Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Ortotopowe przeszczepy guzów piersi jako modele przedkliniczne raka piersi

6.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/61173

⸱

18 maja 2020

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Molecular and Cellular Biology, Baylor College of Medicine, 2Lester and Sue Smith Breast Center, Baylor College of Medicine, 3Dan L. Duncan Cancer Center, Baylor College of Medicine

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Modele ksenoprzeszczepów pochodzących od pacjentów (PDX) oraz genetycznie modyfikowane modele myszy do przeszczepu wiernie odwzorowują ludzką chorobę i są preferowanymi modelami do podstawowych i translacyjnych badań nad rakiem piersi. W tym miejscu opisano metodę ortotopowego przeszczepiania fragmentów guza piersi do poduszeczki tłuszczowej sutka w celu zbadania biologii guza i oceny odpowiedzi na lek.

Streszczenie

Modele przedkliniczne, które wiernie odwzorowują heterogeniczność guza i odpowiedź terapeutyczną, są kluczowe dla translacyjnych badań nad rakiem piersi. Unieśmiertelnione linie komórkowe są łatwe w hodowli i modyfikacji genetycznej w celu zbadania mechanizmów molekularnych, jednak selektywna presja ze strony hodowli komórkowej często prowadzi z czasem do zmian genetycznych i epigenetycznych. Modele ksenoprzeszczepów pochodzących od pacjentów (PDX) wiernie odwzorowują heterogeniczność i reakcję na leki w ludzkich nowotworach piersi. Modele PDX wykazują stosunkowo krótkie opóźnienie po przeszczepie ortotopowym, co ułatwia badanie biologii guza piersi i odpowiedzi na leki. Genetycznie modyfikowane modele myszy do przeszczepu pozwalają na badanie odporności guza piersi. Obecny protokół opisuje metodę ortotopowego przeszczepiania fragmentów guza piersi do poduszeczki tłuszczowej sutka, a następnie leczenia farmakologicznego. Te modele przedkliniczne dostarczają cennych podejść do badania biologii guza piersi, odpowiedzi na leki, odkrywania biomarkerów i mechanizmów oporności na leki.

Wprowadzenie

Większość zgonów z powodu raka piersi można przypisać nawracającej chorobie, która jest oporna na konwencjonalne terapie1,2. Niejednorodność między i wewnątrz guza raka piersi przyczynia się do oporności na leczenie. Co więcej, niejednorodność guza może mieć wpływ na dokładne rokowanie i stanowić wyzwanie w leczeniu choroby3,4. Identyfikacja predykcyjnych biomarkerów odpowiedzi znacznie poprawi wyniki kliniczne pacjentek z rakiem piersi. Mimo że większość typów raka piersi to immunologicznie "zimne" nowotwory, które prawdopodobnie nie reagują na immunoterapię, inhibitory immunologicznych punktów kontrolnych okazały się obiecujące w badaniach klinicznych2,5. Na przykład badanie III fazy wykazało poprawę przeżycia wolnego od choroby (DFS) i wstępne dowody na to, że atezolizumab (przeciwciało monoklonalne przeciwko PD-L1) w połączeniu z nab-paklitakselem może zapewnić korzyści w zakresie całkowitego przeżycia w porównaniu z samym nab-paklitakselem w nowotworach z ≥1% barwieniem PD-L16. Opracowanie terapii uwrażliwiających guzy piersi na immunoterapię zrewolucjonizuje schematy leczenia.

Modele przedkliniczne, które wiernie odwzorowują niejednorodność ludzkiego raka piersi i reakcję na leki, są niezbędne do badania biologii nowotworu i identyfikacji potencjalnych biomarkerów dla terapii celowanej. Unieśmiertelnione linie komórkowe są szeroko stosowane w badaniach nad rakiem piersi, ponieważ te linie komórkowe są łatwe w hodowli i modyfikacji genetycznej w celu badania mechanizmów molekularnych. Jednak ze względu na presję selekcyjną wynikającą z długotrwałej hodowli komórkowej in vitro, z czasem może dojść do dryfu genetycznego, a linie komórkowe raka piersi mogą przenosić zmiany genomowe specyficzne dla linii komórkowej, które różnią się od aberracji w pierwotnych nowotworach piersi7,8,9.

Fragmenty guza ksenoprzeszczepu (PDX) pochodzące od pacjenta są w stanie podsumować niejednorodność ludzkiej choroby i są histologicznie i immunohistochemicznie podobne do nowotworu pochodzenia10,11,12,13,14,15,16, 17,18,19,20,21,22,23,24,25,26,27,28,29. Co ważne, modele PDX są fenotypowo stabilne w wielu przeszczepach, o czym świadczy analiza histologiczna, transkryptomowa, proteomowa i genomiczna10,11,12,13,14,15,16,17,18,19,20,21,22,23,24,25,26,27,28,29. Modele PDX pokazują reakcje na leczenie porównywalne do tych obserwowanych klinicznie10,11,12,13,14,15,16,17,18,19,20,21,22,23,24,25,26,27,28,29. Stworzono modele PDX dla modeli PDX z dodatnim receptorem estrogenowym (ER+), dodatnim z dodatnim receptorem progesteronu (PR+), naskórkowym czynnikiem wzrostu 2 dodatnim (ERBB2+, HER2+) i potrójnie ujemnym rakiem piersi (TNBC), które stanowią doskonałą platformę do testowania terapii endokrynologicznych, chemo- i celowanych. Jednak jednym z głównych zastrzeżeń obecnych modeli PDX jest brak funkcjonalnego układu odpornościowego u myszy.

Genetycznie modyfikowane modele myszy (GEMM), takie jak modele Trp53 homozygotycznego zera, cMyc, Wnt1, PyMT lub Her2 z nadekspresją, pozwalają na badanie spontanicznej inicjacji, progresji i przerzutów nowotworu w kontekście nienaruszonego układu odpornościowego. Jednak opóźnienie guza jest długie, co utrudnia prowadzenie badań przedklinicznych z wieloma ramionami30,31. Jednak GEMM może być przeszczepiony do syngenicznych gospodarzy, aby wygenerować wystarczającą liczbę guzów, które dokładnie przypominają ludzkie nowotwory32,33,34,35,36,37,38,39,40, 41,42,43,44,45,46,47,48,49,50,51,52,53,54,55. Na przykład nabłonek sutka myszy o zerowym BALB/c p53 został przeszczepiony do oczyszczonych poduszek tłuszczowych syngenicznych myszy biorców typu dzikiego w celu utworzenia guzów pierwotnych, które mogą być dalej przeszczepiane do syngenicznych gospodarzy56,57. Guzy zerowe p53 rekapitulowały różne podtypy ludzkich nowotworów.

Połączenie modeli PDX i przeszczepialnego GEMM dostarcza cennych narzędzi przedklinicznych do badania biologii guza piersi, odpowiedzi na leki i odporności przeciwnowotworowej. W obecnym protokole opisano metodę ortotopowego przeszczepiania fragmentów guza PDX i GEMM do poduszeczki tłuszczowej sutka myszy. Modele te są podatne na przejścia seryjne i zwykle zachowują stabilny fenotyp. Aby zmniejszyć ryzyko dryfu genetycznego lub utraty heterogeniczności między pasażami w czasie, wiele fragmentów tkanek jest kriokonserwowanych przy każdym pasażu w celu późniejszego przeszczepu w przypadku, gdy zmiany biologiczne lub morfologiczne są obserwowane w czasie29,58.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie protokoły z wykorzystaniem zwierząt zostały sprawdzone i zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC). Fragmenty guza, o wielkości około 1−2mm3, pochodzą z żywotnie zamrożonego materiału uzyskanego z ksenoprzeszczepu pochodzącego od pacjenta i zaawansowanych modeli in vivo w Baylor College of Medicine.

1. Przygotowanie kriokonserwowanych fragmentów guza sutka do przeszczepu

  1. Przenieś kriowial z fragmentami guza z ciekłego azotu do łaźni wodnej o temperaturze 37 °C.
  2. Mieszaj kriowial, od czasu do czasu delikatnym ruchem podczas rozmrażania.
  3. Po rozmrożeniu tkanki wyjmij kriowial z łaźni wodnej i wymieszaj przez delikatne odwrócenie.
  4. Osusz zewnętrzną część kriowialu i spryskaj 70% etanolem. Przenieś go do okapu bezpieczeństwa biologicznego.
  5. Przenieś rozmrożone tkanki nowotworowe do stożkowej probówki o pojemności 15 ml wypełnionej 10 ml zimnej modyfikowanej pożywki Eagle (DMEM) firmy Dulbecco. Dobrze wymieszaj, odwracając rurkę. Pozwól, aby fragmenty tkanki osiadły na dnie probówki.
  6. Odessać supernatant i ponownie zawiesić w 10 ml zimnego DMEM. Dobrze wymieszaj, odwracając rurkę. Pozwól, aby fragmenty tkanki osiadły na dnie probówki.
  7. Odessać supernatant i ponownie zawiesić w 10 ml zimnego DMEM. Umieść probówkę na lodzie.
    UWAGA: Tkanka jest gotowa do przeszczepu.

2. Pobranie i przygotowanie świeżego guza sutka do przeszczepienia

  1. Poddaj eutanazji mysz z guzem piersi.
    UWAGA: Gospodarzem PDX mogą być samice myszy SCID/Beige, NSG lub NRG, podczas gdy w obecnym badaniu wykorzystuje się samice myszy Balb/c w wieku 3-5 tygodni.
  2. Spryskaj obszar guza myszy poddanej eutanazji 70% etanolem.
    UWAGA: Staraj się unikać włosów z próbką guza, które mogą spowodować zanieczyszczenie fragmentów guza do krioprzechowywania lub przeszczepu.
  3. Za pomocą ząbkowanych kleszczy, aby uszczypnąć i podnieść skórę otaczającą guz, użyj nożyczek, aby wykonać krótkie nacięcie.
  4. Oddziel guz od skóry nożyczkami, aby wyciąć cały guz od myszy gospodarza. Odetnij pozostałą tkankę poduszeczki tłuszczowej myszy z zewnętrznej powierzchni guza. Umieść guz w stożkowej probówce o pojemności 15 ml wypełnionej 5 ml zimnego DMEM.
    UWAGA: Używaj guzów o maksymalnej średnicy 1 cm, ponieważ większe guzy mogą zawierać martwicze rdzenie.
  5. W kapturze bezpieczeństwa biologicznego przenieś wypreparowany guz na sterylną 10-centymetrową szalkę Petriego zawierającą wystarczającą ilość DMEM, aby zapobiec wysuszeniu.
  6. Pokrój guz na 1 mm3 fragmenty za pomocą skalpela lub ostrza w warunkach aseptycznych.
    UWAGA: Skalpel lub ostrze należy wystawić na działanie promieniowania UV w kapturze bezpieczeństwa biologicznego przez co najmniej 20 minut przed użyciem.
  7. Przenieś fragmenty guza do stożkowej probówki o pojemności 15 ml wypełnionej zimnym DMEM. Umieść probówkę na lodzie.
    UWAGA: Tkanka jest gotowa do przeszczepu. Wypreparowane fragmenty guza z kroku 2.4 mogą być: 1) zamrożone w ciekłym azocie w celu ekstrakcji białek i RNA/DNA, 2) utrwalone za pomocą 4% paraformaldehydu (PFA) lub 10% obojętnej buforowanej formaliny (NBF) do analizy hematoksyliny i eozyny (H&E) oraz analizy immunohistochemicznej (IHC) lub 3) kriokonserwowane w 1,25 ml pożywki zamrażającej (10% dimetylosulfotlenku [DMSO], 40% DMEM i 50% płodowej surowicy bydlęcej [FBS]) przez powolne zamrażanie w zamrażarce w temperaturze -80 °C przez noc, a następnie przeniesienie do ciekłego azotu w celu długotrwałego przechowywania.

3. Przygotuj zwierzę do operacji

  1. W celu leczenia bólu zwierząt należy wstrzyknąć podskórnie buprenorfinę o przedłużonym uwalnianiu 60 minut przed zabiegiem w dawce 1 mg/kg lub postępować zgodnie z zaleceniami instytucji przez 72 godziny pokrycia przeciwbólowego.
  2. Skonfiguruj salę operacyjną zgodnie z wytycznymi instytucji dotyczącymi operacji aseptycznych.
  3. Znieczulij 4-tygodniową dziewczynkę w komorze indukcyjnej aparatu do znieczulania izofluranem z szybkością ~11,25 ml/h. Przenieś mysz do obszaru zabiegowego, na sterylną (gumę silikonową) tablicę chirurgiczną, gdzie zostanie znieczulona przez małą maskę na twarz. Połóż mysz na plecach i przyklej nogi taśmą do ich naturalnych pozycji.
    UWAGA: SCID/Beige, NSG lub NRG są używane do PDX, a Balb/c jest używany do modeli przeszczepów GEMM.
  4. Nałóż maść okulistyczną na oczy, aby zapobiec wysuszeniu.
  5. Potwierdź odpowiedni poziom sedacji za pomocą uszczypnięcia palca.
    UWAGA: Brak reakcji/ruchu zwierzęcia wskazuje, że zwierzę jest wystarczająco znieczulone i gotowe do operacji.
  6. Ogol mysz w dolnej części brzucha, zwłaszcza w okolicy czwartego sutka, w którym odbędzie się operacja.
  7. Wykonując okrężne ruchy i zaczynając od środka pola operacyjnego, pracuj w kierunku zewnętrznych krawędzi za pomocą peelingu chirurgicznego z jodonem powidonu, a następnie usuń jodu powidonu za pomocą podkładki z 70% izopropylu etanolu. Powtórz jeszcze dwa razy.

4. Przeszczepienie fragmentów guza do czwartej (pachwinowej) poduszeczki tłuszczowej sutka

  1. Użyj sterylnej serwety chirurgicznej, aby przykryć ciało zwierzęcia z wyjątkiem miejsca nacięcia.
    UWAGA: Potwierdź odpowiedni poziom sedacji poprzez uszczypnięcie palca u nogi przed wykonaniem nacięcia.
  2. Za pomocą ząbkowanych kleszczy uszczypnij i unieś skórę przy sutku #4.
  3. stroną do dołu użyj nożyczek, aby wykonać krótkie (około 1 cm) nacięcie przystrzałkowe, od sutka #4 w kierunku głowy.
  4. Za pomocą aplikatora z bawełnianą końcówką oddziel skórę od otrzewnej po przyśrodkowej stronie nacięcia.
  5. Trzymając boczną stronę nacięcia, delikatnie oderwij poduszeczkę tłuszczową #4 od skóry za pomocą tego samego wacika.
  6. Po oddzieleniu poduszeczki tłuszczowej przygwoździć skórę igłą o wadze 27 G blisko ciała zwierzęcia.
  7. Jeśli doświadczalnie konieczne jest oczyszczenie poduszeczki tłuszczowej z endogennego nabłonka sutka myszy, wykonaj następujące czynności.
    1. Za pomocą ząbkowanych kleszczy delikatnie odsuń poduszeczkę tłuszczową od ciała i zlokalizuj pachwinowy węzeł chłonny, który znajduje się poniżej punktów przecięcia głównych naczyń w gruczole (blisko miejsca, w którym kleszcze będą trzymać gruczoł).
    2. Ostrożnie kauteryzuj naczynia przyśrodkowe do węzła chłonnego i tłuszczu łączącego się z czwartą i piątą poduszką tłuszczową, która tworzy trójkątny obszar.
      UWAGA: Na tym etapie tymczasowo wyłącz źródło tlenu.
    3. Za pomocą mikronożyczek preparacyjnych przecinaj każde kauteryzowane naczynie pojedynczo (aby upewnić się, że po każdym cięciu nie ma krwawienia), aż część poduszeczki tłuszczowej zawierająca węzeł chłonny zostanie usunięta.
    4. Wyrzuć "oczyszczoną" tkankę poduszeczki tłuszczowej.
  8. Przytrzymaj czwartą poduszeczkę tłuszczową sutka za pomocą kleszczy separacyjnych. Drugą ręką włóż zamkniętą końcówkę kątowych drobnych kleszczyków w środek poduszeczki tłuszczowej nad pozostałym naczyniem i blisko ściany otrzewnej. Powoli otwórz kleszcze, aby zrobić małą kieszeń. Usuń ukośne cienkie kleszcze z poduszeczki tłuszczowej.
  9. Za pomocą ustawionych pod kątem cienkich kleszczy weź kawałek fragmentu guza i włóż go do kieszeni.
  10. Powoli otwórz końcówki kleszczy, aby uwolnić fragment guza do kieszeni poduszeczki tłuszczowej.
  11. Ostrożnie wyjmij cienkie kleszcze pod kątem.
    UWAGA: Spójrz na kieszeń, aby upewnić się, że fragment guza pozostaje w kieszeni poduszeczki tłuszczowej sutka podczas wyjmowania kleszczy. Guzy mogą być wszczepiane do obu przeciwległych poduszek tłuszczowych, gdy nadmiar tkanki nowotworowej jest potrzebny do eksperymentów lub bankowania. Zwierzęta z obustronnymi przeszczepami nie są zalecane do badań klinicznych ze względu na znane interakcje między przeciwległymi nowotworami. Alternatywnie do procesu implantacji można użyć trokaru.
  12. Zaczynając od podstawy nacięcia, zbierz skórę z każdej strony za pomocą pazura i ząbkowanych kleszczy. Zbliż obie strony do siebie i lekko unieś, aby przygotować skórę do nałożenia klipsa na rany. Rozwiń krawędzie nacięcia za pomocą kleszczy do pazurów i ściśnij krawędzie razem, aby utworzyć ciągłą powierzchnię u góry.
  13. Trzymając obie strony razem ząbkowanymi kleszczami, użyj aplikatora do klipsów do ran, aby umieścić klips do ran pośrodku nacięcia. W razie potrzeby nałóż klej tkankowy na końce nacięcia, aby były zamknięte i zabezpieczone.
  14. Umieść zwierzę w czystej klatce, która znajduje się na rozgrzewającej powierzchni. Monitoruj krwawienie, oznaki rozejścia się i ból w okresie pooperacyjnym. Zwierzę powinno być na nogach i poruszać się w ciągu kilku minut po operacji.
  15. Zwróć szczególną uwagę na miejsce nacięcia i ogólny stan zdrowia zwierząt przez co najmniej 3 dni po zabiegu. Postępuj zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi dotyczącymi leczenia bólu.
  16. Wyczyść narzędzia chirurgiczne przez 10 sekund w sterylizatorze z kulkami szklanymi przed kontynuowaniem następnego przeszczepu. Przed użyciem poczekaj, aż narzędzia ostygną.
  17. Powtarzaj kroki 4.1−4.15, aż wszystkie myszy zostaną przeszczepione.
    UWAGA: Suplementacja estrogenem jest wymagana w przypadku guzów ER+, które mogą być dostarczane przez wodę lub granulki o powolnym uwalnianiu59.

5. Monitorowanie wzrostu guza w odpowiedzi na leczenie farmakologiczne

UWAGA: Wyczuwalne guzy z potwierdzonymi PDX do przeszczepu i guzy p53-null rozwijają się od 2 tygodni do 8 tygodni po operacji, w zależności od wewnętrznego tempa wzrostu guza.

  1. Mierz guzy w dwóch wymiarach za pomocą suwmiarki dwa razy w tygodniu. Oblicz objętość za pomocą wzoru:
    Objętość guza (mm3) = W2 x L / 2
    gdzie W to szerokość, a L to długość guza.
  2. Leczenie farmakologiczne należy rozpocząć, gdy objętość guza osiągnie 150−300 mm3,
    UWAGA: W zależności od właściwości leków, do dostarczania leków można zastosować zgłębnik doustny lub wstrzyknięcie dootrzewnowe.
  3. Zbierz próbki guza i wykonaj barwienie IHC60, izolację białek i RNA/DNA oraz fenotypowanie immunologiczne61 do różnych celów. Zbierz krew i wykonaj fenotypowanie immunologiczne lub wykorzystaj ją do badań farmakokinetycznych/farmakodynamicznych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Rysunek 1 przedstawia sprzęt (Rysunek 1A) oraz kluczowe procedury (Rysunek 1B) transplantacji ortotopowej. Rysunek 2 przedstawia charakterystykę przeszczepionego guza PDX (MC1). Fragmenty guza (1 mm3) modelu MC1 przeszczepiono do 4. poduszki tłuszczowej myszy SCID/Beige. Po miesiącu średnia wielkość guza osiągnęła około 350 mm...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Aby zmniejszyć różnice we wzroście guza u zwierząt, konieczne jest pocięcie tkanki nowotworowej na fragmenty o wielkości 1 mm3 do przeszczepu. Modele, które rosną z tkanką miękką, są trudniejsze w obróbce, a fragmenty guza muszą być nieco większe (1−2 mm3). Umieszczając tkankę w kieszeni poduszeczki tłuszczowej sutka, należy uważać, aby nie podzielić tkanki na wiele części, ponieważ spowoduje to powstanie wielu małych guzów lub guzów o dziwnym kształcie.

Ponadto, Do Przes...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

MTL jest założycielem komandytariusza w StemMed, Ltd. oraz założycielem i menedżerem w StemMed Holdings, jej komplementariuszu. MTL jest założycielem i udziałowcem Tvardi Therapeutics, Inc. LED jest opłacanym pracownikiem StemMed, Ltd.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez National Institutes of Health (R37CA228304 i R01HL146642 do Xi Chen, CA148761 do Jeffreya M. Rosena), Departament Obrony USA (W81XWH-19-1-0524 do Xi Chen, W81XWH-19-1-0035 do Xiangdong Lv), American Cancer Society (RSG-18-181-01-TBE do Xi Chen) oraz Cancer Prevention and Research Institute of Texas (RR150009 CPRIT Scholar in Cancer Research Award dla Xi Chena), Rdzeń Ksenoprzeszczepu Pochodzącego od Pacjenta i Zaawansowanych Modeli In Vivo w Baylor College of Medicine (finansowanie z RP170691 CPRIT Core Facility Award i NCI-CA125123 P30 Cancer Center Support Grant).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
1 mg/ml Buprenorfina-SRZooPharm (przez weterynarzy BCM)Sterylna
strzykawka 26GBD148232ESterylny
peeling betadynowyFisher19-027132
Waciki bawełnianeVWR International Laboratory89031-272Sterylny
DMEMFisherMT 10-013-CMSterylny
elektryczny GolarkaOster78005-050
Sterylizator koralików szklanych (Germinator)Sklep chirurgiczny RobozDS-401
Smar maść okulistycznaAkorn Animal Health17478-062-35
Kleszcze do mikropreparacji; Ząbkowane, kątowe (zwykłe kleszcze)Sklep chirurgiczny RobozRS-5139Sterylne
nożyczki sprężynowe do mikropreparowania (obcinacz do poduszek tłuszczowych)Sklep chirurgiczny RobozRS-5658BTSterylne
mikrokleszcze (kleszcze do umieszczania tkanek)Sklep chirurgicznyRoboz RS-5069Sterylna
szalka PetriegoFisher08-757- 100DSterylna
sterylna serwetaSai Technologia infuzyjnaPSS-SD1Sterylne
nożyczki chirurgiczneSklep chirurgicznyRoboz RS-5960Sterylne
kleszczyki do tkanek (kleszczyki do pazurów)Sklep chirurgiczny RobozRS-5158Sterylny
aplikator do klipsów do ranBD Autoclip Wound System01-804Sterylny
do usuwania klipsów do ranBD Autoclip Wound System01-804-15Sterylny
Klipsy do ranBD Autoclip Wound System01-804-5Sterylne
środek

Bibliografia

  1. Waks, A. G., Winer, E. P. Breast Cancer Treatment: A Review. JAMA. 321 (3), 288-300 (2019).
  2. Harbeck, N., et al. Breast cancer. Nature Reviews Disease Primers. 5 (1), 66(2019).
  3. Harbeck, N., Salem, M., Nitz, U., Gluz, O., Liedtke, C. Personalized treatment of early-stage breast cancer: present concepts and future directions. Cancer Treatment Reviews. 36 (8), 584-594 (2010).
  4. Zardavas, D., Irrthum, A., Swanton, C., Piccart, M. Clinical management of breast cancer heterogeneity. Nature Reviews Clinical Oncology. 12 (7), 381(2015).
  5. Esteva, F. J., Hubbard-Lucey, V. M., Tang, J., Pusztai, L. Immunotherapy and targeted therapy combinations in metastatic breast cancer. The Lancet Oncology. 20 (3), e175-e186 (2019).
  6. Schmid, P., et al. Atezolizumab and nab-paclitaxel in advanced triple-negative breast cancer. New England Journal of Medicine. 379 (22), 2108-2121 (2018).
  7. Tsuji, K., et al. Breast cancer cell lines carry cell line-specific genomic alterations that are distinct from aberrations in breast cancer tissues: comparison of the CGH profiles between cancer cell lines and primary cancer tissues. BMC Cancer. 10 (1), 15(2010).
  8. Neve, R. M., et al. A collection of breast cancer cell lines for the study of functionally distinct cancer subtypes. Cancer Cell. 10 (6), 515-527 (2006).
  9. Clarke, R. Human breast cancer cell line xenografts as models of breast cancer-the immunobiologies of recipient mice and the characteristics of several tumorigenic cell lines. Breast Cancer Research and Treatment. 39 (1), 69-86 (1996).
  10. DeRose, Y. S., et al. Tumor grafts derived from women with breast cancer authentically reflect tumor pathology, growth, metastasis and disease outcomes. Nature Medicine. 17 (11), 1514(2011).
  11. Kuperwasser, C., et al. Reconstruction of functionally normal and malignant human breast tissues in mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America of the United States of America. 101 (14), 4966-4971 (2004).
  12. Vaillant, F., et al. Targeting BCL-2 with the BH3 mimetic ABT-199 in estrogen receptor-positive breast cancer. Cancer Cell. 24 (1), 120-129 (2013).
  13. Li, S., et al. Endocrine-therapy-resistant ESR1 variants revealed by genomic characterization of breast-cancer-derived xenografts. Cell Reports. 4 (6), 1116-1130 (2013).
  14. DeRose, Y. S., et al. Patient-derived models of human breast cancer: protocols for in vitro and in vivo applications in tumor biology and translational medicine. Current Protocols in Pharmacology. 60 (1), 14.23.11-14.23.43 (2013).
  15. Al-Hajj, M., Wicha, M. S., Benito-Hernandez, A., Morrison, S. J., Clarke, M. F. Prospective identification of tumorigenic breast cancer cells. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 100 (7), 3983-3988 (2003).
  16. Marangoni, E., et al. A new model of patient tumor-derived breast cancer xenografts for preclinical assays. Clinical Cancer Research. 13 (13), 3989-3998 (2007).
  17. Zhang, H., et al. Patient-derived xenografts of triple-negative breast cancer reproduce molecular features of patient tumors and respond to mTOR inhibition. Breast Cancer Research. 16 (2), R36(2014).
  18. Shultz, L. D., Ishikawa, F., Greiner, D. L. Humanized mice in translational biomedical research. Nature Reviews Immunology. 7 (2), 118(2007).
  19. Sheffield, L. G., Welsch, C. W. Transplantation of human breast epithelia to mammary-gland-free fat-pads of athymic nude mice: Influence of mammotrophic hormones on growth of breast epithelia. International Journal of Cancer. 41 (5), 713-719 (1988).
  20. Sebesteny, A., et al. Primary human breast carcinomas transplantable in the nude mouse. Journal of the National Cancer Institute. 63 (6), 1331-1337 (1979).
  21. Sakakibara, T., et al. Growth and metastasis of surgical specimens of human breast carcinomas in SCID mice. The Cancer Journal from Scientific American. 2 (5), 291-300 (1996).
  22. Rae-Venter, B., Reid, L. M. Growth of human breast carcinomas in nude mice and subsequent establishment in tissue culture. Cancer Research. 40 (1), 95-100 (1980).
  23. Outzen, H., Custer, R. Brief communication: Growth of human normal and neoplastic mammary tissues in the cleared mammary fat pad of the nude mouse. Journal of the National Cancer Institute. 55 (6), 1461-1466 (1975).
  24. Noël, A., et al. Heterotransplantation of primary and established human tumour cells in nude mice. Anticancer Research. 15 (1), 1-7 (1995).
  25. Naundorf, H., Fichtner, I., Büttner, B., Frege, J. Establishment and characterization of a new human oestradiol-and progesterone-receptor-positive mammary carcinoma serially transplantable in nude mice. Journal of Cancer Research and Clinical Oncology. 119 (1), 35-40 (1992).
  26. Murthy, M. S., Scanlon, E. F., Jelachich, M. L., Klipstein, S., Goldschmidt, R. A. Growth and metastasis of human breast cancers in athymic nude mice. Clinical and Experimental Metastasis. 13 (1), 3-15 (1995).
  27. Fichtner, I., Becker, M., Zeisig, R., Sommer, A. In vivo models for endocrine-dependent breast carcinomas: special considerations of clinical relevance. European Journal of Cancer. 40 (6), 845-851 (2004).
  28. Ding, L., et al. Genome remodelling in a basal-like breast cancer metastasis and xenograft. Nature. 464 (7291), 999(2010).
  29. Zhang, X., et al. A renewable tissue resource of phenotypically stable, biologically and ethnically diverse, patient-derived human breast cancer xenograft models. Cancer Research. 73 (15), 4885-4897 (2013).
  30. Borowsky, A. D. Choosing a mouse model: experimental biology in context-the utility and limitations of mouse models of breast cancer. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 3 (9), a009670(2011).
  31. Caligiuri, I., Rizzolio, F., Boffo, S., Giordano, A., Toffoli, G. Critical choices for modeling breast cancer in transgenic mouse models. Journal of Cellular Physiology. 227 (8), 2988-2991 (2012).
  32. Backlund, M. G., et al. Impact of ionizing radiation and genetic background on mammary tumorigenesis in p53-deficient mice. Cancer Research. 61 (17), 6577-6582 (2001).
  33. Jerry, D., et al. A mammary-specific model demonstrates the role of the p53 tumor suppressor gene in tumor development. Oncogene. 19 (8), 1052-1058 (2000).
  34. Hüsler, M. R., et al. Lactation-induced WAP-SV40 Tag transgene expression in C57BL/6J mice leads to mammary carcinoma. Transgenic Research. 7 (4), 253-263 (1998).
  35. Simin, K., et al. pRb inactivation in mammary cells reveals common mechanisms for tumor initiation and progression in divergent epithelia. PLoS Biology. 2 (2), e22(2004).
  36. Sandgren, E. P., et al. Inhibition of mammary gland involution is associated with transforming growth factor α but not c-myc-induced tumorigenesis in transgenic mice. Cancer Research. 55 (17), 3915-3927 (1995).
  37. Gallahan, D., et al. Expression of a truncated Int3 gene in developing secretory mammary epithelium specifically retards lobular differentiation resulting in tumorigenesis. Cancer Research. 56 (8), 1775-1785 (1996).
  38. Tsukamoto, A. S., Grosschedl, R., Guzman, R. C., Parslow, T., Varmus, H. E. Expression of the int-1 gene in transgenic mice is associated with mammary gland hyperplasia and adenocarcinomas in male and female mice. Cell. 55 (4), 619-625 (1988).
  39. Guy, C. T., Cardiff, R., Muller, W. J. Induction of mammary tumors by expression of polyomavirus middle T oncogene: a transgenic mouse model for metastatic disease. Molecular and Cellular Biology. 12 (3), 954-961 (1992).
  40. Guy, C. T., et al. Expression of the neu protooncogene in the mammary epithelium of transgenic mice induces metastatic disease. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 89 (22), 10578-10582 (1992).
  41. Xu, X., et al. Conditional mutation of Brca1 in mammary epithelial cells results in blunted ductal morphogenesis and tumour formation. Nature Genetics. 22 (1), 37(1999).
  42. Maroulakou, I. G., Anver, M., Garrett, L., Green, J. E. Prostate and mammary adenocarcinoma in transgenic mice carrying a rat C3 (1) simian virus 40 large tumor antigen fusion gene. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 91 (23), 11236-11240 (1994).
  43. Yin, Y., et al. Characterization of medroxyprogesterone and DMBA-induced multilineage mammary tumors by gene expression profiling. Molecular Carcinogenesis. 44 (1), 42-50 (2005).
  44. Cressman, V. L., et al. Mammary tumor formation in p53-and BRCA1-deficient mice. Cell Growth and Differentiation-Publication American Association for Cancer Research. 10 (1), 1-10 (1999).
  45. Li, Z., et al. ETV6-NTRK3 fusion oncogene initiates breast cancer from committed mammary progenitors via activation of AP1 complex. Cancer Cell. 12 (6), 542-558 (2007).
  46. Pond, A. C., et al. Fibroblast growth factor receptor signaling dramatically accelerates tumorigenesis and enhances oncoprotein translation in the mouse mammary tumor virus-Wnt-1 mouse model of breast cancer. Cancer Research. 70 (12), 4868-4879 (2010).
  47. Sinn, E., et al. Coexpression of MMTV/v-Ha-ras and MMTV/c-myc genes in transgenic mice: synergistic action of oncogenes in vivo. Cell. 49 (4), 465-475 (1987).
  48. Muller, W. J., et al. The int-2 gene product acts as an epithelial growth factor in transgenic mice. The EMBO Journal. 9 (3), 907-913 (1990).
  49. Liu, S., et al. Expression of autotaxin and lysophosphatidic acid receptors increases mammary tumorigenesis, invasion, and metastases. Cancer Cell. 15 (6), 539-550 (2009).
  50. Torres-Arzayus, M. I., et al. High tumor incidence and activation of the PI3K/AKT pathway in transgenic mice define AIB1 as an oncogene. Cancer Cell. 6 (3), 263-274 (2004).
  51. Chan, S. R., et al. STAT1-deficient mice spontaneously develop estrogen receptor α-positive luminal mammary carcinomas. Breast Cancer Research. 14 (1), R16(2012).
  52. Jiang, Z., et al. Rb deletion in mouse mammary progenitors induces luminal-B or basal-like/EMT tumor subtypes depending on p53 status. The Journal of Clinical Investigation. 120 (9), 3296-3309 (2010).
  53. Adams, J. R., et al. Cooperation between Pik3ca and p53 mutations in mouse mammary tumor formation. Cancer Research. 71 (7), 2706-2717 (2011).
  54. Pei, X. H., et al. CDK inhibitor p18INK4c is a downstream target of GATA3 and restrains mammary luminal progenitor cell proliferation and tumorigenesis. Cancer Cell. 15 (5), 389-401 (2009).
  55. Bultman, S., et al. Characterization of mammary tumors from Brg1 heterozygous mice. Oncogene. 27 (4), 460(2008).
  56. Jerry, D., et al. A mammary-specific model demonstrates the role of the p53 tumor suppressor gene in tumor development. Oncogene. 19 (8), 1052(2000).
  57. Zhang, M., et al. Identification of tumor-initiating cells in a p53-null mouse model of breast cancer. Cancer Research. 68 (12), 4674-4682 (2008).
  58. Landis, M. D., Lehmann, B. D., Pietenpol, J. A., Chang, J. C. Patient-derived breast tumor xenografts facilitating personalized cancer therapy. Breast Cancer Research. 15 (1), 201(2013).
  59. Zhang, X., Lewis, M. T. Establishment of Patient-Derived Xenograft (PDX) Models of Human Breast Cancer. Current Protocols in Mouse Biology. 3 (1), 21-29 (2013).
  60. Chi, V., Chandy, K. G. Immunohistochemistry: paraffin sections using the Vectastain ABC kit from vector labs. Journal of Visualized Experiments. (8), e308(2007).
  61. Zhao, N., et al. Pharmacological targeting of MYC-regulated IRE1/XBP1 pathway suppresses MYC-driven breast cancer. Journal of Clinical Investigation. 128 (4), 1283-1299 (2018).
  62. DeOme, K., Faulkin, L., Bern, H. A., Blair, P. B. Development of mammary tumors from hyperplastic alveolar nodules transplanted into gland-free mammary fat pads of female C3H mice. Cancer Research. 19 (5), 515(1959).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Fragmenty guzów piersitkanka tłuszczowa piersiksenoprzeszczep pochodzący od pacjentabiologia guzaodpowiedź na lekbarwienie H&Eimmunohistochemiapotencjał metastatycznyfragmentacja guza
Ortotopowe przeszczepy guzów piersi jako modele przedkliniczne raka piersi
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.