Ten protokół opisuje wszczepianie ludzkich stentów wieńcowych do aorty brzusznej szczurów z tłem apoE-/- przy użyciu dostępu przezudowego. W porównaniu z innymi modelami zwierzęcymi, modele mysie mają zalety wysokiej przepustowości, odtwarzalności, łatwości obsługi i utrzymania oraz szerokiej dostępności markerów molekularnych.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Implantacja stentów wieńcowych wielkości człowieka do aorty brzusznej szczura przy użyciu dostępu przezudowego
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Przezskórna interwencja wieńcowa (PCI), w połączeniu z wszczepieniem stentu wieńcowego, stanowi złoty standard w interwencyjnym leczeniu choroby wieńcowej. Retenoza w stencie (ISR) jest determinowana przez nadmierną proliferację tkanki neowewnętrznej w obrębie stentu i ogranicza długoterminowy sukces stentów. Do wyjaśnienia procesów patofizjologicznych leżących u podstaw restenozy w stencie (ISR) wykorzystano różne modele zwierzęce, przy czym najczęściej stosowanymi są modele tętnic wieńcowych świń i tętnic biodrowych królika. Modele mysie zapewniają zalety wysokiej przepustowości, łatwości obsługi i utrzymania, powtarzalności i szerokiej dostępności markerów molekularnych. Mysi model z niedoborem apolipoproteiny E (apoE-/-) jest szeroko stosowany do badania chorób sercowo-naczyniowych. Jednak stenty muszą zostać zminiaturyzowane, aby można je było wszczepić myszom, co wiąże się z istotnymi zmianami ich właściwości mechanicznych i (potencjalnie) biologicznych. Zastosowanie szczurów apoE-/- może przezwyciężyć te niedociągnięcia, ponieważ szczury apoE-/- pozwalają na ocenę stentów wieńcowych wielkości człowieka, zapewniając jednocześnie fenotyp aterogenny. To sprawia, że są one doskonałym i wiarygodnym modelem do badania ISR po implantacji stentu. W tym miejscu szczegółowo opisujemy wszczepianie dostępnych na rynku ludzkich stentów wieńcowych do aorty brzusznej szczurów z tłem apoE-/- przy użyciu dostępu przezudowego.
Wprowadzenie
Przezskórna interwencja wieńcowa (PCI), połączona z wszczepieniem stentu wieńcowego, stanowi złoty standard w interwencyjnym leczeniu choroby wieńcowej1. Długoterminowy sukces stentów może być jednak ograniczony przez występowanie restenozy w stencie (ISR), która jest determinowana przez nadmierną proliferację tkanki neowewnętrznej w obrębie stentu2,3. ISR może wymagać ponownej interwencji z pomostowaniem tętnic wieńcowych lub ponownym PCI. Do badań nad ISR zaproponowano różne modele zwierzęce, z których każdy ma zalety i wady. Głównymi wadami najczęściej stosowanych modeli tętnic wieńcowych i biodrowych u świń, choć po implantacji stentu rozwijają się zmiany znacznie podobne do ludzkich po implantacji stentu4,5, są duże koszty zwierząt i pomieszczeń, co powoduje trudności logistyczne, zwłaszcza w badaniach długoterminowych, a także ograniczenia w obsłudze i sprzęcie. Ponadto dostępność przeciwciał przeciwko białkom komórkowym świń i królików jest ograniczona. Z drugiej strony, modele mysie zapewniają główne zalety wysokiej przepustowości i odtwarzalności, a także łatwości obsługi, obudowy, a tym samym opłacalności. Ponadto dostępna jest większa liczba przeciwciał. Jednakże, podczas gdy myszy z niedoborem apolipoproteiny E (apoE-/-) są szeroko stosowane do badania miażdżycy6,7,8, nie nadają się do badania ISR, ponieważ stenty muszą zostać zminiaturyzowane, aby mogły zostać wszczepione myszom, co potencjalnie zmienia właściwości mechaniczne stentów. Co więcej, ściana aorty myszy mierzy od 50 μm u młodych myszy do 85 μm u starych myszy9, a stenty muszą być rozmieszczone przy użyciu poziomów ciśnienia tak niskich, jak 2 atm, co może prowadzić do złego położenia stentu10. Szczury pozwalają jednak na wszczepienie dostępnych na rynku ludzkich stentów wieńcowych i wykazują przebieg gojenia naczyń krwionośnych podobny do większych zwierząt po implantacji stentu aortalnego, po raz pierwszy opisany przez Langeveld et al.11. Technika ta pierwotnie wymagała dostępu przezbrzusznego, co wymagało fizycznego zwężenia aorty, aby uzyskać tymczasowe przerwanie przepływu krwi. Aby uniknąć potencjalnie związanego z tym uszkodzenia naczynia i reakcji zapalnych, technika ta została później udoskonalona poprzez wprowadzenie dostępu przezbiodrowego, co dodatkowo skutkowało wyższym wskaźnikiem przeżywalności zwierząt12.
Ponieważ u szczurów typu dzikiego nie rozwijają się zmiany miażdżycowe13, szczury apoE-/- zostały wygenerowane przy użyciu technik nukleazowych, takich jak Transcription Activator-Like Effector Nuclease (TALEN)14, Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats (CRISPR/Cas9)15, oraz Zinc Finger (ZF)16. Szczury ApoE-/- są dostępne na rynku od 2011 roku. Zapewniając tło miażdżycowe, szczury apoE-/- pozwalają na bardziej realistyczną ocenę stentów wieńcowych wielkości człowieka, zwłaszcza w odniesieniu do ISR.
Tutaj opisujemy metodę poprzez drogę dostępu przez udę i przy użyciu dostępnego na rynku cienkiego stentu kobaltowo-chromowego uwalniającego leki (DES), jednak może być również stosowany do badania innych typów stentów, takich jak stenty z gołym metalem (BMS) lub stenty biodegradowalne.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Eksperymenty przeprowadzono zgodnie z niemiecką ustawą o ochronie zwierząt (TSchG) oraz dyrektywą 2010/63/UE dotyczącą ochrony zwierząt wykorzystywanych do celów naukowych. Oficjalna zgoda na niniejsze badanie została udzielona przez Rządowy Komitet ds. Opieki i Korzystania ze Zwierząt (Protokół nr: AZ 87-51.04.2010.A065; Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen, Recklinghausen, Niemcy). Protokół badania był zgodny z Wytycznymi dotyczącymi opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych. Pooperacyjna terapia przeciwbólowa opierała się na zaleceniach Niemieckiego Towarzystwa Nauk o Zwierzętach Laboratoryjnych (GV-SOLAS) oraz Inicjatywy Weterynaryjnej Terapii Bólu.
1. Podstawowe techniki i powszechne procedury
- Należy wykorzystać szczury Sprague-Dawley homozygotyczne apoE-/-. Genotyp każdego zwierzęcia należy określić za pomocą standardowych metod17.
- Zwierzęta należy utrzymywać w identycznych warunkach (21 °C ± 2 °C, 60% ± 5% wilgotności oraz 12-godzinny cykl światła/ciemności), zapewniając swobodny dostęp do wody i pokarmu.
- Wszystkie procedury należy przeprowadzać w warunkach czystych, lecz niesterylnych.
- Po znieczuleniu szczura wszystkie czynności należy wykonać pod mikroskopem chirurgicznym przy powiększeniu 16x.
- Do hemostazy uciskowej należy używać patyczków bawełnianych. W celu utrzymania wilgotności okolicy pachwinowej pomocne są gaziki (5 cm x 5 cm) nasączone roztworem Ringera z mleczanami.
- Użyte materiały należy zutylizować zgodnie z przepisami dotyczącymi gospodarki odpadami.
2. Przygotowania przed operacją
- Przed rozpoczęciem zabiegu przygotować leki weterynaryjne. Wszystkie roztwory przechowywać w temperaturze pokojowej, chyba że wskazano inaczej.
- Na trzydzieści minut przed procedurą podać 0.03-0.05 mg/kg buprenorfiny podskórnie.
- Zanestetyzować szczura poprzez domięśniowy wtrysk 100 mg/kg masy ciała (BW) (S)-ketaminy oraz 8 mg/kg BW ksylazyny.
- Zmierzyć masę ciała szczura za pomocą wagi.
- Umieścić szczura na podgrzewaczce i unieruchomić kończyny górne i dolne za pomocą taśmy medycznej. Ułożyć szczura tak, aby lewa kończyna tylna była w pełni wyprostowana i w jak największej linii z kręgosłupem, tworząc linię prostą między tętnicą udową a aortą. Ułatwi to wprowadzenie stentu z balonikiem przez rozwidlenie aorty.
- Utrzymywać znieczulenie poprzez inhalację 1.5 vol% izofluranu w 97.5% tlenu przy przepływie 2 L/min.
UWAGA: Pozostawić szczura do oddychania spontanicznego, bez intubacji. - Zastosować maść do oczu, aby zapobiec uszkodzeniu gałek ocznych podczas utraty przytomności.
- Wygolić sierść z okolic pachwin i dolnej części brzucha szczura, a następnie wysterylizować odpowiedni obszar skóry roztworem powidonu z jodem.
- Przed rozpoczęciem operacji sprawdzić odpowiednią głębokość znieczulenia poprzez uszczypnięcie końcówki ogona oraz tkanki między palcami.
3. Operacja
- Wykonać nacięcie przyśrodkowe o długości ~0,5‒1 cm w lewym pachwinie, aby otworzyć skórę i leżącą pod nią powięź.
- Przeprowadzić rozcięcie tępe i sondować głębiej, aż do zidentyfikowania tętniącej lewej tętnicy udowej.
- Używając bardzo cienkiej pęsety, przygotować tętnicę udową, delikatnie usuwając otaczającą ją tkankę łączną. Należy uważać, aby nie uszkodzić nerwu udowego ani żyły udowej, która znajduje się przyśrodkowo względem tętnicy.
- Przygotować około 1 cm tętnicy udowej. Ostrożnie wsunąć końcówkę pęsety pod naczynie, aby delikatnie je unieść.
- Przeciągnąć fragmenty nici jedwabnej 4-0 pod dystalną i proksymalną częścią tętnicy, tworząc pętle. Zaciisnąć końce każdej z dwóch pętli nici między ramionami zacisku chirurgicznego. Używać zacisków chirurgicznych do kontroli tętnicy. Delikatnie rozciągnąć i unieść pętle, aby tymczasowo przerwać przepływ krwi.
UWAGA: Pracować szybko, aby uniknąć przedłużonego zastosowania stazy, co może prowadzić do uszkodzenia tkanek. - Używając ostrych mikronozycyc, wykonać arteriotomię w środkowej części tętnicy udowej.
- Wprowadzić drut prowadzący przez miejsce arteriotomii. Po dotarciu do proksymalnej pętli nici, zwolnić napięcie nici poprzez przesunięcie zacisku chirurgicznego i przesunąć drut prowadzący dalej w kierunku aorty brzusznej.
UWAGA: Przeciąć drut prowadzący obcinaczem do drutów, aby ułatwić manipulację. - Umieścić proksymalny koniec drutu prowadzącego między przeponą a tętnicami nerkowymi.
UWAGA: Zbyt dalekie przesunięcie drutu prowadzącego niesie ryzyko uszkodzenia aorty lub serca. Zaleca się otwarcie jamy brzusznej, aby zapewnić prawidłowe ułożenie drutu prowadzącego i stentu, przynajmniej w przypadku pierwszych kilku zwierząt. - Wprowadzić zaciśnięty i zamontowany na baloniku stent wieńcowy o wymiarach 2,25 mm x 8 mm (maks. 2,5 mm x 8 mm) przez drut prowadzący do tętnicy udowej i przesunąć go do aorty brzusznej.
- Umieścić stent tuż nad rozwidleniem aorty, ale poniżej tętnic nerkowych. Rozwinąć stent, pompując balonik cewnika do 12 atm przez 15 s za pomocą systemu strzykawki do pompowania.
- Wyssać powietrze z balonika cewnika i utrzymać podciśnienie zgodnie z zaleceniami producenta dla używanego stentu.
- Powoli wycofać spuszczony balonik cewnika, pozostawiając stent na miejscu.
- Tuż przed wyjęciem cewnika, za pomocą zacisku chirurgicznego napiąć pętlę nici nad nacięciem, aby ponownie przerwać przepływ krwi. Następnie usunąć cewnik balonowy i bezpośrednio podwiązać naczynie proksymalnie.
- Związać proksymalną i dystalną pętlę nici, aby podwiązać tętnicę udową i potwierdzić odpowiednią hemostazę w miejscu arteriotomii. Tętnice oboczne zapewnią dalszą perfuzję kończyny.
- Zamknąć mięsień nadległy nad tętnicą, a także nacięcie skóry, używając niewchłanialnych szwów 10-0.
4. Opieka nad zwierzętami po implantacji stentu
- Bezpośrednio po zabiegu pozostawić szczura na 60 min w specjalnej klatce oddziału intensywnej opieki z dostępem do ogrzanego powietrza (30‒35 °C) i dopływem tlenu.
- Uważnie obserwować zwierzęta aż do pełnego wybudzenia. Następnie przenieść szczury do zwykłej klatki. Zapewnić dostęp do wody i pokarmu ad libitum.
- Podawać leki przeciwbólowe pooperacyjne co 6-12 godzin w dawce 0,03-0,05 mg/kg buprenorfiny (s.c., w 500µl NaCl) przez łącznie 72 godziny, w zależności od oceny stanu klinicznego.
- Podawać pokarm zmieszany z klopidogrelem (15 mg/kg), aby zapobiec zakrzepicy w miejscu wszczepionego stentu.
- Aby nasilić hipercholesterolemię i sprzyjać tworzeniu się blaszek miażdrycowych, rozpocząć podawanie diety western w 6‒8 tygodniu po urodzeniu i kontynuować do momentu eutanazji. W razie potrzeby grupa zwierząt karmionych standardową karmą dla szczurów może służyć jako kontrola.
5. Pobieranie i przetwarzanie tkanek
- Przed rozpoczęciem eksplantacji tkanki w wyznaczonym punkcie czasowym, przeprowadź eutanazję zwierzęcia zgodnie z wytycznymi IACUC. Pobierz aortę ze stentem do analizy histologicznej po zakończeniu okresu obserwacji.
- Otwórz jamę brzuszną poprzez nacięcie w linii pośrodkowej i wyciśnij segment aorty ze stentem oraz przyległe części aorty bez stentu o długości 0,5 cm każda.
- Umieść tkankę w 4% buforowanym formalinie na 24 h w celu utrwalenia.
- Zatop tkankę tętniczą ze stentem w plastiku i przeprowadź barwienie histologiczne oraz immunohistochemiczne zgodnie ze standardowymi protokołami18,19.
6. Analiza histomorfometryczna
- Przeprowadź analizę histomorfometryczną sekwencyjnych przekrojów proksymalnej, środkowej i dystalnej części aorty ze stentem, wykorzystując mikroskop połączony z komputerem z odpowiednim oprogramowaniem do analizy obrazu.
- Obrysuj kontury zewnętrznej błony elastycznej (EEL, pomiędzy błoną zewnętrzną a błoną środkową), wewnętrznej błony elastycznej (IEL, pomiędzy błoną środkową a neointimą) oraz światła naczynia za pomocą tabletu graficznego. Na podstawie tych wartości oblicz za pomocą oprogramowania pole powierzchni EEL, pole powierzchni IEL oraz pole powierzchni światła.
- Oblicz procentowy udział powierzchni przekroju poprzecznego w restenozie wewnątrzstentowej (ISR):
- Oblicz całkowitą powierzchnię neointimy (Ai):
- Zmierz grubość neointimy (NIT) nad każdym rozpórką stenta jako odległość między rozpórką a światłem naczynia. Zmierz NIT pomiędzy rozpórkami stenta jako odległość między IEL a światłem.
UWAGA: Alternatywnie oblicz NIT jako
gdzie PL i PIEL oznaczają odpowiednio obwód światła oraz obwód wewnętrznej błony elastycznej20. - Przeprowadź dodatkowe analizy zgodnie z wymogami badania.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Niniejszy protokół opisuje implantację stentu w aorcie brzusznej szczurów z wykorzystaniem dostępu przez tętnicę udową (Rysunek 1). Głównym atutem tego modelu zwierzęcego jest fakt, że umożliwia on wprowadzenie stentów wieńcowych o rozmiarach stosowanych u ludzi. Do aorty brzusznej szczurów można wprowadzić dostępny komercyjnie stent wieńcowy, zaciśnięty i zamocowany na balonie. Dzięki temu można zastosować tę samą zasadę rozprężania stentu, co w przypadku ludzi. Inną zaletą wykorzystania sz...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Protokół ten opisuje wszczepianie stentów wieńcowych wielkości człowieka do aorty brzusznej szczurów apoE-/-. Warto podkreślić kilka kwestii technicznych. Po pierwsze, należy unikać rozbieżności między rozmiarem stentu a rozmiarem aorty. Umieszczenie zbyt małego stentu może prowadzić do malappozycji stentu, podczas gdy implantacja stentu, który jest zbyt duży dla aorty, może spowodować nadmierne rozciągnięcie, rozerwanie i uszkodzenie naczynia. Dlatego zalecamy stosowanie stentów o średnicy od 2,0 do 2,5 mm or...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Chcielibyśmy podziękować Pani Angeli Freund za jej nieocenioną pomoc techniczną przy tworzeniu embedingu i slajdów. Dziękujemy również Panu Tadeuszowi Stopińskiemu z Instytutu Zootechniki Laboratoryjnej i Chirurgii Doświadczalnej za wnikliwą pomoc w pracy weterynaryjnej.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Diet | |||
| SNIFF Dieta wysokotłuszczowa + Clopidogrel (15 mg/kg) | SNIFF Spezialdiä ten GmbH, Soest | specjalnie przygotowana | Western Diet |
| Drugs and Anesthetics | |||
| Buprenorphine | Essex Pharma | 997.00.00 | |
| Parownik ISOFLO (Isoflurane Vapor) | Eickemeyer | 4802885 | |
| Isoflurane | Forene Abbott | B 506 | |
| Izotoniczny (0,9%) roztwór NaCl | DeltaSelect GmbH | PZN 00765145 | |
| Mleczan Ringera, | Baxter Deutschland GmbH | 3775380 | |
| (S)-ketamina | CEVA, Niemcy | ||
| Xylazine | Medistar, Niemcy | ||
| Materiały eksploatacyjne | |||
| Strzykawki 10 ml | BD Plastipak | 4606108V | |
| Strzykawki 2 ml | BD Plastipak | 4606027V | |
| 6-0 szew prolenowy | ETHICON | N-2719K | |
| 4-0 szew jedwabny | Seraflex | IC 158000 | |
| Bepanthen Maść do oczu i nosa | Bayer Vital GmbH | 6029009.00.00 | |
| Waciki z gazy bawełnianej | Fuhrmann GmbH | 32014 | |
| Taśma jedwabna Durapore | 3M | 1538-1 | |
| Polialkoholowy roztwór do dezynfekcji skóry | Antiseptica GmbH | 72PAH200 | |
| Igła Sterican 18 G | B. Igła Braun | 304622 | |
| Sterican 27 3/4 G | B.Braun | 4657705 | |
| Bibułka dostępna | w handlu | ||
| Narzędzia chirurgiczne | |||
| Graefe kleszcze zakrzywione x1 | Fine Science Tools Inc. | 11151-10 | |
| Kleszcze Graefe proste | Fine Science Tools Inc. | 11050-10 | |
| Uchwyt na igłę Mathieu | Fine Science Tools Inc. | 12010-14 | |
| Nożyczki | Fine Science Tools Inc. | 14074-11 | |
| Kleszcze Semken | Fine Science Tools Inc. | 11008-13 | |
| Małe nożyczki chirurgiczne zakrzywione | Fine Science Tools Inc. | 14029-10 | |
| Małe nożyczki chirurgiczne proste | Fine Science Tools Inc. | 14028-10 | |
| Kleszcze standardowe | Fine Science Tools Inc. | 11000-12 | |
| Nożyczki sprężynowe Vannas | Fine Science Tools Inc. | 15000-08 | |
| Sprzęt | |||
| Mikroskop preparacyjny | Leica MZ9 | ||
| Poduszka grzewcza z kontrolowaną temperaturą | Sygonix | 26857617 | |
| Sprzęt do implantacji stentu | |||
| Stent uwalniający leki Xience 2,25mm x 8mm | Abbott Vascular USA | 1009544-18 | |
| Drut prowadzący Fielder XT Drut doprowadzający PTCA: 0,014" x 300cm | ASAHI INTECC CO., LTD Japonia | AGP140302 | |
| System strzykawek do napełniania | Abbott 20/30 Priority Pack | 1000186 | |
| Przetwarzanie i analiza tkanek | |||
| 30% H2O2 | Roth | 9681 | Histologia |
| Etanol | Roth | K928.1 | Histologia |
| Giemsas Azur-Eosin-Methylenblau | Merck | 109204 | Histologia |
| Tablet do rysowania graficznego | WACOM Europe GmbH | CTL-6100WLK-S | |
| Roti Histofix, Formaldehyd 4% buforowany | Roth | P087 | Histologia |
| Technovit 9100 | Morphisto | 12225.K1000 | Histologia |
Bibliografia
- Patel, M. R., et al. ACC/AATS/AHA/ASE/ASNC/SCAI/SCCT/STS 2017 Appropriate Use Criteria for Coronary Revascularization in Patients With Stable Ischemic Heart Disease: A Report of the American College of Cardiology Appropriate Use Criteria Task Force, American Association for Thoracic Surgery, American Heart Association, American Society of Echocardiography, American Society of Nuclear Cardiology, Society for Cardiovasular Angiography and Interventions, Society of Cardiovascular Computed Tomography, and Society of Thoracic Surgeons. Journal of the American College of Cardiology. 69 (17), 2212-2241 (2017).
- Virmani, R., Farb, A. Pathology of in-stent restenosis. Current Opinion in Lipidology. 10 (6), 499-506 (1999).
- Buccheri, D., Piraino, D., Andolina, G., Cortese, B. Understanding and managing in-stent restenosis: a review of clinical data, from pathogenesis to treatment. Journal of Thoracic Disease. 8 (10), 1150-1162 (2016).
- Perkins, L. E. Preclinical models of restenosis and their application in the evaluation of drug-eluting stent systems. Veterinary Pathology. 47 (1), 58-76 (2010).
- Kim, W. H., et al. Histopathologic analysis of in-stent neointimal regression in a porcine coronary model. Coronary Artery Disease. 11 (3), 273-277 (2000).
- Plump, A. S., et al. Severe hypercholesterolemia and atherosclerosis in apolipoprotein E-deficient mice created by homologous recombination in ES cells. Cell. 71 (2), 343-353 (1992).
- Breslow, J. L. Transgenic mouse models of lipoprotein metabolism and atherosclerosis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 90 (18), 8314-8318 (1993).
- Knowles, J. W., Maeda, N. Genetic modifiers of atherosclerosis in mice. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 20 (11), 2336-2345 (2000).
- Wheeler, J. B., Mukherjee, R., Stroud, R. E., Jones, J. A., Ikonomidis, J. S. Relation of murine thoracic aortic structural and cellular changes with aging to passive and active mechanical properties. Journal of the American Heart Association. 4 (3), 001744(2015).
- Rodriguez-Menocal, L., et al. A novel mouse model of in-stent restenosis. Atherosclerosis. 209 (2), 359-366 (2010).
- Langeveld, B., et al. Rat abdominal aorta stenting: a new and reliable small animal model for in-stent restenosis. Journal of Vascular Research. 41 (5), 377-386 (2004).
- Oyamada, S., et al. Trans-iliac rat aorta stenting: a novel high throughput preclinical stent model for restenosis and thrombosis. Journal of Surgical Research. 166 (1), 9(2011).
- Touchard, A. G., Schwartz, R. S. Preclinical restenosis models: challenges and successes. Toxicologic Pathology. 34 (1), 11-18 (2006).
- Wei, S., et al. Apolipoprotein E-deficient rats develop atherosclerotic plaques in partially ligated carotid arteries. Atherosclerosis. 243 (2), 589-592 (2015).
- Zhao, Y., et al. Hyperlipidemia induces typical atherosclerosis development in Ldlr and Apoe deficient rats. Atherosclerosis. 271, 26-35 (2018).
- Ekuni, D., et al. Occlusal disharmony accelerates the initiation of atherosclerosis in apoE knockout rats. Lipids in Health and Disease. 13 (144), 13(2014).
- Bhattacharya, D., Van Meir, E. G. A simple genotyping method to detect small CRISPR-Cas9 induced indels by agarose gel electrophoresis. Scientific Reports. 9 (1), 39950(2019).
- Malik, N., et al. Intravascular stents: a new technique for tissue processing for histology, immunohistochemistry, and transmission electron microscopy. Heart. 80 (5), 509-516 (1998).
- Kumar, A. H., McCauley, S. D., Hynes, B. G., O'Dea, J., Caplice, N. M. Improved protocol for processing stented porcine coronary arteries for immunostaining. Journal of Molecular Histology. 42 (2), 187-193 (2011).
- Jiang, Z., et al. A novel vein graft model: adaptation to differential flow environments. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 286 (1), 18(2004).
- Cornelissen, A., et al. Apolipoprotein E deficient rats generated via zinc-finger nucleases exhibit pronounced in-stent restenosis. Scientific Reports. 9 (1), 54541(2019).
- Ritskes-Hoitinga, M. G. T., Jensen, T. L., Mikkelsen, L. F. The Laboratory Mouse (Second Edition). , Elsevier Academic Press. Chapter 4.3 567-599 (2012).
- Rune, I., et al. Long-term Western diet fed apolipoprotein E-deficient rats exhibit only modest early atherosclerotic characteristics. Scientific Reports. 8 (1), 23835(2018).
- Daemen, J., et al. Early and late coronary stent thrombosis of sirolimus-eluting and paclitaxel-eluting stents in routine clinical practice: data from a large two-institutional cohort study. Lancet. 369 (9562), 667-678 (2007).
- Cornelissen, A., Vogt, F. J. The effects of stenting on coronary endothelium from a molecular biological view: Time for improvement. Journal of Cellular and Molecular Medicine. 23 (1), 39-46 (2019).
- Mori, H., et al. Pathological mechanisms of left main stent failure. International Journal of Cardiology. 263, 9-16 (2018).
- Wolinsky, H., Glagov, S. Comparison of abdominal and thoracic aortic medial structure in mammals. Deviation of man from the usual pattern. Circulation Research. 25 (6), 677-686 (1969).
- Lowe, H. C., James, B., Khachigian, L. M. A novel model of in-stent restenosis: rat aortic stenting. Heart. 91 (3), 393-395 (2005).
- Unthank, J. L., Nixon, J. C., Lash, J. M. Early adaptations in collateral and microvascular resistances after ligation of the rat femoral artery. Journal of Applied Physiology. 79 (1), 73-82 (1985).
- Nevzati, E., et al. Biodegradable Magnesium Stent Treatment of Saccular Aneurysms in a Rat Model - Introduction of the Surgical Technique. Journal of Visualized Experiments. (128), e56359(2017).
- Aquarius, R., Smits, D., Gounis, M. J., Leenders, W. P. J., de Vries, J. Flow diverter implantation in a rat model of sidewall aneurysm: a feasibility study. Journal of NeuroInterventional Surgery. 10 (1), 88-92 (2018).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
