwy monofil
(ligatura)Szwy polifiloweSilk 5-0
(skóra, powięź)EthiconMersilene 3-0
(1 ml)B. Braun9166017V
Strzykawka (10 ml)B. Braun4606108V
Strzykawka (20 ml)B. Braun4606205V
Zacisk naczyniowyB. BraunAesculap FB708R
numerukatalogowegokatalogowegonumeru katalogowegonumeru katalogowegonumeru katalogowegoResorba Strzykawka

Bibliografia

  1. Abbott, C. P., et al. A Technique for Heart Transplantation In the Rat. Archives of Surgery. 89 (4), 645-652 (1964).
  2. Tomita, F. Heart homotransplantation in the rat. Sapporo igaku zasshi. The Sapporo Medical Journal. 30 (4), 165-183 (1966).
  3. Ono, K., Lindsey, E. S. Improved technique of heart transplantation in rats. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 57 (2), 225-229 (1969).
  4. Wen, P., et al. A simple technique for a new working heterotopic heart transplantation model in rats. Transplantation Proceedings. 45 (6), 2522-2526 (2013).
  5. Benke, K., et al. Heterotopic abdominal rat heart transplantation as a model to investigate volume dependency of myocardial remodeling. Transplantation. 101 (3), 498-505 (2017).
  6. Kearns, M. J., et al. Rat Heterotopic Abdominal Heart/Single-lung Transplantation in a Volume-loaded Configuration. Journal of Visualized Experiments. (99), 52418(2015).
  7. Ibrahim, M., et al. Heterotopic abdominal heart transplantation in rats for functional studies of ventricular unloading. The Journal of Surgical Research. 179 (1), e31-e39 (2013).
  8. Liu, F., Kang, S. M. Heterotopic heart transplantation in mice. Journal of Visualized Experiments. (6), 238(2007).
  9. Lu, W., et al. A new simplified volume-loaded heterotopic rabbit heart transplant model with improved techniques and a standard operating procedure. Journal of Thoracic Disease. 7 (4), 653-661 (2015).
  10. Kitahara, H., et al. Heterotopic transplantation of a decellularized and recellularized whole porcine heart. Interactive Cardiovascular and Thoracic Surgery. 22 (5), 571-579 (2016).
  11. Kadner, A., et al. Heterotopic heart transplantation: experimental development and clinical experience. European Journal of Cardiothoracic Surgery. 17 (4), 474-481 (2000).
  12. Zinöcker, S., et al. Immune reconstitution and graft-versus-host reactions in rat models of allogeneic hematopoietic cell transplantation. Frontiers in Immunology. 3 (NOV), 1-12 (2012).
  13. Klempnauer, J., et al. Genetic control of rat heart allograft rejection: effect of different MHC and non-MHC incompatibilities. Immunogenetics. 30, 81-88 (1989).
  14. Huang, G., et al. Genetic manipulations in the rat: Progress and prospects. Current Opinion in Nephrology and Hypertension. 20 (4), 391-399 (2011).
  15. Gordon, C. R., et al. Pulse doppler and M-mode to assess viability of cardiac allografts using heterotopic femoral heart transplantation in rats. Microsurgery. 27 (4), 240-244 (2007).
  16. Gordon, C. R., et al. A new modified technique for heterotopic femoral heart transplantation in rats. The Journal of Surgical Research. 139 (2), 157-163 (2007).
  17. Ma, Y., Wang, G. Comparison of 2 heterotopic heart transplant techniques in rats: cervical and abdominal heart. Experimental and Clinical Transplantation. 9 (2), 128-133 (2011).
  18. Bektas, H., et al. Differential effect of donor-specific blood transfusions after kidney, heart, pancreas, and skin transplantation in major histocompatibility complex-incompatible rats. Transfusion. 37 (2), 226-230 (1997).
  19. Saiho, K. O., et al. Long-term allograft acceptance induced by single dose anti-leukocyte common antigen (RT7) antibody in the rat. Transplantation. 71 (8), 1124-1131 (2001).
  20. Bektas, H., et al. Blood transfers infectious immunologic tolerance in MHC-incompatible heart transplantation in rats. Journal of Heart and Lung Transplantation. 24 (5), 614-617 (2005).
  21. Jäger, M. D., et al. Sirolimus promotes tolerance for donor and recipient antigens after MHC class II disparate bone marrow transplantation in rats. Experimental Hematology. 35 (1), 164-170 (2007).
  22. Timrott, K., et al. Application of allogeneic bone marrow cells in view of residual alloreactivity: Sirolimus but not cyclosporine evolves tolerogenic properties. PLoS ONE. 10 (4), 1-16 (2015).
  23. Hadamitzky, M., et al. Memory-updating abrogates extinction of learned immunosuppression. Brain, Behavior, and Immunity. 52, 40-48 (2016).
  24. Beetz, O., et al. Recipient natural killer cells alter the course of rejection of allogeneic heart grafts in rats. Plos One. 14 (8), e0220546(2019).
  25. Hirschburger, M., et al. Nicotine Attenuates Macrophage Infiltration in Rat Lung Allografts. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 28 (5), 493-500 (2009).
  26. Ruzza, A., et al. Heterotopic heart transplantation in rats: improved anesthetic and surgical technique. Transplantation Proceedings. 42 (9), 3828-3832 (2010).
  27. Wang, D., et al. A simplified technique for heart transplantation in rats: abdominal vessel branch-sparing and modified venotomy. Microsurgery. 26 (6), 470-472 (2006).
  28. Wang, C., et al. A modified method for heterotopic mouse heart transplantion. Journal of Visualized Experiments. (88), (2014).
  29. Al-Amran, F. G., Shahkolahi, M. M. Total arterial anastomosis heterotopic heart transplantation model. Transplantation Proceedings. 45 (2), 625-629 (2013).
  30. Hoerstrup, S. P., et al. Modified technique for heterotopic rat heart transplantation under cardioplegic arrest. Journal of Investigative Surgery. 13 (2), 73-77 (2000).
  31. Fry, D. L. Acute vascular endothelial changes associated with increased blood velocity gradients. Circulation Research. 22 (2), 165-197 (1968).
  32. Ahmadi, A. R., et al. Orthotopic Rat Kidney Transplantation: A Novel and Simplified Surgical Approach. Journal of Visualized Experiments. (147), (2019).
  33. Schmid, C., et al. Successful heterotopic heart transplantation in rat. Microsurgery. 15 (4), 279-281 (1994).
  34. Shan, J., et al. A modified technique for heterotopic heart transplantation in rats. Journal of Surgical Research. 164 (1), 155-161 (2010).
  35. Moris, D., et al. Mechanisms of liver-induced tolerance. Current Opinion in Organ Transplantation. 22 (1), 71-78 (2017).
  36. Bickerstaff, A. A., et al. Murine renal allografts: spontaneous acceptance is associated with regulated T cell-mediated immunity. Journal of Immunology. 167 (9), 4821-4827 (2001).
  37. Mottram, P. L., et al. Electrocardiographic monitoring of cardiac transplants in mice. Cardiovascular Research. 22 (5), 315-321 (1988).
  38. Torre-Amione, G., et al. Decreased expression of tumor necrosis factor-α in failing human myocardium after mechanical circulatory support: A potential mechanism for cardiac recovery. Circulation. 100 (11), 1189-1193 (1999).
  39. Goldstein, D. J., et al. Circulatory resuscitation with left ventricular assist device support reduces interleukins 6 and 8 levels. The Annals of Thoracic Surgery. 63 (4), 971-974 (1997).
  40. Tang-Quan, K. R., et al. Non-volume-loaded heart provides a more relevant heterotopic transplantation model. Transplant Immunology. 23 (1-2), 65-70 (2010).
  41. Lakhal-Naouar, I., et al. Transcutaneous immunization using SLA or rLACK skews the immune response towards a Th1 profile but fails to protect BALB/c mice against a Leishmania major challenge. Vaccine. 37 (3), 516-523 (2019).
  42. Sousa-Batista, A. J., et al. Novel and safe single-dose treatment of cutaneous leishmaniasis with implantable amphotericin B-loaded microparticles. International Journal for Parasitology: Drugs and Drug Resistance. , (2019).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Heterotopowy przeszczep sercaszczurzy model transplantacjitechnika anastomozy chirurgicznejaplikacja klamry naczyniowejprotokół perfuzji heparynąanaliza węzłów chłonnych szyjnychtrawienie komórek kolagenaząizotoniczny roztwór soli fizjologicznejmetoda szycia mikrosurgicalnego
Model immunologiczny do heterotopowego przeszczepu komórek serca i mięśnia sercowego u szczurów
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.